Guides techniques Inibap 3 IPGRI In te rn at ion al Pla nt Gen etic Resources Institute Evaluation de la résistance des bananiers aux cercosporioses et à la fusariose Gisella Orjeda en collaboration avec les groupes de travail de PROMUSA sur la fusariose et les cercosporioses CTA PROMUSA A G l o b a l P r o g r a m m e f o r M u s a I m p r o v e m e n t La mission du Réseau international pour l’amélioration de la banane et la banane plantain est d’accroître la production et la stabilité de la banane et de la banane plantain de consommation locale au profit des petits producteurs. L’INIBAP a quatre objectifs principaux : • organiser et coordonner l’effort global de recherche sur la banane et la banane plantain pour le développe- ment, l’évaluation et la dissémination de matériel génétique de Musa amélioré et la conservation et l’utilisa- tion de la diversité génétique des Musa ; • promouvoir et renforcer les efforts régionaux pour résoudre les problèmes spécifiques à chaque région et aider les programmes nationaux à participer et bénéficier de l’effort global de recherche ; • renforcer la capacité des SNRA à conduire des recherches sur les bananes et les bananes plantain ; • coordonner, faciliter et appuyer la production, la collecte et l’échange d’information et de documentation sur la banane et la banane plantain. Depuis mai 1994, l’INIBAP est un programme de l’Institut international des ressources phytogénétiques (IPGRI). L’Institut international des ressources phytogénétiques (IPGRI) est un organisme scientifique autonome à caractère international fonctionnant sous l’égide du Groupe consultatif pour la recherche agricole internatio- nale (GCIAR). Le mandat de l’IPGRI consiste à promouvoir la conservation et l’utilisation des ressources phy- togénétiques au profit des générations actuelles et futures. Il fonctionne sur la base de trois programmes : (1) le programme des ressources phytogénétiques, (2) le programme des ressources génétiques du GCIAR (3) et le Réseau international pour l’amélioration de la banane et de la banane plantain (INIBAP). Le statut international a été conféré à l’IPGRI au titre d’un accord d’établissement signé en janvier 1998 par les gouvernement des pays suivants: Algérie, Australie, Belgique, Bénin, Bolivie, Brésil, Burkina Faso, Cameroun, Chili, Chine, Congo, Costa Rica, Côte d’Ivoire, Chypre, Danemark, Egypte, Equateur, Grèce, Guinée, Hongrie, Inde, Indonésie, Iran, Israël, Italie, Jordanie, Kenya, Malaisie, Maroc, Mauritanie, Ouganda, Pakistan, Panama, Pérou, Pologne, Portugal, République Tchèque, République Slovaque, Roumanie, Russie, Sénégal, Soudan, Suisse, Syrie, Tunisie, Turquie, et Ukraine.Pour mener à bien son programme de recherche, l’IPGRI reçoit une aide financière des gouvernements des pays suivants: Afrique du Sud, Allemagne, Australie, Autriche, Belgique, Brésil, Bulgarie, Canada, Chine, Croatie, Chypre, Danemark, Espagne, Estonie, Etats Unis, Finlande, France, Grèce, Hongrie, Inde, Irlande, Islande, Israël, Italie, Japon, Lettonie, Lituanie, Luxembourg, Malte, Mexique, Monaco, Norvège, Pakistan, Pays Bas, Philippines, Pologne, Portugal, R.F. Yougoslavie (Serbie et Monténégro), République de Corée, République Tchèque, Roumanie, Royaume Uni, Slovaquie, Slovénie, Suède, Suisse, Thaïlande, Turquie et de la Banque asiatique de développement, de la FAO, de l’INTAS, de l’UNEP, du CFC, du CTA, du CRDI, du IFAD, du PNUD, de la Banque Internationale de Développement, de la Banque Mondiale et de l’Union Européenne. Le Centre technique de coopération agricole et rurale (CTA) a été créé en 1983 dans le cadre de la Convention de Lomé entre les Etats du groupe ACP (Afrique, Caraïbes, Pacifique) et l’Union européenne. Le CTA a pour mission de fournir des services qui améliorent l’accès des pays ACP à l’information pour le développement agricole et rural, et de renforcer les capacités de ces pays à produire, acquérir, échanger et exploiter l’information dans ce domaine. Les programmes du CTA sont articulés sur trois axes principaux : le renforcement des centres d’information ACP, l’encouragement des contacts et des échanges entre les acteurs du développement rural, et la fourniture d’information sur demande. Citation: Orjeda G. 1998. Evaluation de la résistance des bananiers aux cercosporioses et à la fusariose. INIBAP Guides techniques INIBAP 3. Institut international des ressources phytogénétiques, Rome, Italie ; Réseau inter- national pour l’amélioration de la banane et de la banane plantain, Montpellier, France ; Centre technique de coopération agricole et rurale (ACP-UE), Wageningen, Pays-Bas. INIBAP ISBN: 2-910810-27-5 © International Plant Genetic Resources Institute 1998 IPGRI Via delle Sette Chiese 142 00145 Rome Italie INIBAP Parc Scientifique Agropolis II 34397 Montpellier Cedex 5 France CTA Postbus 380 6700 AJ Wageningen Pays-Bas Remerciements Ces guides techniques sont une version révisée et élargie des guides techniques de la phase II du Programme international d’évaluation des Musa (IMTP) dont les bases ont été établies lors d’une réunion de spécialistes des cercosporioses orga- nisée par INIBAP-LACNET en Colombie en septembre 1992, et de spécialistes de la fusariose au cours d’une réunion organisée par INIBAP-ASPNET à Taiwan en décembre 1992. Les guides techniques de l’IMTP II ont été finalisés par les spé- cialistes des cercosporioses et de la fusariose et les améliorateurs qui ont partici- pé à la première conférence mondiale de l’IMTP (Honduras, 1994) et édités par David Jones. Des révisions et mise à jour ont été faites sur la base des recommandations et des conseils pratiques fournis par les responsables des sites IMTP II lors de la deuxième réunion mondiale de l’IMTP qui s’est tenue en Guadeloupe en mars 1997. La section relative aux cercosporioses a été réalisée grâce au concours actif des membres du groupe de travail sur les cercosporioses de PROMUSA. La section sur la fusariose a été préparée au cours d’une réunion des membres du groupe de travail sur la fusa- riose de PROMUSA qui s’est tenue à Tenerife en décembre 1997. L’INIBAP souhaite remercier ici tous les scientifiques qui ont apporté leur contri- bution à ces guides techniques. L’INIBAP remercie tout spécialement Inès van de Houwe qui a développé la sec- tion relative à la préparation du matériel végétal in vitro, Suzanne Sharrock qui a édité le texte original en anglais et Claudine Picq qui a assuré l’édition de la version française. 2 Evaluation de la résistance des bananiers aux cercosporioses et à la fusariose Photos de couverture : Haut : Symptômes de cercosporiose noire (Eric Fouré, CIRAD-FLHOR). Bas : Symptômes internes de fusariose (Zilton Cordeiro, EMBRAPA-CNPMF). Sommaire 1. Introduction 5 Comment obtenir du matériel végétal? 5 2. Préparation du matériel végétal 6 Cultures de tissus proliférantes 6 Multiplication 6 Régénération 7 Repiquage des vitroplants racinés 8 3. Evaluation de la résistance aux cercosporioses 10 Clones à évaluer pour la réaction aux cercosporioses 10 Cultivars de référence 10 3.1 Sites d’évaluation de la performance 10 3.2 Sites d’évaluation approfondie 14 4. Evaluation de la résistance à la fusariose 19 Clones à évaluer pour leur réaction à la fusariose 19 Cultivars de référence 19 4.1 Sites d’évaluation de la performance 19 4.2 Sites d’évaluation approfondie 24 Annexes 31 Annexe I. Stades de déroulement de la feuille de bananier 33 Annexe II. Symptômes de la cercosporiose noire 34 Annexe III. Symptômes de la cercosporiose jaune 35 Annexe IV. Notation de la sévérité de la cercosporiose et calculs 36 Annexe V. Fiches d’observation et structures de bases de données à utiliser pour la collecte et l’enregistrement des données agronomiques et d’environnement 38 Annexe VI. Fiches d’observation et structures de bases de données à utiliser pour la collecte et l’enregistrement des données concernant la résistance aux cercosporioses 43 Annexe VII. Fiches d’observation et structures de bases de données à utiliser pour la collecte et l’enregistrement des données concernant la résistance à la fusariose 49 Annexe VIII. Comment isoler des échantillons de fusariose pour procéder à l’analyse des groupes de compatibilité végétative (GCV)? 58 Références 60 Liste des collaborateurs 61 Guides techniques Inibap 3 3 1. Introduction Ci-après sont décrits les protocoles applicables pour évaluer la résistance aux cer- cosporioses et à la fusariose. Il existe, pour chacune de ces maladies, deux proto- coles correspondant à des niveaux d’évaluation différents. Ces protocoles ont été établis avec pour double objectif de répondre à la demande d’un nombre croissant de programmes nationaux désireux d’évaluer le matériel génétique dans leurs conditions locales, et de procéder, dans un nombre limité de sites, à des recherches plus approfondies sur les agents pathogènes et leurs hôtes. Ces deux types d’éva- luation sont les suivants : 1) évaluations de la performance - on se sert d’un protocole d’évaluation simplifié pour recueillir des données sur la performance des cultivars/hybrides dans les conditions locales, ainsi que des informations de base sur la résistance/tolérance à la maladie. 2) évaluations approfondies - des évaluations plus approfondies de la résistance à la maladie sont effectuées dans un plus petit nombre de sites. Dans le cadre de ces essais, on crible de nouveaux hybrides améliorés et, à la demande de pro- grammes d’amélioration, des lignées parentales améliorées. Dans ces sites, on peut également faire des recherches fondamentales sur l’agent pathogène et sur sa relation avec son hôte. Ce guide technique a été élaboré par les groupes de travail sur les cercosporioses et la fusariose de PROMUSA et par le personnel de l’INIBAP. Il a pour objectif d’ai- der les chercheurs à : • concevoir un dispositif expérimental, • choisir un site expérimental approprié, • infecter ce site artificiellement en cas d’infection naturelle insuffisante (unique- ment pour la fusariose), • produire des plantules à partir de cultures de tissus proliférantes, • repiquer les vitroplants racinés, • acclimater les plants et les transférer au champ, • évaluer la résistance/tolérance aux maladies et les caractères agronomiques des génotypes. COMMENT OBTENIR DU MATÉRIEL VÉGÉTAL ? Les génotypes peuvent être sélectionnés dans la liste de matériel indexé pour les virus établie par l’INIBAP. Pour en savoir plus, contacter l’INIBAP. Guides techniques Inibap 3 5 2. Préparation du matériel végétal Le Centre de transit de l’INIBAP fournit des clones de préférence sous forme de cul- tures de tissus proliférantes, qui sont envoyées à des laboratoires équipés pour la culture de tissus. Il incombe ensuite aux collaborateurs de produire des plantules pour les essais. Au cas où les collaborateurs ne disposent pas des installations requises pour la culture de tissus, les clones peuvent être fournis sous forme de vitroplants racinés. Dans l’un et l’autre cas, les plantules devront être repiquées dans des sacs en plastique ou des pots remplis de terreau pasteurisé ou de terreau de rempotage. CULTURES DE TISSUS PROLIFÉRANTES Le Centre de transit de l’INIBAP distribue des cultures de méristèmes proliférantes dans des tubes en polystyrène transparents et stériles à usage unique, fermés par un bouchon fileté. Ces cultures sont en milieu de multiplication semi-solide. A leur réception, elles doivent être repiquées le plus rapidement possible sur un milieu frais. On peut multiplier les cultures de méristèmes proliférantes et régénérer des plan- tules racinées (aptes à être transférées dans du terreau) par repiquage sur un milieu de croissance approprié. Si ce milieu contient une dose relativement élevée de cyto- kinine, il tendra à induire la formation de plusieurs pousses et bourgeons, tandis qu’un milieu sans cytokinine ou faiblement dosé en cytokinine induira le dévelop- pement de plants individuels. Le tableau 1 indique la composition du milieu utilisé par le Centre de transit de l’INIBAP pour la micropropagation des Musa. Note : lors de toutes les manipulations, on veillera à maintenir des conditions d’asepsie rigoureuses. MULTIPLICATION On obtient le nombre voulu de propagules proliférantes en procédant à plusieurs repiquages successifs du massif méristématique : • dévisser le bouchon du flacon de culture et en flamber l’orifice pendant quelques secondes ; • sortir le massif de pousses et de bourgeons du flacon avec précaution ; • subdiviser le massif en groupes de 2 à 3 micropousses et/ou bourgeons ; • éliminer les tissus de bulbe superflus et les tissus noircis. Couper la partie supé- rieure des pousses de façon à les ramener à une hauteur de 5-7 mm ; • repiquer chaque groupe de pousses et/ou bourgeons excisés sur un milieu de multiplication préstérilisé frais ; • faire incuber les cultures à une température de 28±2°C et sous une intensité lumi- neuse de 1000 à 3000 lux et une photopériode de 16 h ; • au bout de 4-6 semaines, lorsque de nouvelles pousses latérales et/ou bourgeons se sont développés, répéter la procédure. Note : la vitesse de multiplication dépend du génotype du cultivar et elle est influencée par la composi- tion du milieu (notamment sa concentration en cytokinine), la dimension de l’explant et l’âge de la culture. 6 Evaluation de la résistance des bananiers aux cercosporioses et à la fusariose RÉGÉNÉRATION Cette procédure a pour but de produire des plantules racinées individuelles qui pourront être repiquées dans du terreau : • dévisser le bouchon du flacon de culture et en flamber l’orifice pendant quelques secondes ; • sortir le massif de pousses et de bourgeons du flacon avec précaution ; • subdiviser les massifs proliférants en pousses individuelles ; • éliminer les tissus de bulbe superflus et les tissus noircis. Couper la partie supé- rieure des pousses de façon à les ramener à une hauteur de 10 mm; • placer chaque pousse ainsi coupée sur un milieu de régénération préstérilisé frais, de nature à induire l’élongation de la tige et à favoriser la croissance racinaire ; Guides techniques Inibap 3 7 Tableau 1. Composition du milieu de Murashige et Skoog modifié utilisé par le Centre de transit de l’INIBAP pour la multiplication in vitro des bananiers et bananiers plantain. mg/l Macro-éléments NH4NO3 1 650 KNO3 1 900 CACl2.2H2O 440 MgSO4.7H2O 370 KH2HPO4 400 Micro-éléments H3BO3 6,18 MnSO4.H2O 16,90 ZnSO4.7H2O 8,60 Kl 0,83 Na2MoO4.2H2O 0,24 CoCl2.6H2O 0,024 CuSO4.5H2O 0,025 Fer FeSO4.7H2O 27,80 Na2.EDTA.2H2O 37,22 Vitamines Glycine 2,0 Chlorhydrate de thiamine 0,1 Acide nicotinique 0,5 Chlorhydrate de pyridoxine 0,5 Antioxydant Acide ascorbique 10,0 Source de carbone Saccharose 30000 Agent gélifiant Gelrite® 2 000 ou agar 8 000 Régulateurs de croissance N6-benzylaminopurine 2,25* 0,225** Acide indole-3-acétique 0,175 Ajuster le pH du milieu à 5,8 avant de le passer à l’autoclave. * pour multiplication ** pour régénération • placer les cultures à la température ambiante (28±2°C) avec un cycle de 12- 16 heures de lumière. Une forte intensité lumineuse (entre 5 000 et 10000 lux) est recommandée ; • si de nouvelles pousses latérales ou des bourgeons se développent, procéder à des repiquages jusqu’à obtenir des pousses racinées individuelles ; • maintenir les pousses racinées en culture pendant 4-6 semaines ; • lorsque les vitroplants atteignent 5-10 cm de haut et qu’ils ont au moins quatre feuilles et un système racinaire bien développé, ils sont prêts à être transférés dans du terreau. REPIQUAGE DES VITROPLANTS RACINÉS Les vitroplants racinés sont distribués sous forme de cultures stériles placées en milieu d’acclimatation dans des Cultu saks® étanches à l’eau. Les plantules qui ont atteint 5-10 cm de haut et ont des racines bien développées sont prêtes à être transférées dans des pots. Si les plantules sont plus petites ou s’il n’est pas possible de les repiquer immédiatement, il est recommandé de maintenir les Cultu saks® en position verticale sous une lumière suffisamment abondante (mais pas sous la lumière solaire directe), à une température de 20 à 30°C. Dans ces conditions, les plantules pourront être conservées pendant plusieurs semaines. Le repiquage des plantules racinées dans du terreau doit être effectué avec soin. Procéder comme suit ou selon toute autre méthode éprouvée : • ouvrir chaque Cultu sak® en le découpant verticalement, • sortir la plantule avec précaution du Cultu sak® en la prenant par la base à l’aide d’une pince à extrémités émoussées. Placer la plantule dans la paume de la main, • afin d’enlever le milieu de culture adhérant aux racines et aux feuilles, plonger la plantule dans un récipient (seau) d’eau et l’agiter doucement. Veiller à ne pas endommager la tige et le système racinaire, • repiquer la plantule dans un pot ou sac en plastique (15 cm de diamètre) rempli d’un mélange pasteurisé de tourbe et de sable (30 : 70) dont la couche supérieure de 2-3 cm aura été tamisée. Les racines supérieures doivent être recouvertes par 2-3 cm de terreau, • arroser les plantules immédiatement après le repiquage, • maintenir les plantules sous forte humidité : – il est possible de construire une enceinte humide de manière simple en entou- rant un cadre en bois d’une couche de plastique transparent solide. On place l’enceinte humide (mesurant environ 40-60 cm de haut) sur les pots dans un espace ombragé où la température est maintenue à 25-32°C. – on maintient l’humidité à l’intérieur de l’enceinte en procédant régulièrement à des nébulisations pour saturer l’air. Afin de minimiser l’accumulation de cha- leur à l’intérieur de l’enceinte, on ménage à la base de celle-ci une ouverture de 2-3 cm qui permet à l’air de circuler. – pendant la première semaine après le repiquage, faire deux nébulisations par jour par saturer l’atmosphère à l’intérieur de l’enceinte. Ces nébulisations sont indispensables, car une humidité relative trop faible pourrait aisément 8 Evaluation de la résistance des bananiers aux cercosporioses et à la fusariose détruire les plantules à ce stade. Arroser les plantules une fois par jour avec un peu d’eau du robinet. – à partir d’une semaine après le repiquage, nébuliser l’enceinte et les plantules une seule fois par jour. • un mois après le repiquage, retirer les plantules de l’enceinte humide, • placer les plantules en pépinière sur un plan élevé (jamais directement sur le sol) à l’ombre jusqu’à ce qu’elles atteignent environ 30 cm de haut (2-3 mois), avant de les transférer dans le champ, • il peut s’avérer nécessaire de repiquer les plantules dans des pots plus grands, • transférer les plants dans le champ pendant la saison humide, mais pas plus tard que six semaines avant le début de la saison sèche. Guides techniques Inibap 3 9 3. Evaluation de la résistance aux cercosporioses CLONES À ÉVALUER POUR LA RÉACTION AUX CERCOSPORIOSES Les génotypes peuvent être sélectionnés dans la liste de matériel indexé pour les virus établie par l’INIBAP. Cultivars de référence Yangambi Km 5 hautement résistant ITC1123 Pisang Ceylan résistant ITC0650 Grande Naine sensible ITC0180 Cultivar local Cultivar standard local à sélectionner par le responsable de chaque site expérimental aux fins de comparaison des réactions 3.1 Sites d’évaluation de la performance Objectif Il s’agit de déterminer la performance de matériel génétique introduit dans des sites infectés par la cercosporiose (jaune ou noire), dans les conditions locales et avec les méthodes de gestion locales. On se sert d’un protocole d’évaluation simple pour recueillir des données sur la résistance/tolérance aux cercosporioses, qui seront ensuite communiquées aux sélectionneurs et aux pathologistes. Simultanément, on enregistre des informations agronomiques de base qui seront utiles aux vulgarisa- teurs et aux producteurs locaux. Implantation des parcelles et choix d’un site approprié Les parcelles expérimentales doivent être implantées dans des zones où la pression de l’agent pathogène est suffisante. Le site d’évaluation doit être localisé dans le champ d’un producteur et géré avec les méthodes culturales locales. Des parcelles de clones sensibles sont intercalées entre les parcelles contenant les clones à évaluer. On peut se servir à cet effet de clones locaux sensibles. Un exemple de dispositif expérimental est présenté à la figure 1. Dispositif expérimental Lorsque les plants atteignent 0,3-0,5 m de haut, on les transfère dans les parcelles expérimentales. Les dispositifs expérimentaux utilisables sont décrits ci-dessous, le choix dépendant des caractéristiques du site. Si possible, il est préférable d’utiliser un dispositif en blocs de Fisher. Mais quel que soit le dispositif choisi, la densité de peuplement ne doit pas excéder 2000 plants par hectare. Dispositif en randomisation totale On utilise un dispositif en randomisation totale lorsqu’il n’y a pas de source de variation identifiable dans le site d’évaluation, c’est-à-dire lorsque le type de sol, la pente, la date de plantation, etc. sont uniformes. Il s’agit d’un dispositif très perfor- mant, qui permet de procéder à une analyse statistique même lorsqu’il y a un nombre différent d’unités expérimentales pour chaque traitement. 10 Evaluation de la résistance aux cercosporioses Il est recommandé d’utiliser un espacement de 2 m x 2,5 m. Toutefois, on pourra espacer les plants différemment si cela doit faciliter l’application des méthodes de gestion usuelles de l’institut ou du producteur. Plan de l’essai Huit à dix répétitions par traitement. Le site expérimental doit être entouré d’une rangée de plants de bordure. Les plants seront disposés en quinconce (des plants sensibles étant intercalés entre les clones à évaluer), comme le montre la figure 1. Dispositif en blocs de Fisher On se sert d’un dispositif en blocs de Fisher lorsqu’il y a une source identifiable de variation et que les unités expérimentales peuvent être regroupées de maniè- re significative. Les unités regroupées au sein d’un bloc doivent être le plus homogènes possible, afin que les différences observées soient essentiellement dues aux traitements (dans le cas présent, aux génotypes). La source de variation (pente, gradient du pH, date de plantation, etc.) doit être identifiable et les blocs doivent être disposés en tenant compte de cette variation. Les blocs, également appelés répétitions, doivent se composer d’un groupe de parcelles formant presque un carré. Plan de l’essai Mettre en place trois à quatre blocs ou répétitions. Tous les génotypes doivent être répartis au hasard dans les parcelles de chaque bloc. Chaque parcelle contiendra trois à six plants. Le nombre de blocs et de plants par parcelle dépendra de la super- ficie de terrain et du personnel disponibles. Le plan de l’essai est représenté à la figure 2. Pour toute information complémentaire ou pour des conseils sur le dispositif expérimental, contacter le coordinateur de l’IMTP à l’INIBAP. Pratiques agronomiques et durée de l’essai Dans la mesure du possible, on applique des méthodes de fertilisation et d’irriga- tion optimales. L’utilisation de tout fongicide est à exclure. Dans les zones où cette pratique est usuelle, on fait un œilletonnage tous les trois mois selon les méthodes locales, pour ne laisser en place que le rejet “successeur”. Pendant la phase actuelle de l’IMTP, les essais s’étendent sur deux cycles. Evaluation de la maladie On n’enregistre que deux variables : la plus jeune feuille tachée (PJFT) à la floraison (Vakili 1968) et le nombre de feuilles érigées (NFE) à la floraison. Ces deux variables doivent être enregistrées pour chaque plant. On attribue à chaque plant un numéro d’identification spécifique qui facilitera le suivi. Ce numéro, qui peut être tout nombre entier allant de 1 au nombre total de plants évalués, est assigné de manière corrélative. Pour l’enregistrement des données, on se sert comme modèle de la fiche d’observation 4, annexe VI. On note également le numéro du bloc ou répétition. Ce système permet d’utiliser des sous-échantillons pour l’analyse des données, ce qui offre une meilleure précision. Guides techniques Inibap 3 11 12 Evaluation de la résistance aux cercosporioses m m m m m m m m m m m m m m n n m n n m n n m n n m m n n m n n m n n m n n m … m n n m n n m n n m n n m m m m m m m m m m m m m m … m n n m n n m n n m n n m m n n m n n m n n m n n m … m n n m n n m n n m n n m m m m m m m m m m m m m m m m m m m m m n n m n n m n n m n n … m n n m n n m m m m m m … m n n m n n m n n m n n … m n n m n n m m m m m m m n n n n n n n n 2,5 m 3,0 m m m m m m m m m m m m m n m n m n m n m n m m n m n m n m n m m n m n m n m n m m n m n m n m n m n m n m m n m n m n m n m m m n m n n n n n n n n 2,0 m 2,5 m . . . . . . Figure 1. Dispositif en randomisation totale pour l’évaluation des cercosporioses Figure 2. Dispositif en bloc de Fisher pour l’évaluation des cercosposrioses Clone sensible Génotypes évalués Plant de bordure Génotypes différents Bloc I Bloc II Les deux variables enregistrées permettent de calculer l’indice de feuilles non tachées (IFNT) (Ortiz et al. 1997) à l’aide de l’équation suivante : IFNT = 100 * (PJFT - 1) NFE où : PJFT = plus jeune feuille tachée NFE = nombre de feuilles érigées IFNT = indice de feuilles non tachées. Définitions Plus jeune feuille tachée (PJFT) : première feuille présentant au moins 10 taches à centre nécrotique desséché. Nombre de feuilles érigées (NFE) : nombre de feuilles, en comptant de haut en bas à partir de la plus jeune feuille (située au sommet du plant, non déroulée). Ne pas compter les feuilles dont le pétiole est cassé. Compter toutes les autres feuilles, quelle que soit leur couleur ou la couleur de leur pétiole. Indice de feuilles non tachées (IFNT) : proportion de feuilles qui sont érigées et ne présentent pas de symptômes typiques du stade avancé de la cercosporiose noire (tache noire à centre nécrotique). Cet indice permet d’estimer la surface foliaire photosynthétisante avant le remplissage des fruits et de mesurer la résistance du cultivar à la cercosporiose. Il permet également de corriger les écarts dans le nombre de feuilles produites par les différents types de bananiers et bananiers plantain. Données agronomiques Les données agronomiques suivantes doivent être enregistrées pour tous les plants (INIBAP-IPGRI/CIRAD 1996). Pour enregistrer ces données, utiliser la fiche d’observation 1 incluse à l’annexe V, ainsi que la structure de base de données cor- respondante. • Date de plantation • Nombre de jours de la plantation à l’émission de l’inflorescence (j) calculé en jours à partir des dates de plantation et d’émergence du régime. • Durée du premier cycle (j) calculé en jours à partir des dates de plantation et de récolte. • Hauteur du pseudotronc à l’émergence du régime (cm) distance en cm depuis le sol jusqu’à l’angle entre la hampe et la feuille placée immédiatement au-dessus du régime. • Circonférence du pseudotronc à la récolte (cm) mesurée à 1m de hauteur à partir de la base du pseudotronc • Hauteur du rejet “successeur” à l’émergence du régime (cm) distance en cm depuis le sol jusqu’au point de jonction entre la plus jeune feuille du rejet “successeur” et la feuille suivante au moment où le régime du pied mère émer- ge. Tous les rejets autres que le “successeur” doivent être éliminés à leur apparition. Guides techniques Inibap 3 13 • Poids du régime (kg) couper la hampe du régime au-dessus de la première main au niveau du dernier coussinet et juste en dessous de la dernière main. • Nombre de mains présentes sur le régime à la récolte après avoir pesé chaque régime, couper les mains et enregistrer leur nombre. • Nombre de fruits à la récolte • Poids de chaque fruit (g) moyenne : peser toutes les mains de chaque régime et diviser le chiffre obtenu par le nombre de doigts précédemment compté. • Nombre de feuilles fonctionnelles à la floraison Les feuilles fonctionnelles sont celles qui ont une activité photosynthétique. On considère qu’une feuille est fonctionnelle quand elle a plus de 50 % de surface verte. • Nombre de feuilles fonctionnelles à la récolte Données environnementales Obtenir chaque semaine les données suivantes de la station météorologique la plus proche. Pour enregistrer ces données, utiliser la fiche d’observation 3 incluse à l’an- nexe V. • pluviométrie • température maximale • température minimale • température moyenne • humidité relative maximale • humidité relative minimale • humidité relative moyenne • nombre de jours de pluie • nombre d’heures pendant lesquelles l’humidité moyenne a été égale ou supé- rieure à 90 %. 3.2 Sites d’évaluation approfondie Objectif Il s’agit d’évaluer de façon approfondie de nouveaux hybrides améliorés et (à la demande de programmes d’amélioration) des lignées parentales améliorées, afin de déterminer leur résistance/tolérance aux cercosporiose noire et jaune. Ces sites peuvent également être utilisés pour des études visant à élucider des aspects fondamentaux de l’agent pathogène, de la maladie et de l’hôte : par exemple, études épidémiologiques sur les populations pathogènes, études sur les relations hôte-pathogène pour les différentes races de l’agent pathogène, études sur l’adaptabilité et la productivité. Les lignes directrices suivantes s’appliquent spécifiquement à l’évaluation de la résistance/tolérance, de l’adaptabilité et de la productivité. 14 Evaluation de la résistance aux cercosporioses Implantation des parcelles et choix d’un site approprié Les parcelles expérimentales doivent être implantées dans des zones où la pression de l’agent pathogène est suffisante. Des parcelles de clones sensibles sont intercalées entre les parcelles contenant les clones à évaluer. On peut se servir à cet effet de clones locaux sensibles. Dispositif expérimental On utilise un dispositif en blocs de Fisher comportant quatre à six plants par par- celle et cinq blocs. Les parcelles sont randomisées au sein de chacun des cinq blocs. Un exemple de dispositif expérimental est présenté à la figure 2. La disposition en blocs doit permettre de minimiser les variations prévisibles (par exemple, variations du pH du sol). L’espacement est de 2,5 m entre les plants de chaque ligne et de 3 m entre deux lignes. Pratiques agronomiques • Appliquer les pratiques agronomiques usuelles du SNRA ou de l’institut, • Appliquer toutes les pratiques agronomiques uniformément sur l’ensemble du site expérimental, • Toute mesure de lutte contre les cercosporioses est à exclure, • Faire les essais sur le pied mère et sur le premier rejet. Données enregistrées Les données devant être enregistrées sont résumées ci-dessous pour chaque stade de développement de la plante. On trouvera plus loin des lignes directrices détaillées et des fiches d’observation. Plantation • date de plantation, • nom de l’observateur. Phase de croissance (de trois mois après la plantation jusqu’à l’émission de l’inflorescence • temps de développement de la maladie, • plus jeune feuille tachée, • rythme d’émission foliaire, • sévérité de la maladie (six mois après la plantation). Emission de l’inflorescence • sévérité de la maladie, • nombre de jours de la plantation à l’émission de l’inflorescence (j), • hauteur du pseudotronc à l’émission de l’inflorescence (émergence du régime) (cm), • hauteur du rejet “successeur” à l’émission de l’inflorescence (cm). De l’émission de l’inflorescence au stade de récolte • plus jeune feuille tachée. Récolte • sévérité de la maladie, • nombre de jours de la plantation à la récolte (j), Guides techniques Inibap 3 15 • circonférence du pseudotronc à la récolte (cm), • poids du régime (kg), • nombre de mains présentes sur le régime à la récolte, • nombre de fruits sur le régime à la récolte, • poids de chaque fruit (g). Facteurs environnementaux • données environnementales. Facteurs de gestion • pratiques agronomiques. Détails sur les données enregistrées Généralités Pour pouvoir évaluer la résistance aux cercosporioses, il faut savoir reconnaître les stades de déroulement de la feuille (stades cigare) et les stades de développement des symptômes. Ces stades sont expliqués aux annexes I, II et III. L’enregistrement des données permettant d’évaluer la résistance doit commencer trois mois après la date de plantation. On enregistre ces données pour tous les plants évalués, excepté les plants surnuméraires placés aux extrémités des lignes. On doit également enre- gistrer les caractères agronomiques à l’émission de l’inflorescence et à la récolte. Ce sont là des pratiques courantes qui ne posent pas de problèmes d’application. Enfin, il est nécessaire de suivre les conditions climatiques dans la station météorologique la plus proche du site expérimental. Ces données seront enregistrées chaque jour le plus tôt possible et toujours à la même heure. On pourra se servir des fiches d’ob- servation et des structures de bases de données fournies aux annexes V et VI. Temps de développement de la maladie (TDM) Définition Le TDM est le nombre de jours entre le moment où un cigare atteint le stade B de Brun et l’apparition d’au moins 10 lésions nécrotiques matures distinctes sur cette feuille. • Le stade B de Brun est un stade de déroulement de la feuille de bananier (voir annexe I). • Une lésion mature de cercosporiose noire correspond au stade 6 de Fouré (voir annexe II). • Une lésion mature de cercosporiose jaune correspond au stade 6 (“ tache troisiè- me stade”) de Meredith (voir annexe III). On se servira de la fiche d’observation 5, annexe VI pour enregistrer le TDM. On doit utiliser une fiche différente pour chacun des plants évalués et conserver la même fiche tout au long du cycle. Procédure • Inspecter les plants une fois par semaine. Repérer les plants ayant un cigare proche du stade B de Brun et marquer (au feutre noir indélébile ou à l’aide d’un ruban de couleur ou d’une étiquette) la date à laquelle on estime que la feuille a atteint le stade B de Brun. Reporter cette date sur la fiche d’observation. 16 Evaluation de la résistance aux cercosporioses • Inspecter une fois par semaine les feuilles ainsi marquées jusqu’au stade nécro- tique ultime de la maladie (stade 6) ou jusqu’à l’apparition d’une grande zone nécrotique présentant au moins 10 centres desséchés de couleur claire. Enregistrer la date. Si les lésions matures apparaissent entre deux inspections, estimer la date de leur apparition. Calculer le TDM en jours pour ces feuilles et le noter sur la fiche d’observation. • Répéter cette procédure hebdomadairement : repérer chaque semaine les plants ayant un cigare au stade B de Brun. Faire également des observations hebdoma- daires pour détecter les feuilles sur lesquelles 10 lésions matures sont apparues. Plus jeune feuille tachée (PJFT) Définition En comptant de haut en bas, il s’agit de la première feuille entièrement déployée qui présente au moins 10 lésions nécrotiques matures distinctes ou une grande zone nécrotique contenant au moins 10 centres desséchés de couleur claire. Procédure • Enregistrer cette donnée pour chacune des feuilles utilisées pour évaluer le TDM (voir ci-dessus). Après l’émission de l’inflorescence, lorsque le plant ne produit plus de feuilles, on enregistre la PJFT chaque semaine jusqu’à la récolte sur la fiche d’observation 5, annexe VI. Rythme d’émission foliaire (REF) Définition Le REF, qui correspond au “nombre de feuilles émises par semaine”, est normale- ment inférieur à 1. Procédure • Le REF doit être calculé régulièrement (au moins une fois par mois) pour chaque plant évalué et chaque plant de référence, de trois mois après la date de planta- tion jusqu’à l’émergence du régime (émission de l’inflorescence). • On peut calculer le REF à partir du TDM. Sur chaque plant, compter le nombre de feuilles émises entre les feuilles marquées au stade B de Brun et diviser ce chiffre par le nombre de semaines entre les observations. Noter le résultat sur la fiche d’observation 5, annexe VI. Sévérité de la maladie Définition La sévérité de la maladie est la quantité de surface foliaire infectée par l’agent de la cercosporiose. Elle peut être exprimée en pourcentage ou en stades de la maladie. Procédure • Evaluer la sévérité de l’infection foliaire à l’aide de la modification de Gauhl du système de notation de Stover (voir annexe IV). • Enregistrer, pour chaque feuille de chaque plant évalué, le pourcentage de surfa- ce foliaire infectée par l’agent de la cercosporiose en l’exprimant en stades de la maladie (voir annexe IV). Guides techniques Inibap 3 17 • Ces données doivent être enregistrées : – six mois après la plantation, – à l’émergence du régime (émission de l’inflorescence), – à la récolte. • Les données ne sont enregistrées que sur les feuilles érigées. Après enregistrement de la sévérité de la cercosporiose, calculer l’indice d’in- fection pour chaque plant évalué à l’aide de la formule figurant à l’annexe IV. On se servira de la fiche d’observation 6, annexe VI pour l’enregistrement des données. Caractères agronomiques Voir en page 13 la liste complète des variables à évaluer. Pour enregistrer ces don- nées, utiliser la fiche d’observation 1 incluse à l’annexe V. Ratio cercosporiose noire/cercosporiose jaune • Prélever des échantillons de feuilles sur chaque accession six mois après la plan- tation et les examiner afin de déterminer le ratio de lésions de cercosporiose noire et de cercosporiose jaune. • Dans la plupart des sites, un seul agent pathogène sera présent. Néanmoins, les deux types de cercosporiose peuvent coexister dans certains sites. • Le ratio cercosporiose noire/cercosporiose jaune est exprimé en pourcentage. Remarque : Il n’est pas toujours très facile sur le terrain et sur une même feuille de différencier les symptômes des cercosporioses jaune et noire. Bien que la situa- tion actuelle ne soit pas très stable et puisse évoluer dans les prochains mois (cf. zone Caraïbes), il serait préférable lors de la phase d’initiation du projet de choisir des situations bien définies. Il sera par ailleurs difficile en cas de mélange des deux pathogènes de comparer les résultats obtenus sur ce site avec ceux des autres sites d’évaluation. Données environnementales • Enregistrer les données environnementales dans la station météorologique la plus proche du site expérimental. Lorsque les essais sont effectués sur les parcelles d’institutions de recherche, celles-ci ont souvent leur propre station météorologique. • Suivre les fluctuations journalières de température et d’humidité. La pluviomé- trie peut être calculée hebdomadairement s’il n’est pas possible de la suivre quo- tidiennement. • Enregistrer les données depuis la date de plantation jusqu’à la récolte. • Analyser le sol du site expérimental. • Si possible, établir un graphique des tendances climatiques à long terme, indi- quant les fluctuations annuelles de température et de pluviométrie. • Pour enregistrer ces données, utiliser la fiche d’observation 3 incluse à l’annexe V. Voir en page 14 la liste complète des variables. Pratiques agronomiques • Enregistrer les détails des méthodes de fertilisation, de lutte contre les néma- todes/charançons et d’irrigation/drainage. 18 Evaluation de la résistance aux cercosporioses 4. Evaluation de la résistance à la fusariose CLONES À ÉVALUER POUR LEUR RÉACTION À LA FUSARIOSE Les génotypes peuvent être sélectionnés dans la liste de matériel indexé pour les virus établie par l’INIBAP. Cultivars de référence Gros Michel (AAA) Sensible à la race 1 ITC1122 Bluggoe (ABB) Sensible à la race 2 ITC0643 Cavendish (AAA) cv. Williams ou Sensible à la race 4 ITC0365 cv. Grande Naine cv. Rose Résistant ITC0712 Cultivar local Cultivar standard local à sélectionner (si ce n’est pas un Cavendish) par le responsable de chaque site expérimental 4.1 Sites d’évaluation de la performance Objectif Il s’agit de déterminer la performance de matériel génétique introduit dans des sites infectés par la fusariose, dans les conditions locales et avec les méthodes de gestion locales. On se sert d’un protocole d’évaluation simple pour recueillir des données sur la résistance/tolérance à la fusariose, lesquelles données seront ensuite commu- niquées aux sélectionneurs et aux pathologistes. Simultanément, on enregistre des informations agronomiques de base qui seront utiles aux vulgarisateurs et aux pro- ducteurs locaux. Implantation des parcelles et choix d’un site approprié Pour pouvoir évaluer valablement la résistance du matériel génétique à la fusario- se, il est indispensable que le site soit localisé dans une zone où l’on sait que la pres- sion de la fusariose est suffisante. Si possible, le site d’évaluation sera localisé dans le champ d’un producteur et géré avec les méthodes culturales locales. Avant d’éta- blir l’essai, il convient de déterminer l’identité de la souche spécifique de Fusarium oxysporum f. sp. cubense (Foc) présente dans le site. Si celle-ci n’est pas connue, il faudra prélever des échantillons sur des plants de bananier poussant dans le site et les envoyer pour analyse à un laboratoire reconnu. Des détails sur les modalités d’envoi des échantillons à analyser sont donnés à l’annexe VIII. Le site doit être infecté uniformément par une seule souche de Foc. Si possible, on cultivera un clone présentant une large sensibilité (comme Gros Michel, Silk ou la variété sen- sible locale) dans le site pendant une saison avant d’établir l’essai. Au moment de la récolte, on réduira ces plants en débris pour les enfouir dans le sol. Avant de planter l’essai, on labourera le site en profondeur afin de répartir uniformément l’inoculum. On veillera à ne pas infecter le site avec plus d’une souche de Foc. Pour éviter une contamination par d’autres souches, il est recommandé de ne pas intro- duire de plants infectés ou de sol en provenance d’autres sites. Guides techniques Inibap 3 19 Dans les sites qui n’ont pas encore été utilisés pour évaluer la résistance à la fusa- riose, il est fortement recommandé d’inclure dans l’essai les clones de référence standard universels (Gros Michel, Bluggoe et Cavendish cv. Williams ou Grande Naine) pour permettre d’établir des comparaisons. Dispositif expérimental Lorsque les plants atteignent 0,3-0,5 m de haut, on les transfère dans les parcelles expérimentales. Les dispositifs expérimentaux utilisables sont décrits ci-dessous, le choix dépendant des caractéristiques du site. Si possible, il est préférable d’utiliser un dispositif en blocs de Fisher. Mais quel que soit le dispositif choisi, la densité de peuplement ne doit pas excéder 2000 plants par hectare. Dispositif en randomisation totale On utilise un dispositif en randomisation totale lorsqu’il n’y a pas de source de variation identifiable dans le site d’évaluation, c’est-à-dire lorsque le type de sol, la pente, la date de plantation, etc. sont uniformes. Il s’agit d’un dispositif très perfor- mant, qui permet de procéder à une analyse statistique même lorsqu’il y a un nombre différent d’unités expérimentales pour chaque traitement. Il est recommandé d’utiliser un espacement de 2 m x 2,5 m. Toutefois, on pourra espacer les plants différemment si cela doit faciliter l’application des méthodes de gestion usuelles de l’institut ou du producteur. Plan de l’essai Vingt répétitions par traitement. Le site expérimental doit être entouré d’une rangée de plants de bordure. Le plan de l’essai est représenté à la figure 3. Dispositif en blocs de Fisher On se sert d’un dispositif en blocs de Fisher lorsqu’il y a une source identifiable de variation et que les unités expérimentales peuvent être regroupées de manière signifi- cative. Les unités regroupées au sein d’un bloc doivent être le plus homogènes pos- sible, afin que les différences observées soient essentiellement dues aux traitements (dans le cas présent, aux génotypes). La source de variation (pente, gradient du pH, date de plantation, etc.) doit être identifiable et les blocs doivent être disposés en 20 Evaluation de la résistance à la fusariose m m m m m m m m m m m m n n n n n n n n n m n n n n n n n n n m n n n n n n n m n n n n n n m n n n n n n m n n n n n m n m n m n m n n n n n n n n 2,0 m 2,5 m Figure 3. Dispositif en randomisation totale pour l’évaluation de la fusariose Plant de bordure Génotypes différents tenant compte de cette variation. Les blocs, également appelés répétitions, doivent se composer d’un groupe de parcelles formant presque un carré. Au sein de chaque bloc, les parcelles seront disposées en quinconce sur deux lignes, comme le montre la figu- re 4, afin de minimiser les effets de compétition entre les différents traitements (géno- types). Il doit y avoir au moins six plants par parcelle, mais les données ne seront enre- gistrées que sur les plants situés au centre, les deux plants extérieurs étant considérés comme des plants de bordure. Plan de l’essai Mettre en place cinq blocs ou répétitions. Tous les génotypes doivent être répartis au hasard dans les parcelles de chaque bloc. Le plan de l’essai est représenté à la figure 4. Pour toute information complémentaire ou pour des conseils sur le dispositif expérimental, contacter le coordinateur de l’IMTP à l’INIBAP. Guides techniques Inibap 3 21 m m m m m m m n n n n n n m n n n n n n m n n n n n n m n n n n m n n n n m n n n n m n n n n m n n n n m n n n n m m m n n n n n n n 2,0 m 1,5 m 3,5 m Figure 4. Dispositif en blocs de Fisher pour l’évaluation de la fusariose Bloc I Plant de bordure Génotypes différents Les blocs doivent être aussi carrés que possible afin de minimiser la variation. Pratiques agronomiques et durée des essais Appliquer les méthodes de fertilisation et d’irrigation locales. L’utilisation de tout fongicide est à exclure. Dans les zones où cette pratique est usuelle, on fait un œille- tonnage tous les trois mois selon les méthodes locales pour ne laisser en place que le rejet “successeur”. De même, on procède périodiquement à l’ablation des vieilles feuilles si cette pratique est usuelle dans le site expérimental. Faire les essais sur le pied mère et sur le premier rejet. Evaluation de la maladie A partir de trois mois après la plantation, on observe chaque mois l’apparition et le développement des symptômes sur les plants. Les plants manifestement infectés par la fusariose sont enregistrés sur la fiche d’observation 7 (annexe VII) et marqués. On se contentera ensuite d’observer si ces plants meurent ou produisent des fruits. On procédera à des inspections plus fréquentes (chaque semaine) à l’approche de la floraison afin de déterminer avec précision la date de celle-ci. Si les plants meurent avant de donner des fruits, il convient de procéder à un examen interne afin de véri- fier la présence de la maladie. S’ils donnent des fruits, on examine et on note les symptômes internes au moment de la récolte. Pour le pied mère, on n’évalue les symptômes internes que sur le pseudotronc. Pour ce faire, il convient de procéder comme suit : A la récolte, couper le plant à la base du pseudotronc. Pour déterminer jusqu’à quel point la décoloration vasculaire s’étend vers le haut du pseudotronc, découper des sections transversales de bas en haut et examiner les tissus internes de chaque section. Noter le point à partir duquel aucune décoloration n’est plus visible, ainsi que la distance de ce point jusqu’à la base du pseudotronc. Enregistrer les données sur la fiche d’observation 7. Pour le premier rejet, on évalue les symptômes à l’intérieur du pseudotronc et également, si possible, à l’intérieur du rhizome, selon la procédure indiquée pour les sites d’évaluation approfondie (voir page 27). Utiliser la fiche d’observation 11 si l’on décide d’enregistrer les données du rhizome. Données agronomiques Les données minimales suivantes (INIBAP-IPGRI/CIRAD 1996) doivent être enregistrées pour tous les plants sur les fiches d’observation 1 et 2. Si l’on a utili- sé un dispositif en randomisation totale, ne pas tenir compte de la colonne « n° du plant ». Si l’on a utilisé un dispositif en blocs de Fisher, se servir de la colonne « n° du plant » pour enregistrer des mesures individuelles pour chacun des plants de la parcelle. • Date de plantation • Nombre de jours de la plantation à l’émission de l’inflorescence (j) calculé en jours à partir des dates de plantation et d’émergence du régime. • Durée du cycle (j) calculé en jours à partir des dates de plantation et de récolte. • Hauteur du pseudotronc à l’émergence du régime (cm) 22 Evaluation de la résistance à la fusariose distance en cm depuis le sol jusqu’à l’angle entre la hampe et la feuille placée immédiatement au-dessus du régime. • Circonférence du pseudotronc à la récolte (cm) mesurée à 1m de hauteur à partir de la base du pseudotronc • Hauteur du rejet “successeur” à l’émergence du régime (cm) distance en cm depuis le sol jusqu’au point de jonction entre la plus jeune feuille du rejet “successeur” et la feuille suivante au moment où le régime du pied mère émerge. Tous les rejets autres que le “successeur” doivent être éliminés à leur apparition. • Poids du régime (kg) couper la hampe du régime au-dessus de la première main au niveau du dernier coussinet et juste en dessous de la dernière main. • Nombre de mains présentes sur le régime à la récolte après avoir pesé chaque régime, couper les mains et enregistrer leur nombre. • Nombre de fruits à la récolte • Caractéristiques des doigts (fiche d’observation 2, facultatif pour les sites d’éva- luation de la performance, fortement souhaitable pour les sites d’évaluation approfondie). Mesurer la longueur, le diamètre et le poids de chaque doigt sur la troisième et la septième main. Pour les variétés ayant un petit nombre de mains (plantains par exemple), prendre ces mesures sur la deuxième et l’avant-dernière main. • Poids de chaque fruit (g) établir une moyenne : peser toutes les mains de chaque régime et diviser le chiffre obtenu par le nombre de doigts précédemment compté. • Nombre de feuilles fonctionnelles à la floraison Les feuilles fonctionnelles sont celles qui ont une activité photosynthétique. On considère qu’une feuille est fonctionnelle quand elle a plus de 50 % de surface verte. • Nombre de feuilles fonctionnelles à la récolte Données environnementales Obtenir chaque semaine les données suivantes de la station météorologique la plus proche. Pour enregistrer ces données, utiliser la fiche d’information 3 figurant à l’annexe V. • pluviométrie • température maximale • température minimale • température moyenne • humidité relative maximale • humidité relative minimale • humidité relative moyenne • nombre de jours de pluie • nombre d’heures pendant lesquelles l’humidité moyenne a été égale ou supé- rieure à 90 % (si cette donnée est disponible). Guides techniques Inibap 3 23 4.2 Sites d’évaluation approfondie Objectif Il s’agit d’évaluer de façon approfondie de nouveaux hybrides améliorés et (à la demande de programmes d’amélioration) des lignées parentales améliorées, afin de déterminer leur résistance/tolérance à la fusariose. Ces sites peuvent également être utilisés pour des études visant à élucider des aspects fondamentaux de l’agent pathogène, de la maladie et de l’hôte : par exemple, études épidémiologiques sur les populations pathogènes, études sur les relations hôte-pathogène pour les différentes races de l’agent pathogène, études sur l’adaptabilité et la productivité. Les lignes directrices suivantes s’appliquent spécifiquement à l’évaluation de la résistance/tolérance, de l’adaptabilité et de la productivité. Implantation des parcelles Les parcelles expérimentales doivent être implantées dans un site où l’infection naturelle par l’agent de la fusariose (Fusarium oxysporum f. sp. cubense - Foc) est sévè- re. Déterminer les facteurs édaphiques tels que le type de sol et le pH du sol. Analyser également la teneur en éléments minéraux du sol et établir les antécédents culturaux. Si possible, accroître la quantité d’inoculum de Foc présente dans le site en plan- tant des cultivars de sensibilité appropriée avant la mise en place des essais. Pour ce faire, réduire des pseudotroncs et des rhizomes de plants malades en débris après la récolte et enfouir ces débris dans le sol. Avant d’établir les essais, labourer en pro- fondeur et herser le sol afin de répartir l’inoculum uniformément. Vérifier si des nématodes sont présents dans le sol et, en cas d’infestation sévère, appliquer un trai- tement pour réduire leurs populations. Planter en sillons étroits ou dans des bassins qu’on remplira de sol une fois les plants mis en place. Pour un bon établissement des plants, vérifier régulièrement que le sol demeure humide dans la rhizosphère. L’idéal est d’installer un système d’irrigation. Fertiliser le sol selon les recommandations locales ou selon les résultats de l’analyse pédologique afin de stimuler la croissance des plants dans les premiers stades de développement. Prendre les mesures requises, pendant l’établissement des plants, pour prévenir les dégâts de charançons. Dispositif expérimental Lorsque les plants atteignent 0,3-0,5 m de haut, on les transfère dans les parcelles expérimentales. Les dispositifs expérimentaux utilisables sont décrits ci-dessous, le choix dépendant des caractéristiques du site. Si possible, il est préférable d’utiliser un dispositif en blocs de Fisher. Mais quel que soit le dispositif choisi, la densité de peuplement ne doit pas excéder 2000 plants par hectare. Dispositif en randomisation totale On utilise un dispositif en randomisation totale lorsqu’il n’y a pas de source de varia- tion identifiable dans le site d’évaluation, c’est-à-dire lorsque le type de sol, la pente, la date de plantation, etc. sont uniformes. Il s’agit d’un dispositif très performant, qui 24 Evaluation de la résistance à la fusariose permet de procéder à une analyse statistique même lorsqu’il y a un nombre différent d’unités expérimentales pour chaque traitement. Il est recommandé d’utiliser un espacement de 2 m x 2,5 m. Toutefois, on pourra espacer les plants différemment si cela doit faciliter l’application des méthodes de gestion usuelles de l’institut ou du producteur. Plan de l’essai Vingt répétitions par traitement. Le site expérimental doit être entouré d’une rangée de plants de bordure. Le plan de l’essai est représenté à la figure 3 page 20. Dispositif en blocs de Fisher On se sert d’un dispositif en blocs de Fisher lorsqu’il y a une source identifiable de variation et que les unités expérimentales peuvent être regroupées de maniè- re significative. Les unités regroupées au sein d’un bloc doivent être le plus homogènes possible, afin que les différences observées soient essentiellement dues aux traitements (dans le cas présent, aux génotypes). La source de variation (pente, gradient du pH, date de plantation, etc.) doit être identifiable et les blocs doivent être disposés en tenant compte de cette variation. Les blocs, également appelés répétitions, doivent se composer d’un groupe de parcelles formant presque un carré. Au sein de chaque bloc, les parcelles seront disposées en quin- conce sur deux lignes, comme le montre la figure 4 (voir page 21), afin de mini- miser les effets de compétition entre les différents traitements (génotypes). Il doit y avoir au moins six plants par parcelle, mais les données ne seront enregistrées que sur les plants situés au centre, les deux plants extérieurs étant considérés comme des plants de bordure. Plan de l’essai Mettre en place cinq blocs ou répétitions. Tous les génotypes doivent être répartis au hasard dans les parcelles de chaque bloc. Le plan de l’essai est représenté à la figure 4. Pour toute information complémentaire ou pour des conseils sur le dispositif expérimen- tal, contacter le coordinateur de l’IMTP à l’INIBAP. Pratiques agronomiques et durée des essais • Appliquer les pratiques agronomiques usuelles du SNRA ou de l’institut. • Faire les essais sur le pied mère et sur le premier rejet. • Appliquer toutes les pratiques agronomiques uniformément sur l’ensemble du site expérimental. • Ne laisser se développer que le rejet “successeur”. Eliminer les autres rejets au fur et à mesure de leur apparition. • N’appliquer aucun traitement fongicide. Données enregistrées Les données devant être enregistrées sont résumées ci-dessous pour chaque stade de développement des plants. On trouvera plus loin des lignes directrices détaillées. Les Guides techniques Inibap 3 25 fiches d’observation servant à enregistrer ces données se trouvent à l’annexe VII. On utilisera : • la fiche 9 pour les symptômes externes, • la fiche 10 pour les symptômes à l’intérieur du pseudotronc, normalement enre- gistrés pour le pied mère et pour le premier rejet, • la fiche 11 pour les symptômes à l’intérieur du rhizome, enregistrés seulement pour le premier rejet, • les fiches 1 et 2 pour les caractères agronomiques et les caractéristiques des fruits et la fiche 3 pour les données environnementales. Plantation • date de plantation. Phase de croissance (de trois mois après la plantation jusqu’à la récolte) • sévérité de la maladie (symptômes externes), chaque mois jusqu’à la récolte. Emission de l’inflorescence • nombre de jours de la plantation à l’émission de l’inflorescence (j), • hauteur du plant à l’émission de l’inflorescence (émergence du régime) (cm), • hauteur du rejet “successeur” à l’émission de l’inflorescence (cm), • nombre de feuilles vivantes (fonctionnelles) à la floraison. Récolte • Sévérité de la maladie (symptômes internes), • nombre de jours de la plantation à la récolte (j), • circonférence du pseudotronc à la récolte (cm), • poids du régime (kg), • nombre de mains présentes sur le régime à la récolte, • nombre de fruits sur le régime à la récolte, • caractéristiques des doigts (fiche d’observation 2, annexe V), • poids de chaque fruit (g), • nombre de feuilles vivantes (fonctionnelles) à la récolte. Facteurs environnementaux Obtenir chaque semaine les données suivantes de la station météorologique la plus proche : • pluviométrie • température maximale • température minimale • température moyenne • humidité relative maximale • humidité relative minimale • humidité relative moyenne • nombre de jours de pluie • nombre d’heures pendant lesquelles l’humidité moyenne a été égale ou supé- rieure à 90 % (si ces données sont disponibles). 26 Evaluation de la résistance à la fusariose Facteurs de gestion • Enregistrer les détails des méthodes de fertilisation, de lutte contre les néma- todes/charançons et d’irrigation/drainage. Détails sur les données enregistrées Les observations mensuelles, effectuées de trois mois après la plantation jusqu’à la récolte, permettent d’évaluer la vitesse de développement de la maladie. On procé- dera à des inspections plus fréquentes (chaque semaine) à l’approche de la floraison afin de déterminer avec précision la date de celle-ci. Les symptômes externes appa- raissent entre la floraison et la récolte. Il faut également enregistrer les caractères agronomiques à l’émission de l’inflorescence et à la récolte. Ce sont là des pratiques courantes qui ne posent pas de problèmes d’application. Enfin, il est nécessaire de suivre les conditions climatiques dans la station météorologique la plus proche du site expérimental. Ces données seront enregistrées le plus tôt possible chaque jour à la même heure. On pourra se servir des fiches d’observation et des structures de bases de données fournies à l’annexe V pour les données agronomiques et environ- nementales et à l’annexe VII pour les données sur la maladie. Symptômes externes jaunissement du feuillage (JF) (1) symptômes absents (2) symptômes présents fissures dans la base du pseudotronc (FPT) (1) symptômes absents (2) symptômes présents changements chez les nouvelles feuilles (CNF) : (1) symptômes absents marges pâles et irrégulières, rétrécissement, (2) symptômes présents limbe brûlé et distordu, feuilles plus érigées pétioles cassés (PC) (1) symptômes absents (2) symptômes présents Symptômes internes Pour le pied mère, on n’évalue les symptômes internes que sur le pseudotronc : • Pseudotronc : à la récolte, couper le plant à la base du pseudotronc. Pour déter- miner jusqu’à quel point la décoloration vasculaire s’étend vers le haut du pseu- dotronc, découper des sections transversales de bas en haut et examiner les tissus internes de chaque section. Noter le point à partir duquel aucune décoloration n’est plus visible, ainsi que la distance de ce point jusqu’à la base du pseudotronc. • Pour le premier rejet, on évalue les symptômes à l’intérieur du pseudotronc et à l’intérieur du rhizome : • Rhizome : extraire du sol la totalité du rhizome, couper les racines et éliminer l’excès de terre. A l’aide d’une « guillotine » (voir figure 5) ou de tout autre outil approprié, découper des sections transversales de façon à obtenir, pour chaque rhizome, cinq tranches d’épaisseur égale. Examiner la face supérieure de chaque section et évaluer la décoloration vasculaire en se servant d’une échelle de 1 à 6 (voir photos 1 à 6, page 29). Guides techniques Inibap 3 27 28 Evaluation de la résistance à la fusariose 5a. Vue globale de la guillotine. 5b. Principaux éléments de la guillotine. Figure 5. Guillotine servant à trancher les rhizomes 5e. La guillotine en action. 5c. Zone de coupe montrant la lame et les crans de positionnement des barres de fer permettant de définir la largeur de la tranche de rhizome à couper. 5d. Vue rapprochée du levier et de la crémaillère. (Photos et plan de la guillotine, avec l’aimable autorisation de Mauricio Rivera, FHIA) Calculer et enregistrer la moyenne pour les cinq sections (tranches). Note : Le rhizome et le pseudotronc ne doivent pas être enlevés du site de récolte pendant ou après l’éva- luation. Caractères agronomiques Pour enregistrer ces données, utiliser les fiches d’observation 1 et 2 incluses à l’an- nexe V. Voir en pages 22 et 23 la liste complète des variables à évaluer. Guides techniques Inibap 3 29 Photos 1-6. Echelle des symptômes internes causés par la fusariose (avec l’aimable autorisation de Zilton Cordeiro, EMBRAPA-CNPMF). 1. Rhizome complètement clair, pas de déco- loration des tissus vasculaires. 2. Décoloration des tissus vasculaires limitée à des points isolés. 3. Décoloration allant jusqu’à 1/3 des tissus vasculaires. 4. Décoloration entre 1/3 et 2/3 des tissus vasculaires. 5. Décoloration supérieure à 2/3 des tissus vasculaires. 6. Décoloration totale des tissus vasculaires et/ou décoloration de la base des feuilles. ANNEXES La jeune feuille est enroulée en double spirale. La moitié droite du limbe est logée dans la concavité de la nervure centrale, tandis que la moitié gauche enve- loppe la nervure centrale et la moitié droite. Le temps mis par une feuille pour se dérouler est variable. Le processus prend environ sept jours en conditions climatiques favorables, mais il peut durer jus- qu’à 15-20 jours si les conditions sont défavorables (sécheresse, malnutrition, etc.). Pour comprendre le processus de déroulement, il importe de se rappeler que la feuille se forme à l’intérieur du pseudotronc avant d’être émise. La nouvelle feuille se présente sous la forme d’un rouleau très serré, de couleur blanchâtre et extrêmement fragile. L’émission de la feuille est suivie d’une croissance extraordinairement rapide de la gaine (4 m en l’espace de 10 jours chez Gros Michel). La jeune feuille se glis- se dans le canal pétiolaire de la feuille précédente, et son développement corres- pond à deux phénomènes successifs : la « croissance » et le « déroulement ». Pour faciliter la description du processus de déroulement, on divise celui-ci en cinq stades successifs. Ces stades sont délimités arbitrairement, car il s’agit en réalité d’un processus continu. On peut considérer que les deux premiers stades correspondent à la phase de croissance, le troisième stade à la fin de la croissan- ce et au début du déroulement, les quatrième et cinquième stades au déroulement proprement dit. Ces différents stades se caractérisent comme suit : • Stade A - le « cigare », mesurant environ 10 cm de long, demeure rattaché à la feuille précédente. • Stade B - le « cigare » a grandi, mais n’a pas encore atteint sa longueur finale. • Stade C - le « cigare » est entièrement dégagé. Il a atteint sa longueur finale et le diamètre de son apex a considérablement augmenté sous l’effet du desserre- ment de la spirale. • Stade D - la moitié gauche du limbe est déjà déroulée et commence à se déployer dans sa partie apicale. • Stade E - la partie supérieure du limbe est déroulée et la base forme un cornet ouvert. Guides techniques Inibap 3 33 Figure 6. Stades de déroulement de la feuille de bananier. Annexe I. Stades de déroulement de la feuille de bananier (d’après J. Brun, 1963) • Le stade 1 (photo 7) correspond au premier symptôme extérieur de la maladie. Il apparaît sous la forme d’une petite tache qui, par sa couleur blanchâtre ou jaune, rappelle le premier stade de la cercosporiose jaune. Ce symptôme n’est pas visible en lumière transmise et ne peut être observé que sur la face inférieure du limbe. • Le stade 2 (photo 8) se manifeste par un tiret, généralement de couleur brune, sur la face inférieure du limbe. Ultérieurement apparaît également sur la face supé- rieure du limbe un tiret qui, par sa couleur jaune, rappelle le premier stade de la cercosporiose jaune. La couleur du tiret évolue progressivement vers le brun, puis vers le noir sur la face supérieure du limbe, et elle demeure brune sur la face inférieure. • Le stade 3 (photo 9) se distingue du précédent par les dimensions de la tache. Celle-ci s’allonge, s’élargit et, dans certaines situations (faible quantité d’inocu- lum et conditions climatiques défavorables), peut atteindre 2 ou 3 cm. • Le stade 4 se caractérise par une tache brune sur la face inférieure du limbe et une tache noire sur la face supérieure. • Le stade 5 s’exprime par une tache elliptique entièrement noire, qui s’étend à la face inférieure du limbe. Elle est entourée d’un halo jaune et son centre commen- ce à se déprimer. • Le stade 6 (photo 10) est atteint quand la tache présente en son centre des tissus desséchés de couleur gris clair et qu’elle est délimitée par une marge noire bien marquée, entourée d’un halo jaune vif. Les taches demeurent apparentes après le dessèchement de la feuille car leur marge est persistante. 34 Annexe II Photos 7-10. Symptômes de la cercosporiose noire (avec l’aimable autorisation d’Eric Fouré, CIRAD-FLHOR). 7. Stade 1. 8. Stade 2. 9. Stade 3. 10. Stade 6. Annexe II. Symptômes de la cercosporiose noire (d’après E. Fouré, 1982) • 1. Tiret stade initial (photo 11) - La tache, à peine visible à l’œil nu, a la forme d’un minuscule point ou tiret vert clair ou jaunâtre (mesurant environ 1,0 x 5,0 mm). • 2. Tiret deuxième stade (photo 12) - La dimension du tiret initial a augmenté (en longueur plus qu’en largeur). Sa couleur demeure vert clair ou jaune. • 3. Tiret troisième stade - Le tiret commence à s’élargir légèrement tout en s’éten- dant en longueur. Sa coloration tourne usuellement au brun rouille dans sa par- tie centrale. • 4. Tache premier stade - La couleur du tiret tourne au brun foncé. Simultanément, ou dans un délai de 24 heures, un halo aqueux brun clair se forme autour de la tache lorsque la feuille est turgide. Ce halo se distingue plus nettement quand on regarde la feuille à contre-jour en début de matinée. Pendant ce stade, la dimension du tiret augmente considérablement. Le tiret apparaît alors clairement comme une tache. • 5. Tache deuxième stade - La partie brun foncé de la tache se rétrécit, se déprime, et le halo aqueux brun devient plus foncé. • 6. Tache troisième stade - La tache est entièrement développée, sa partie centra- le déprimée a pris une coloration grise. Le halo qui l’entoure, usuellement de cou- leur brun foncé ou noire, forme une marge bien marquée. Même lorsque la feuille est morte, la tache demeure visible avec sa marge sombre bien distincte. Guides techniques Inibap 3 35 11. Tiret stade initial. 12. Tiret deuxième stade. Annexe III. Symptômes de la cercosporiose jaune (d’après D.S. Meredith, 1970) Photos 11-12. Symptômes de la cercosporiose jaune (avec l’aimable autorisation d’Eric Fouré, CIRAD-FLHOR). La modification de Gauhl du système de notation de la sévérité de la cercospo- riose de Stover est présentée à la figure 7. 36 Annexe IV Annexe IV. Notation de la sévérité de la cercosporiose et calculs Figure 7. Notation de la sévérité de la cercosporiose. Tableau 2. Notation de la sévérité de la cercosporiose sur les feuilles érigées de chaque plant évalué, aux stades de croissance indiqués (les notes ci-dessous sont données à titre d’exemple). n° feuille 1* 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 Stade de croissance : Six mois 0 0 0 1 2 2 2 3 5 6 6 6 – – Emergence du régime 0 0 0 1 2 2 – 4 5 6 6 6 – – Récolte 0 1 2 5 5 6 6 – – – – – – – Légende : * = plus jeune feuille entièrement déroulée 0 = absence de symptômes 1 = symptômes sur moins de 1 % du limbe (seulement des tirets et/ou jusqu’à 10 taches) 2 = symptômes sur 1 à 5 % du limbe 3 = symptômes sur 6 à 15 % du limbe 4 = symptômes sur 16 à 33 % du limbe 5 = symptômes sur 34 à 50 % du limbe 6 = symptômes sur 51 à 100 % du limbe – = feuille manquante ou feuille morte pendant du pseudotronc (lorsqu’une feuille manque ou pend morte, ne pas l’inclure dans le calcul de l’indice d’infection). CALCUL DE L’INDICE D’INFECTION On calcule l’indice d’infection pour chaque plant de chaque répétition, à chaque stade de croissance, à l’aide de la formule suivante : indice d’infection = S nb x 100 x100 (N - 1) T où : n = nombre de feuilles pour chaque degré de l’échelle b = degré de l’échelle N = nombre de degrés de l’échelle (7) T = nombre total de feuilles évaluées. Exemple : à l’émergence du régime, selon le tableau 2 : indice d’infection = 3(0) + 1(1) + 2(2) + 1(4) + 1(5) + 3(6) x 100 (7 - 1) 11 1 + 4 + 4 + 5 + 18 x 100 = 32 x 100 = 48,5 6 x 11 66 (calcul de l’indice d’infection aimablement fourni par Ronald Romero). Guides techniques Inibap 3 37 Annexe V. Fiches d’observation et structures de bases de données à utiliser pour la collecte et l’enregistrement des données agronomiques et d’environnement FICHE D’OBSERVATION 1 : DONNÉES AGRONOMIQUES Site : . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . Observateur : . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 38 A n n exe V Code Bloc n° du plant* Date de Nombre de Nombre de Hauteur du Circonfé- Hauteur du Poids du Nombre Nombre Poids Nombre Nombre ITC ou plantation jours jours pseudotronc rence du rejet successeur régime de mains de fruits des fruits de feuilles de feuilles Répétition (jj/mm/aa) plantation- plantation- à l’émergence pseudotronc à l’émergence (kg) (kg) fonctionnelles fonctionnelles émission de récolte du régime à la récolte du régime à la floraison à la récolte l’inflorescence (j) (cm) (cm) (cm) (j) * Utiliser la colonne « n° du plant » pour prendre des mesures spécifiques de chaque plan sur le lieu de l’essai uniquement si le dispositif est en blocs de Fisher. STRUCTURE DE BASE DE DONNÉES AGRONOMIQUES Nom de la base de données : “AGRxx. ext” où “xx” est le numéro du site et “ext” est l’extension que la base de données assigne automatiquement. Champ Type Nombre de caractères n° ID numérique nombre entier 3 chiffres Bloc numérique nombre entier 2 chiffres n° ITC numérique nombre entier 4 chiffres n° plant numérique nombre entier 1 chiffre Date_PL date jour/mois/année Date_EI date jour/mois/année Hauteur_pl numérique 2 chiffres entiers 2 décimales Jours_PEI numérique nombre entier 3 chiffres Date_REC date jour/mois/année Jours_PREC numérique nombre entier 3 chiffres Haut_RS numérique 1 chiffre entier 2 décimales Poids_REG numérique 2 chiffres entiers 3 décimales N_mains numérique nombre entier 3 chiffres N_doigts numérique nombre entier 2 chiffres PM_doigt numérique 1 chiffre entier 2 décimales N_FFF numérique nombre entier 2 chiffres N_FFR numérique nombre entier 2 chiffres où : n° ID = numéro d’identification spécifique à chaque plant. Bloc = numéro de bloc ou de répétition : De 1 à 20 si le dispositif expérimental est en randomisation totale, et de 1 au nombre total de blocs si le dispositif est en blocs de Fisher. n° ITC = code ITC des clones évalués. n° plant = numéro du plant dans la parcelle, allant de 1 au nombre total de plants de la parcelle. A utiliser uniquement si le dispositif est en blocs de Fisher. Date_PL = date de plantation. Date_EI = date d’émission de l’inflorescence. Hauteur_pl = hauteur du plant à l’émergence du régime. Jours_PEI = nombre de jours de la plantation à l’émission de l’inflorescence. Date_REC = date de la récolte. Jours_PREC = nombre de jours de la plantation à la récolte. Haut_RS = hauteur du rejet « successeur » à la récolte. Poids_REG = poids du régime à la récolte. N_mains = nombre de mains sur le régime. N_doigts = nombre de doigts sur le régime. PM_doigt = poids moyen de chaque doigt. N_FFF = nombre de feuilles fonctionnelles à la floraison. N_FFR = nombre de feuilles fonctionnelles à la récolte. Guides techniques Inibap 3 39 FICHE D’OBSERVATION 2. DONNÉES AGRONOMIQUES : CARACTÉRISTIQUES DES FRUITS Site : ...................................................... Observateur : ...................................... 40 Annexe V Code ITC Répétition n° du plant * Caractéristiques des fruits de la 3ème main Caractéristiques des fruits de la 7ème main n° main* Longueur Diamètre Poids n° main* Longueur Diamètre Poids (cm) (cm) (g) (cm) (cm) (g) * Utiliser la colonne « n° du plant » pour prendre des mesures spécifiques de chaque plan sur le lieu de l’essai uniquement si le dispositif est en blocs de Fisher. Remplir la colonne “n° main” si les données sont prises sur d’autres mains que la 3ème et la 7ème. STRUCTURE DE BASE DE DONNÉES AGRONOMIQUES : CARACTÉRISTIQUES DES FRUITS Nom de la base de données : “FR_CARxx. ext” où “xx” est le numéro du site et “ext” est l’extension que la base de données assigne automatiquement. Champ Type Nombre de caractères n° ITC numérique nombre entier 4 chiffres Bloc numérique nombre entier 2 chiffres n° plant numérique nombre entier 1 chiffre n° main numérique nombre entier 1 chiffre long3 numérique nombre entier 3 chiffres diam3 numérique nombre entier 3 chiffres poids3 numérique nombre entier 3 chiffres long7 numérique nombre entier 3 chiffres diam7 numérique nombre entier 3 chiffres poids7 numérique nombre entier 3 chiffres où : n° ITC = code ITC des clones évalués. Bloc = numéro de bloc ou de répétition : De 1 à 20 si le dispositif expérimental est en randomisation totale, et de 1 au nombre total de blocs si le dispositif est en blocs de Fisher. n° plant = numéro du plant dans la parcelle, à utiliser uniquement si le dispositif est en blocs de Fisher. n° main = à remplir si la main est ni la 3ème ni la 7ème. long3 = longueur en cm du doigt central de la 3ème main. diam3 = diamètre en cm du doigt central de la 3ème main. poids3 = poids en g du doigt central de la 3ème main. long7 = longueur en cm du doigt central de la 7ème main. diam7 = diamètre en cm du doigt central de la 7ème main. poids7 = poids en g du doigt central de la 7ème main. Remarque : Les mains choisies peuvent être autres que la 3ème ou la 7ème si le régime ne possède que quelques mains seulement (se référer au guide technique). Guides techniques Inibap 3 41 FICHE D’OBSERVATION 3. DONNÉES ENVIRONNEMENTALES ENREGISTRÉES DANS CHAQUE SITE DEPUIS LA PLANTATION JUSQU’À LA RÉCOLTE 42 Annexe V Données à enregistrer Semaine 1 2 3 4 5 Pluviométrie (mm) Température maximale (°C) Température minimale (°C) Température moyenne (°C) Humidité relative maximale (%) Humidité relative minimale (%) Humidité relative moyenne (%) Nombre de jours de pluie Nombre d’heures où humidité moyenne ‡ 90% Annexe VI. Fiches d’observation et structures de bases de données à utiliser pour la collecte et l’enregistrement des données concernant la résistance aux cercosporioses FICHE D’OBSERVATION 4. DONNÉES RELATIVES À LA RÉSISTANCE AUX CERCOSPORIOSES (ESSAIS IMTP D’ÉVALUATION DE LA PERFORMANCE) Site : .................................................... Observateur : .................................... Dispositif expérimental : ................ Latitude : ...................... Longitude : ........................ Altitude : .................................. Guides techniques Inibap 3 43 Code n° d’identification n° de PJFT NFE IFNT ITC spécifique répétition PJFT = plus jeune feuille tachée NFE = nombre de feuilles érigées IFNT = indice des feuilles non tachées FICHE D’OBSERVATION 5. DÉTERMINATION DU TEMPS DE DÉVELOPPEMENT DE LA MALADIE (TDM), DE LA PLUS JEUNE FEUILLE TACHÉE (PJFT) ET DU RYTHME D’ÉMISSION FOLIAIRE (REF) POUR CHAQUE PLANT ÉVALUÉ (ÉVALUATION APPROFONDIE) Site : ................................................ Observateur : ................................ Bloc/Répétition : .......................... Code ITC : ............................................................ n° plant : ........................................ n° d’identification spécifique : .......................... 44 Annexe VI n° semaine Date Date 10 TDM PJFT Nouvelles REF stade B lésions ou plus feuilles (jj/mm/aa) (jj/mm/aa) STRUCTURE DE BASE DE DONNÉES POUR LA DÉTERMINATION DU TDM, DE LA PJFT ET DU REF Nom de la base de données : “TDMxx. ext” où “xx” est le numéro du site et “ext” est l’extension que la base de données assigne automatiquement. Champ Type Nombre de caractères n° ID numérique nombre entier 3 chiffres Bloc numérique nombre entier 1 chiffre n° ITC numérique nombre entier 4 chiffres n° plant numérique nombre entier 1 chiffre n° semaine numérique nombre entier 2 chiffres Date_B date jour/mois/année Date_10 date jour/mois/année TDM numérique nombre entier 3 chiffres PJFT numérique nombre entier 2 chiffres NF numérique nombre entier 2 chiffres REF numérique 1 chiffre entier 2 décimales où : n° ID = numéro d’identification spécifique à chaque plant. Bloc = numéro de bloc ou de répétition, allant de 1 à 5. n° ITC = code ITC des clones évalués (y compris cultivar local). n° plant = numéro du plant dans la parcelle, allant de 1 à 5. Ce numéro est attribué une fois que le plant est dans la parcelle et il demeure inchangé pendant toute la durée de l’essai. n° semaine = numéro marqué sur la feuille lorsque celle-ci atteint le stade B de Brun : première, deuxième, chaque semaine. Date_B = date à laquelle la feuille est marquée au stade B de Brun. Date_10 = date à laquelle 10 lésions matures ou plus sont visibles sur la feuille mar- quée. TDM = temps de développement de la maladie, en jours. On le calcule par la sous- traction Date_10 - Date_B. PJFT = plus jeune feuille tachée à la Date_10. NF = nombre de nouvelles feuilles émises entre deux enregistrements consécutifs de la Date_B. REF = rythme moyen d’émission foliaire, calculé hebdomadairement. Guides techniques Inibap 3 45 FICHE D’OBSERVATION 6. SÉVÉRITÉ DE LA MALADIE (ÉVALUATION APPROFONDIE) Site : ...................................................... Observateur : ...................................... Bloc/Répétition : ................................ Code ITC : ............................................................ n° du plant : ........................................ n° d’identification spécifique : .......................... n° feuille Evaluation à : date 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 6 mois émergence du régime récolte n° feuille Evaluation à : date 15 16 17 18 Somme 6 mois émergence du régime récolte 46 A n n exe V I STRUCTURE DE BASE DE DONNÉES POUR LA DÉTERMINATION DE LA SÉVÉRITÉ DE LA MALADIE Nom de la base de données : “SEVERxx. ext” où “xx” est le numéro du site et “ext” est l’extension que la base de données assigne automatiquement. Champ Type Nombre de caractères n° ID numérique nombre entier 3 chiffres Bloc numérique nombre entier 1 chiffre n° ITC numérique nombre entier 4 chiffres n° plant numérique nombre entier 1 chiffre M_éval numérique nombre entier 1 chiffre FN1clé numérique nombre entier 1 chiffre FN2clé numérique nombre entier 1 chiffre FN3clé numérique nombre entier 1 chiffre FN4clé numérique nombre entier 1 chiffre FN5clé numérique nombre entier 1 chiffre FN6clé numérique nombre entier 1 chiffre FN7clé numérique nombre entier 1 chiffre FN14clé numérique nombre entier 1 chiffre Somme numérique nombre entier 3 chiffres où : n° ID = numéro d’identification spécifique à chaque plant. Bloc = numéro de bloc, allant de 1 à 5. n° ITC = code ITC des clones évalués. n° plant = numéro du plant dans la parcelle, allant de 1 à 5. Ce numéro est attribué au début de l’essai et demeure inchangé pendant toute la durée de l’essai. M_éval = moment où l’évaluation a été effectuée (1 = 6 mois après la plantation, 2 = à l’émergence du régime, 3 = à la récolte). FNxclé = notation pour la cercosporiose, allant de 0 à 6 selon l’annexe IV de ce guide technique ; le “x” dans “FNxclé” indique le numéro de la feuille évaluée. Somme = somme des valeurs FN1clé + FNxclé. Guides techniques Inibap 3 47 Annexe VII. Fiches d’observation et structures de bases de données à utiliser pour la collecte et l’enregistrement des données concernant la résistance à la fusariose FICHE D’OBSERVATION 7 : EVALUATION DE LA SÉVÉRITÉ DE LA FUSARIOSE : SYMPTÔMES EXTERNES ET INTERNES DE LA PLANTATION À LA RÉCOLTE (SITES D’ÉVALUATION DE LA PERFORMANCE) Date de plantation : ...................................... Site : ................................................................ Observateur : .................................................. Dispositif expérimental : ............................ Guides techniques Inibap 3 49 n° ITC Bloc n° du plant * Date Date Etendue de la ou d’observation mort de décoloration répétition de la maladie la plante à la récolte (jj/mm/aa) (jj/mm/aa) (cm) * Utiliser la colonne ‘n° du plant’ pour prendre des mesures sur chaque plant de la parcelle uniquement si le dispo- sitif expérimental choisi est en blocs de Fisher. STRUCTURE DE BASE DE DONNÉES POUR LA SÉVÉRITÉ DE LA FUSARIOSE : SYMPTÔMES EXTERNES ET INTERNES DE LA PLANTATION À LA RÉCOLTE Nom de la base de données : SYMPxx. ext où “xx” est le numéro du site et “ext” est l’extension que la base de données assigne automatiquement. Champ Type Nombre de caractères n° ITC numérique nombre entier 4 chiffres Bloc numérique nombre entier 2 chiffres n° plant numérique nombre entier 1 chiffre malade date jour/mois/année mort date jour/mois/année extcm numérique nombre entier 3 chiffres où : n° ITC = code ITC des clones évalués. Bloc = numéro de bloc ou de répétition, allant de 1 à 20 pour les dispositifs en ran- domisation totale et 1 à 5 pour les dispositifs en blocs de Fisher. n° plant = numéro du plant dans la parcelle, allant de 1 à 4. A utiliser uniquement dans un dispositif expérimental en blocs de Fisher. malade = date à laquelle les symptômes apparaissent évidents. mort = date à laquelle la plante est considérée comme morte. extcm = étendue de la décoloration à la récolte ou à la mort de la plante. 50 Annexe VII FICHE D’OBSERVATION 8. RÉSUMÉ DES DONNÉES RELATIVES À LA RÉSISTANCE À LA FUSARIOSE (SITES D’ÉVALUATION DE LA PERFORMANCE) Site : ...................................................... Observateur : ...................................... GCV : .................................................... Cultivar sensible évalué : ................ Dispositif expérimental : .................. Latitude : ........................ Longitude : .......................... Altitude : .............................. Guides techniques Inibap 3 51 n° ITC Nombre de % plants comportant des % plants comportant plants evalués symptômes externes des symptômes internes Remarque : Si le dispositif expérimental est en blocs de Fisher, le tableau doit être présentés par bloc. FICHE D’OBSERVATION 9. EVALUATION MENSUELLE DE LA SÉVÉRITÉ DE LA FUSARIOSE : SYMPTÔMES EXTERNES (SITES D’ÉVALUATION APPROFONDIE) Site : ...................................................... Observateur : ...................................... Date de la plantation : ...................... Dispositif expérimental : .................. 52 Annexe VII n° ITC Bloc ou n° du plant* MAP JF FPT CNF PC répétition * Utiliser la colonne « n° du plant » pour prendre des mesures spécifiques de chaque plan sur le lieu de l’essai uniquement si le dispositif est en blocs de Fisher. MAP = nombre de mois après la plantation JF = jaunissement du feuillage FPT = fissures dans le pseudo-tronc CNF = changements chez les nouvelles feuilles PC = pétioles cassés STRUCTURE DE BASE DE DONNÉES POUR L’ÉVALUATION MENSUELLE DE LA SÉVÉRITÉ DE LA FUSARIOSE : SYMPTÔMES EXTERNES Nom : “SYMPExx. ext” où “xx” est le numéro du site et “ext” est l’extension que la base de données assigne automatiquement. Champ Type Nombre de caractères n° ITC numérique nombre entier 4 chiffres Bloc numérique nombre entier 2 chiffres n° plant numérique nombre entier 1 chiffre MAP numérique nombre entier 2 chiffres JF numérique nombre entier 1 chiffre FPT numérique nombre entier 1 chiffre CNF numérique nombre entier 1 chiffre PC numérique nombre entier 1 chiffre où : n° ITC = code ITC des clones évalués. Bloc = numéro du bloc ou de la répétition. De 1 à 20 si le dispositif experimental est en randomisation totale, et de 1 à 5 si le dispositif est en blocs de Fisher. MAP = nombre de mois après la plantation. JF = jaunissement du feuillage (JF4 au 4e mois, JF5 au 5e mois après la plantation). FPT = fissures à la base du pseudo-tronc durant le même mois. CNF = changements chez les nouvelles feuilles. PC = pétioles cassés. Remarque : Conformément au guide technique, toutes les variables ont une valeur allant de 1 à 2. Guides techniques Inibap 3 53 FICHE D’OBSERVATION 10. EVALUATION DE LA SÉVÉRITÉ DE LA FUSARIOSE : SYMPTÔMES INTERNES DU PSEUDOTRONC (SITES D’ÉVALUATION APPROFONDIE) Site : ............................................................ Observateur : ............................................ Date de la plantation : ............................ Dispositif expérimental : ........................ 54 Annexe VII n° ITC # Bloc ou répétition n° du plant* Etendue de la décoloration à la récolte (cm) * Utiliser la colonne ‘n° du plant’ pour prendre des mesures sur chaque plant de la parcelle uniquement si le dispositif expérimental choisi est en blocs de Fisher. STRUCTURE DE BASE DE DONNÉES POUR L’ÉVALUATION DE LA SÉVÉRITÉ DE LA FUSARIOSE SUR LE PSEUDOTRONC : SYMPTÔMES INTERNES Nom de la base de données : SYMPIPxx. ext où “xx” est le numéro du site et “ext” est l’extension que la base de données assigne automatiquement. Champ Type Nombre de caractères n° ITC numérique nombre entier 4 chiffres Bloc numérique nombre entier 2 chiffres n° plant numérique nombre entier 1 chiffre extcm numérique nombre entier 3 chiffres où : n° ITC = code ITC des clones évalués. Bloc = numéro de bloc ou de répétition, allant de 1 à 20 pour les dispositifs en ran- domisation totale et 1 à 5 pour les dispositifs en blocs de Fisher. n° plant = numéro du plant dans la parcelle, allant de 1 à 4. A utiliser uniquement dans un dispositif expérimental en blocs de Fisher. extcm = étendue de la décoloration à la récolte ou à la mort de la plante. Guides techniques Inibap 3 55 FICHE D’OBSERVATION 11. EVALUATION DE LA SÉVÉRITÉ DE LA FUSARIOSE : SYMPTÔMES INTERNES DU RHIZOME (SITES D’ÉVALUATION APPROFONDIE) Site : ............................................................ Observateur : ............................................ Date de la plantation : ............................ Dispositif expérimental : ........................ 56 Annexe VII n° ITC Bloc ou n° du plant* n° tranche répétition 1** 2 3 4 5 * Utiliser la colonne ‘n° du plant’ pour prendre des mesures sur chaque plant de la parcelle uniquement si le dispo- sitif expérimental choisi est en blocs de Fisher. ** 1 est la tranche située à la base et 5 celle située le plus haut. STRUCTURE DE BASE DE DONNÉES POUR L’ÉVALUATION DE LA SÉVÉRITÉ DE LA FUSARIOSE SUR LE RHIZOME : SYMPTÔMES INTERNES Nom de la base de données : SYMPIRxx. ext où “xx” est le numéro du site et “ext” est l’extension que la base de données assigne automatiquement. Champ Type Nombre de caractères n° ITC numérique nombre entier 4 chiffres Bloc numérique nombre entier 2 chiffres n° plant numérique nombre entier 1 chiffre TR1 numérique nombre entier 1 chiffre TR2 numérique nombre entier 1 chiffre TR3 numérique nombre entier 1 chiffre TR4 numérique nombre entier 1 chiffre TR5 numérique nombre entier 1 chiffre MoySM numérique 1 chiffre entier 2 décimales où : n° ITC = code ITC des clones évalués. Bloc = numéro de bloc ou de répétition, allant de 1 à 20 pour les dispositifs en ran- domisation totale et 1 à 5 pour les dispositifs en blocs de Fisher. n° plant = numéro du plant dans la parcelle, allant de 1 à 4. A utiliser uniquement dans un dispositif expérimental en blocs de Fisher. TRx = TR1 est la tranche située à la base et TR5 celle située le plus haut. MoySM = moyenne de la sévérité de la maladie sur le rhizome effectuée à partir des cinq tranches. Guides techniques Inibap 3 57 58 Annexe VIII Annexe VIII. Comment isoler des échantillons de fusariose pour procéder à l’analyse des groupes de compatibilité végétative (GCV)? Figure 8. Etapes de préparation des échantillons de Fusarium oxysporum f. sp. cubense devant être envoyés par courrier (avec l’aimable autorisation de Ken Pegg, QDPI). Photo 13. Tissus vasculaires décolorés déposés dans du papier buvard pour la récupération de Foc (avec l’aimable autorisation de Natalie Moore, QDPI). Sectionner des fragments de tissus décolorés dans la partie inférieure du pseudotronc et disséquer les faisceaux vasculaires de quelques fragments afin de les individualiser. Placer les faisceaux et les fragments de tissus sans les toucher entre deux couches de papier buvard stérile pour les sécher. Après séchage, placer le papier buvard avec les fragments de tissus et les faisceaux vasculaires dans une enveloppe en papier et fermer celle-ci hermétiquement en y portant les indications suivantes : – Numéro de l’isolat – Nom du cultivar – Localité – Nom du collecteur. Il convient de prélever des échantillons de tissus de pseudotronc ou de rhizome infectés sur les plants malades, et de les envoyer à un laboratoire habilité à en effectuer l’analyse. Si tous les plants d’une accession sont infec- tés, prélever des échantillons sur 4-5 plants sélectionnés au hasard. Si l’infection ne touche que quelques plants d’une accession, faire ana- lyser des échantillons de l’ensemble des plants malades. Huit faisceaux doivent être préparés pour chaque plant (voir photo 13). Il est recommandé d’agir vite dans la préparation des échantillons une fois qu’ils sont collectés afin d’assurer leur viabilité. Pour ce faire, il faut les envoyer dès que les faisceaux excisés sont secs (environ trois jours dans du papier buvard stérile). Il est impératif de poster les échantillons dans des enveloppes en papier. En effet, le plastique pourrait entraîner la transpiration des échantillons et le développement d’une contamination bactérienne. Il faut toujours garder à l’esprit que la viabilité du champignon à l’intérieur des faisceaux vasculaires n’est correctement assurée que si ces derniers ne subissent pas d’écarts de température trop importants, ni une trop forte humidité. Les échantillons doivent être conservés en permanence dans du papier et sécher sur la paillasse dans les conditions normales d’un laboratoire, jamais dans un four. (Protocole aimablement fourni par Natalie Moore, QDPI). Guides techniques Inibap 3 59 Références Brun J. 1963. La cercosporiose du bananier en Guinée. Etude de la phase ascosporée de Mycosphaerella musicola Leach. Thèse de doctorat ès science. Orsay, Paris, France. Fouré E. 1982. Les cercosporioses du bananier et leurs traitements : Etude de la sen- sibilité variétale des bananiers et des plantains à M. fijiensis Morelet au Gabon. Fruits 37 : 749-771. INIBAP-IPGRI/CIRAD. 1996. Descripteurs pour le bananier (Musa spp.). 55pp. Meredith D.S. 1970. Banana leaf spot disease (Sigatoka) caused by M. musicola. Phytopath. Paper No. 11. Commonw. Mycol. Inst. 147 pp. Ortiz R., D. Vuylsteke, R.S.B. Ferris, J.U. Okoro, A. N’ Guessan, O. B. Hemeng, D.K. Yeboah, K. Afreh-Nuamah, E.K.S. Ahiekpor, E. Fouré, B.A. Adelaja, M. Ayodele, O.B. Arene, F.E.O. Ikiediugwu, A.N. Agbor, A.N. Nwogu, E. Okoro, G. Kayode, I.K. Ipinmoye, S. Akele & A. Lawrence 1997. Developing new plantain cultivars for Africa. Plant Varieties and Seeds 10: 39-57. Vakili N.G. 1968. Response of Musa acuminata species and edible cultivars to infec- tion by Mycosphaerella musicola. Trop. Agr. (Trinidad) 45 : 13-22. Vuylsteke D. 1989. Shoot-tip culture for the propagation, conservation and exchan- ge of Musa germplasm. Practical manuals for handling crop germplasm in vitro 2. International Board of Plant Genetic Resources, Rome. 56pp. 60 Références Guides techniques Inibap 3 61 Groupe de travail sur les cercosporioses de PROMUSA FOURE, Eric CIRAD-FLHOR BP 5035 34032 Montpellier Cedex 1 FRANCE Tel. : +33 467615928 Fax : +33 467617147 e-mail : foure@cirad. fr JOHANSON, Andrea Pest Management Department NRI Central Avenue Chatham Maritime ME4 4TB ROYAUME UNI Tel. : +44 1634883600 Fax : +44 1634880066/77 e-mail : andreaj@easynet. co. uk MOURICHON, Xavier CIRAD-AMIS BP 5035 34032 Montpellier Cedex 1 FRANCE Tel. : +33 467615869 Fax : +33 467615581 e-mail : mourichon@cirad. fr PIRES DE MATOS, Aristoteles EMBRAPA/CNPMF Rua EMBRAPA s/n Caixa Postal 007 Cruz das Almas Bahia 44380-000 BRESIL Tel. : +55 757212120 Fax : +55 757211118 e-mail : apmatos@cnpmf. embrapa. br ROMERO CALDERON, Ronald Apdo Postal 217-1150 La Uraca San José COSTA RICA Tel. : +506 2553424 ext. 281 Fax : +506 2230511 Groupe de travail sur la fusariose de PROMUSA DE BEER, Zaag ARC-ITSC Private Bag X11208 Nelspruit 1200 AFRIQUE DU SUD Tel. : +27 137532071 Fax : +27 137533854 e-mail : zaag@itsc. agric. za HERNÁNDEZ, Julio ICIA Apartado aéreo 60 38080 La Laguna, Tenerife Iles Canaries ESPAGNE Tel. : +34 22476355 Fax : +34 22476303 e-mail : jhernand@icia. icia. rcanaria. es KANGIRE, Africano NARO-KARI PO Box 7065 Kampala OUGANDA Tel. : +256 41567158 Fax : +256 41234922 e-mail : banana@imul. com Liste des collaborateurs 62 Liste des collaborateurs MOORE, Natalie Plant Pathology Building, Farming System Institute QDPI 80, Meiers Road Indooroopilly QLD 4068 AUSTRALIE Tel. : +67 138969337 Fax : +61 738969533 e-mail : MooreN@prose.dpi.qld.gov.au PEGG, Ken Plant Protection Unit QDPI 80, Meiers Road Indooroopilly QLD 4068 AUSTRALIE Tel. : +67 138969341 Fax : +61 738969533 e-mail : peggk@dpi. qld. gov. au PIRES DE MATOS, Aristoteles EMBRAPA/CNPMF Rua EMBRAPA s/n, Caixa Postal 007 Cruz das Almas 44380-000, Bahia BRESIL Tel. : +55 757212120 Fax : +55 757211118 e-mail : apmatos@cnpmf. embrapa. br PLOETZ, Randy C. IFAS, Tropical Research & Education Center University of Florida 18905 SW 280th Street Homestead FLA 33031 ETATS-UNIS Tel. : +1 3052467005 Fax : +1 3052467003 e-mail : rcp@gnv. ifas. ufl. edu RIVERA, Mauricio FHIA Apartado postal 2067 San Pedro Sula HONDURAS Tel. : +504 6682078/2470 Fax : +504 6682313 e-mail : dinvest@simon. intertel. hn RUTHERFORD, Mike IWMI Bakeham Lane Egham, Surrey TW20 9TY ROYAUME UNI Tel. : +44 784470111 Fax : +44 784470909 e-mail : m. rutherford@cabi. org SMITH, Mike Maroochy Horticultural Research Station QDPI PO Box 5083, SCMC Nambour QLD 4560 AUSTRALIE Tel. : +61 7412211 Fax : +61 7412235 e-mail : smithmk@dpi. qld. gov. au et le personnel de l’INIBAP VAN DEN HOUWE, Inès INIBAP Transit Center Laboratory of Tropical Crop Improvement KUL Kardinaal Mercierlaan 92 B-3001 Heverlee BELGIQUE Tel. : +32 16321417 Fax : +32 16321993 e-mail : ines. vandenhouwe@agr. kuleuven. ac. be Guides techniques Inibap 3 63 ORJEDA, Gisella INIBAP Parc Scientifique Agropolis II 34397 Montpellier Cedex 5 FRANCE Tel. : +33 467611302 Fax : +33 467610334 e-mail : g. orjeda@cgiar.org SHARROCK, Suzanne INIBAP Parc Scientifique Agropolis II 34397 Montpellier Cedex 5 FRANCE Tel. : +33 467611302 Fax : +33 467610334 e-mail : s. sharrock@cgiar.org Mise en page : Louma productions Imprimé par Louis-Jean, Gap Dépôt légal : 864 - octobre 1998