MANUEL
L’u t i l i s a t i o n de p rodu i t s a g ro ch im i q u e s dan s l e s p a y s en dé v e l o ppemen t s ’ e s t f o r t emen t
a c c r u e au cou r s d e s de r n i è r e s a nnée s e t c e u x qu i s o n t u t i l i s é s e n p l u s g r a nde quan t i t é ,
l e s i n s e c t i c i d e s e t l e s h e r b i c i d e s , o n t t e ndance à a vo i r l e s e f f e t s s e conda i r e s l e s p l u s
g r a v e s s u r l ’ e n v i r o n n emen t . S u i t e à l a CNUE de 1992 e t à s on adop t i o n de l ’ A g enda 21 , i l
e s t r e q u i s q u e t o u s l e s p a y s e f f e c t u e n t u n s u i v i e t u n e é v a l u a t i o n de l ’ impac t d e s
i n s e c t i c i d e s pou r l u t t e r c o n t r e l a d ég r ada t i o n de l ’ e n v i r o n n emen t . L e r é c en t s omme t de l a
CNUE en 2002 a f i x é d e s ob j e c t i f s p ou r i n t e n s i f i e r l a r é a l i s a t i o n de ce t e ngagemen t .
Méthodes de su i v i éco l og i que pou r éva l ue r l e s e f fe t s des pes t i c i des dans l e s
t rop i ques a pou r ob j e c t i f d ’ a i d e r l e s p a y s en dé v e l o ppemen t à a c c ro î t r e l e u r c apac i t é à
p ro c éde r a u s u i v i é c o t o x i c o l o g i q u e . I l u t i l i s e l e s conna i s s a n ce s de s spéc i a l i s t e s d e
l ’ impac t e t d u s u i v i d e s pe s t i c i d e s pou r f o u r n i r d e s con s e i l s s u r l a mesu re , l ’ a n a l y s e e t
l ’ i n t e r p r é t a t i o n de s changemen t s a u n i v e a u de s popu l a t i o n s an ima l e s e t d e s f o n c t i o n s
pédo l o g i q u e s c l é s .
L e p r é s e n t manu e l p r é s e n t e u n i n t é r ê t p r i n c i p a l emen t p o u r t o u s c e u x qu i o n t d e s MÉTHODES
r e s pon s ab i l i t é s a u n i v e a u de l ’ e n v i r o n n emen t , d e l ’ a g r i c u l t u r e e t d e l a s a n t é pub l i q u e au
s e i n d e s gou v e r n emen t s , d e s agence s de dé v e l o ppemen t , d e s ba i l l e u r s d e f o nd s e t d e s
o r g an i s a t i o n s non gou v e r n emen t a l e s . L e s ch ap i t r e s spéc i a l i s é s e t l a mé t hodo l o g i e d e DE SUIV I
t e r r a i n d e v r a i e n t ê t r e u t i l e s a u x un i v e r s i t a i r e s e t a u x é t ud i a n t s e n é co t o x i c o l o g i e d an s l e s
p a y s en dé v e l o ppemen t . ÉCOLOGIQUE
POUR ÉVALUER LES EFFETS DES
PESTICIDES DANS LES TROPIQUES
E d i t é p a r I a n F. G ran t e t Co l i n C . D . T i ng l e
Traduc t i on f r ança i se : Ag rooh ! B i osc i ence t r ans l a t i ons
MÉTHODES DE SU IV I ÉCOLOGIQUE
POUR ÉVALUER LES EFFETS DES PESTICIDES DANS LES TROPIQUES MANUEL
MÉTHODES DE
SUIV I
ÉCOLOGIQUE
POUR ÉVALUER LES EFFETS DES
PESTICIDES DANS LES TROPIQUES
E d i t é pa r I an F. Gran t e t Co l in C . D. T ing le
Traduc t ion f rança ise : Agrooh ! B iosc ience t rans la t ions
ii Ta b l e d e s ma t i è r e s
© The University of Greenwich 2002
Le Natural Resources Institute (NRI) de l’Université de Greenwich est un centre de compétences reconnu
internationalement dans le domaine de la recherche et des missions consultatives dans le secteur de l’environnement et des
ressources naturelles. L’Institut effectue des travaux de recherche-développement et de formation afin de promouvoir une
gestion et une utilisation efficace des ressources naturelles renouvelables pour encourager des moyens d’existence durables.
De brefs extraits de la présente publication peuvent être reproduits à des fins non commerciales à condition que la source
des informations soit indiquée de la façon suivante:
GRANT, I.F. et TINGLE, C.C.D. (éditeurs) (2002) Méthodes de suivi écologique pour évaluer les effets des pesticides dans les
Tropiques. Chatham, R-U: Natural Resources Institute.
Ces informations ne peuvent toutefois pas être reproduites à des fins commerciales sans l’autorisation écrite du Managing
Editor, Université de Greenwich à Medway, Central Avenue, Chatham Maritime, Kent ME4 4TB, Royaume-Uni.
La publication de la présente publication a été financée par le Department for International Development (DFID) du
Royaume-Uni, le Natural Resources Institute (NRI) et le Centre technique de coopération agricole et rurale (CTA). Ils ne
peuvent accepter aucune responsabilité en ce qui concerne l’information fournie ni les opinions exprimées dans la présente
publication.
Le Centre technique de coopération agricole et rurale (CTA) a été créé en 1983 dans le cadre de la Convention de Lomé
entre les États du Groupe ACP (Afrique, Caraïbes, Pacifique) et les pays membres de l’Union européenne. Depuis 2000, le
CTA exerce ses activités dans le cadre de l’Accord de Cotonou ACP-CE.
Le CTA a pour mission de développer et de fournir des services qui améliorent l’accès des pays ACP à l’information pour le
développement agricole et rural, et de renforcer les capacités de ces pays à produire, acquérir, échanger et exploiter
l’information dans ce domaine. Les programmes du CTA sont conçus pour: fournir un large éventail de produits et services
d’information et mieux faire connaître les sources d’information pertinentes; encourager l’utilisation combinée de canaux de
communication adéquats et intensifier les contacts et les échanges d’information, entre les acteurs ACP en particulier;
renforcer la capacité ACP à produire et à gérer l’information agricole et à mettre en œuvre des stratégies de GIC, notamment
en rapport avec la science et la technologie. Le travail du CTA tient compte de l’évolution des méthodologies et des questions
transversales telles que le genre et le capital social.
Le CTA est financé par l’Union européenne.
La présente publication a reçu l’appui du Centre technique de coopération agricole et rurale (CTA),Wageningen, Pays-Bas:
http:/www.cta.int
CTA, Postbus 380, 6700 AJ Wageningen, Pays-Bas.
Une information complémentaire et des exemplaires de la présente publication peuvent être obtenus par courrier
électronique à www.nri.org en donnant la référence PES3.
Des exemplaires sont également disponibles auprès de Practical Action Publishing, Schumacher Centre for Technology &
Development, Boughton-on-Dunsmore, Rugby,Warcs CV23 9QZ, R-U.Tél: +44 (0) 1926 634501.Télécopieur: +44 (0)1926
634502. Courriel: publishinginfo@practicalaction.org.uk
Natural Resources Institute
ISBN: 0 85954 543-1
TABLE DES MATIÈRES
Préface xi
Remerciements xii
Introduction 1
Comment utiliser ce manuel 3
1 Élaboration d'un programme de suivi écotoxicologique 5
Colin C.D.Tingle et Ian F. Grant
Examen approfondi des programmes de lutte contre les ravageurs 5
Phase de planification 7
Évaluation des risques 8
Travail sur le terrain - phase de mise en oeuvre 14
Dispositif expérimental 14
Sélection des sites 15
Phase d'analyse et d’évaluation 17
Présentation des résultats 21
Interprétation des résultats et conclusions 27
Références 27
Exemple concret – La lutte antiacridienne: effets de la pulvérisation en barrières d’IGR
sur les invertébrés terrestres non cibles à Madagascar 30
Observation 30
Problème 30
Étude documentaire – déterminer les risques 30
Hypothèse 31
Travail de terrain – Dispositif expérimental 31
Travail de terrain – Sites d’étude 31
Travail de terrain – Traitements 33
Travail de terrain - Méthode d’échantillonnage 35
Traitement des échantillons 36
Enregistrement et traitement des données 36
Analyse des données 38
Résultats des études de suivi toxicologique sur les invertébrés – interprétation 43
Conclusions générales de l'étude 52
2 Notions de statistiques: problèmes et méthodes 53
John Sherington et Ian F. Grant
Introduction 53
Dispositif expérimental 53
Notions de statistique 54
Dispositif expérimental: informations supplémentaires 57
Technique des blocs 59
Échantillonnage 60
Gestion des données 62
Estimation, précision et tests statistiques 62
Taille des échantillons 64
Tendances et relations 66
Corrélation entre catégories 67
Analyse de la variance 68
iv Ta b l e d e s ma t i è r e s
Références 69
Résumé des méthodes de base 70
Exemple concret – Analyse de la variance à un critère 71
Fiches de travail pour des statistiques utiles 75
Échantillonnage aléatoire 75
Allocation aléatoire des traitements 77
Calcul de l'écart-type (SD) 78
Test U de Mann-Whitney pour comparer deux échantillons 79
Test t de Student pour comparer deux échantillons 80
Corrélation et régression linéaire 81
Corrélation de rang de Spearman 83
Test du χ2 pour les tableaux de contingence 84
Annexe des tables statistiques 85
3 Précautions d'utilisation et de manipulation de pesticides 89
et réactifs chimiques
John R. Cox
Introduction 89
Solvants 89
Acides 90
Réactifs chimiques en général 90
Vêtements de protection 91
Pour en savoir plus 94
4 Traitements avec des pesticides: maîtrise et suivi 95
Hans Dobson et William King
Introduction 95
Types de formulations de pesticides 95
Matériel d’application 97
Étalonnage du pulvérisateur 101
Pulvérisation 106
Dépôt des goutelettes de pulvérisation 107
Observation du dépôt de pulvérisation 109
Méthodes d'échantillonnage, de dénombrement et de mesure de la taille des goutelettes 111
Surfaces à base de papier et de cartes: papiers hydrosensibles et oléosensibles 111
Surfaces papier et à base de cartes: carte blanche 112
Lames enduites d'oxyde de magnésium 112
Échantillonneurs à fibres 113
Références 114
5 Paramètres environnementaux 115
Ian F. Grant
Introduction 115
Dispositif expérimental 115
Mesures météorologiques 117
Vent 117
Pluviométrie 117
Température 117
Humidité relative 118
Ta b l e d e s ma t i è r e s v
Autres mesures physiques et physico-chimiques 118
Température de l'eau 118
Oxygène dissous 119
pH 120
Lumière et ombrage 120
Turbidité/ transparence de l'eau 120
Turbidité/ solides en suspension 121
Conductivité 121
Vitesse du courant 121
Classification des substrats aquatiques 122
Estimation du couvert végétal 122
Texture du sol 123
Humidité de sol 123
Capacité de rétention d’eau du sol 124
Les appareils d'enregistrement 124
Références 124
6 Échantillonnage en vue de l'analyse de résidus de 125
pesticides
John R. Cox
Introduction 125
Propriétés des pesticides 126
Dispositif expérimental 130
Prévenir la contamination d'un échantillon 135
Techniques d'échantillonnage 138
Échantillonnage du sol 138
Échantillonnage de l'eau 138
Échantillonnage des sédiments 140
Échantillonnage de la végétation 140
Échantillonnage des tissus 141
Échantillonnage des vertébrés/invertébrés 142
Collecte et enregistrement des données 143
Présentation et interprétation des données 144
Taille de l'échantillon et limite inférieure de détermination 144
Calcul des résidus 145
Autres considérations 146
Références 147
7 Transformation dans le sol 149
Ian F. Grant
Introduction 149
Dispositif expérimental 150
Techniques d'échantillonnage 152
Nitrification du sol 152
Fixation biologique de l'azote 153
Respiration du sol 153
Texture, humidité et capacité de rétention d’eau du sol 154
Activité des populations de lombrics 154
Méthode des sacs de débris végétaux 155
Couverture algale du sol 156
Références 156
vi Ta b l e d e s ma t i è r e s
8 Les invertébrés terrestres 159
Colin C.D.Tingle
Introduction 159
Dispositif expérimental 160
Techniques d'échantillonnage 165
Les invertébrés épigés 165
Piège de Barber 165
Appâts alimentaires 166
Autres méthodes 167
Les invertébrés de la végétation 167
Filets-fauchoirs 167
Autres méthodes 168
Insectes volants 168
Piège Malaise 168
Piège à eau 168
Activité des abeilles dans les ruches 169
Autres méthodes 169
Les invertébrés arboricoles 170
Piège en entonnoir ou piège de drap
Pièges sur tronc
Collecte directe
Les invertébrés du sol 170
Carottages de sol 170
Sacs à débris végétaux 170
Évaluation de la santé des colonies de termites 171
Autres méthodes 171
Collecte d’invertébrés terrestres destinée à analyser les résidus des 173
pesticides
Traitement des données 173
Techniques de montage pour la conservation et l’identification des invertébrés 176
Étiquetage des spécimens d’invertébrés collectés 178
Adresses utiles 179
Références 179
9 Les invertébrés aquatiques 183
Ian F. Grant
Introduction 183
Dispositif expérimental 183
Méthodes d'échantillonnage 186
Techniques d'échantillonnage 188
Méthodes qualitatives
Échantillonnage par coups de pied ou de talon 188
Échantillonnage des invertébrés de surface 188
Les substrats artificiels 188
Échantillonnage au troubleau 188
Herbes et racines aquatiques 189
Méthodes quantitatives 189
Échantillonnage par cylindre ou par boîte 189
Échantillonnage des invertébrés par dérive 190
Échantillonnage du plancton 191
Piège à émergence 191
Échantillonnage à la benne 192
Méthodes physico-chimiques 192
Traitement des échantillons 193
Références 193
Ta b l e d e s ma t i è r e s vii
10 Les poissons 195
Bernadette McCarton
Introduction 195
Dispositif expérimental 195
Techniques d'échantillonnage 198
Échantillonnage des prises sur place 198
Programmes de capture 199
Système de pêche à la senne 201
Pêche aux filets maillants 203
Piégeage 203
Hameçons 205
Javelots 205
Assèchement et méthodes associées (par ex. pêche à la main) 206
Empoisonnement 206
Pêche à l'électricité 207
Mesures 207
Traitement des échantillons destinés à l'analyse de résidus 208
Traitement des échantillons destinés à une estimation du paramètre population 209
Techniques de laboratoire et analyse des données 209
Références 211
11 Amphibiens et reptiles 213
Michael R.K. Lambert
Introduction 213
Objectifs 214
Dispositif expérimental 215
Inventaire, observation et techniques d'échantillonnage 218
Inventaire complet des espèces 218
Étude d'observation in situ 218
Échantillonnage par quadrat 219
Échantillonnage par transect 220
Échantillonnage par mosaïque d’habitats 221
Échantillonnage quantitatif des larves d'amphibiens (et des reptiles aquatiques) 221
Observation des sites de reproduction pour amphibiens 222
Méthodes supplémentaires concernant les amphibiens 222
Méthodes supplémentaires concernant les reptiles 223
Taxonomie 223
Estimation de la diversité 224
Étiquetage 226
Bioindicateurs 226
Références 227
12 Les oiseaux 229
Robert J. Douthwaite et Charles F. Dewhurst
Introduction 229
Effets des traitements avec des pesticides sur les oiseaux 229
Dispositif expérimental 230
Méthodes d’échantillonnage 233
Taille des populations 233
Stations d’écoute 233
Dénombrements de transects à largeur fixe 234
Cartographie des territoires 235
Autres méthodes pour évaluer l'abondance 237
Densité des nids 237
Comportement alimentaire et régime 239
Références 240
Annexe Exemples d'espèces et de codes d'activité 242
viii Ta b l e d e s ma t i è r e s
13 Petits mammifères et chauves-souris 243
Andrew N. McWilliam
Introduction 243
Effets des pesticides 244
Dispositif expérimental 244
Méthodes de suivi 245
Carrés de piégeage 245
Ligne de piégeage 247
Considérations pratiques 247
Manipulation des animaux 248
Analyse biochimique et analyse des résidus 250
Méthodes d’enquête pour les chauves-souris 250
Détecteurs de chauves-souris 251
Transects 252
Échantillonnage et dispositif expérimental 252
Analyse de résidus chez les chauves-souris 252
Références 253
Glossaire 255
Abbréviations 266
FICHES MÉTHODOLOGIQUES
Chapitre 4 –Traitements avec des pesticides: maîtrise et suivi
Mesure des gouttelettes et détermination du DMN et DMV
Mesure de la largeur de l’andain pour des pulvérisateurs UBV
Technique de prélèvement permettant de mesurer le débit d’un pulvérisateur
Mesure de la quantité manquante pour déterminer le débit
Étalonnage des pulvérisateurs UBV
Étalonnage des pulvérisateurs à grand volume
Fabrication de lames enduites d’oxyde de magnésium
Utilisation d’échantillonneurs en fibre pour le contrôle de la dérive
Utilisation d’échantillonneurs rotatifs à oxyde de magnésium
Chapitre 5 – Paramètres environnementaux
Mesures météorologiques: température, humidité, pluviométrie, vitesse du vent
Mesures physico-chimiques de l’eau
Turbidité
Mesure du courant
Classification des substrats aquatiques
Couvert végétal et zones ombragées
Texture du sol
Humidité, capacité de rétention d’eau et pH du sol
Chapitre 6 – Échantillonnage en vue de l’analyse de résidus de pesticides
Échantillonnage de sol pour la recherche de résidus
Échantillonnage d’eau pour la recherche de résidus
Échantillonnage de sédiments pour la recherche de résidus
Échantillonnage de la végétation terrestre pour la recherche de résidus
Échantillonnage de la végétation aquatique pour la recherche de résidus
Échantillonnage des poissons pour la recherche de résidus
Échantillonnage des oiseaux et des petits mammifères pour la recherche de résidus
Échantillonnage des reptiles et des amphibiens pour la recherche de résidus
Échantillonnage des invertébrés pour la recherche de résidus
Ta b l e d e s ma t i è r e s ix
Chapitre 7 – Les transformations dans le sol
Nitrification des sols
Respiration du sol (à long terme et sur le terrain)
Respiration du sol (méthode semi-continue)
Estimation de l’activité des lombrics
Estimation de la population de lombrics
Couverture algale du sol
Décomposition microbienne – Méthode des sacs de débris végétaux
Chapitre 8 – Les invertébrés terrestres
Filet fauchoir
Pièges de Barber
Appâts alimentaires pour les fourmis
Appâtage des termites
Piège Malaise
Pièges à eau
Transects à papillons
Piégeage sur tronc
Pièges en entonnoir ou de drap
Prélèvements de carottes de sol
Sacs à débris végétaux pour la faune du sol
Extraction des invertébrés de carottes de sol par flottage
Entonnoirs de Tulgren pour l’extraction des invertébrés de carottes de sol
Estimation de la santé de la colonie de termites
Chapitre 9 – Les invertébrés aquatiques
Échantillonnage par coups de pied
Substrats artificiels
Troubleau (aquatique)
Échantillonnage par cylindre ou boîte
Échantillonnage de la dérive
Pièges à émergence
Échantillonnage du plancton
Échantillonnage à la benne
Chapitre 10 – Les poissons
Échantillonnage des prises chez les pêcheurs locaux
Pêche à la senne
Pêche au filet maillant
Pêche à la nasse
Pêche au harpon
Pêche à la ligne
Longueurs et poids des poissons
Étude des gonades
Analyse de la fécondité
Analyse du contenu stomacal
Estimation de l’âge par prélèvement des écailles, des otolithes et des épines
Conservation des poissons pour identification et constitution d’une collection de référence
x Ta b l e d e s ma t i è r e s
Chapitre 11 – Les amphibiens et les reptiles
Détections visuelles (amphibiens et reptiles)
Échantillonnage par mosaïque d’habitats (amphibiens et reptiles fouisseurs)
Observation des sites de reproduction (amphibiens)
Inventaire complet des espèces (amphibiens et reptiles)
Échantillonnage des microhabitats par blocs de quadrats et de transects (amphibiens et certains reptiles)
Échantillonnage quantitatif de larves d’amphibien (et de reptiles aquatiques) – Pêche à la senne
Échantillonnage quantitatif de larves d’amphibiens (et de reptiles aquatiques) – Pêche à l’épuisette
Échantillonnage quantitatif de larves d’amphibiens (et de reptiles aquatiques) – Utilisation de pièges
Chapitre 12 – Les oiseaux
Généralités
Silhouettes d’oiseaux
Méthode du point d’écoute
Dénombrements par transects
Cartographie des territoires
Densité des nids
Comportement alimentaire et alimentation
Chapitre 13 – Petits mammifères et chauves-souris
Ligne de piégeage
Carré de piégeage
Suivi des populations de chauves-souris
PRÉFACE
Nous venons juste de fêter le quatorzième anniversaire de la Conférence des Nations unies sur l'environnement et le
développement (CNUED). L’agenda 21, qui définit des stratégies et des programmes mondiaux pour enrayer la dégradation de
l'environnement et favoriser le développement durable, a été adopté comme document légal le 13 juin 1992. Les stratégies
destinées à l'agriculture et à la santé plaident pour l'emploi de pesticides sélectifs et facilement dégradables ou bien le recours
aux agents de lutte biologique comme alternative à la toxicité de ces produits.Dans leur grande majorité, les pays partout dans
le monde ont signé cet accord et se sont par conséquent engagés à réduire les effets négatifs des pesticides. Si la législation
régissant l'emploi de ces produits et l'obligation d'évaluer leur impact sur l'environnement sont bien établies dans la plupart
des pays, leur application représente souvent un rude combat face aux pénuries alimentaires et aux épidémies.
L’agenda 21 invoque également la nécessité de mener des études d'impact sur l'environnement (EIE) appropriées sur les projets
susceptibles d'avoir des répercussions écologiques importantes et il souligne la nécessité de disposer au niveau des États de
moyens pour tester la toxicité, procéder à une analyse de l'exposition et une évaluation du risque, qui font tous appel à des
investissements considérables en ressources et en formation.Nous espérons que ce manuel aidera les pays en développement
à accroître leur capacité à procéder au suivi écotoxologique et leur permettra de respecter leurs engagements en vertu de
l’Agenda 21.
Il sera également précieux pour les étudiants qui entreprennent des études universitaires dans la gestion des ressources
naturelles, l'écologie appliquée dans le domaine de l’écotoxicologie et d'autres disciplines apparentées.
Le présent ouvrage est la traduction d’un manuel anglais. Par conséquent, la plupart des références citées sont destinées à un
public anglophone. Les ressources permettant de trouver une liste de références destinée à un public francophone pour
l’ensemble de l’ouvrage n’étaient malheureusement pas disponibles. Les auteurs et rédacteurs s’en excusent. Il existe des
équivalents en français d’un grand nombre des textes de base confortant de nombreux chapitres et ils peuvent être identifiés
par une recherche sur le web et/ou dans une bibliothèque.
REMERCIEMENTS
Ce livre est le produit de près de vingt années de recherche, de mises au point et d’application. Les rédacteurs voudraient
remercier les personnes qui ont participé directement à sa réalisation: les auteurs, les directeurs des ressources financières
Simon Eden-Green, du Programme de protection des cultures du DFID, et Jeremy Stickings du Contrat de services conseil et
assistance du DFID ainsi que l'équipe chargée des publications Valerie Howe, Andrew Beatson et Pete Birkett (Service des
publications de Medway, université de Greenwich à Medway) pour leur aide et le gros travail qu'ils ont fourni pour concevoir
et produire cet ouvrage. Les excellentes illustrations ont été apportées par Sasha Lauer et Pete Birkett. Les photos de la
couverture et des fiches méthodologiques ont été fournies par Colin Tingle, Ian Grant, Bryn Bettany et Bernadette McCarton.
De nombreuses personnes ont apporté leur concours indirectement en aidant au niveau du projet, y compris du personnel
détaché par des ministères gouvernementaux, des services, des universités et des organismes d'aide.Que tous, dont le nombre
dépasse la centaine, reçoivent nos remerciements.
La traduction en français du présent manuel a été facilitée et financée par PAN-UK, l’organisation des Nations Unies pour
l’alimentation et l’agriculture (FAO) et le Centre technique de coopération agricole et rurale (CTA) avec un appui financier
partiel de la Communauté européenne. La traduction a été effectuée par Agrooh! Bioscience translations. Nous souhaitons
leur exprimer notre gratitude. Nous remercions Barbara Dinham et ses collègues EloiseTouni et SheilaWillis à PAN-UK pour
leur détermination et leur appui.
Nous sommes reconnaissants au Dr. Ralf Peveling et au Dr. BrunoTan pour leur aide en ce qui concerne la révision technique
de la traduction de divers chapitres ainsi qu’à Michèle Russell-Smith pour avoir accepté la tâche énorme de teminer et réviser
la traduction et de corriger les épreuves.
Nous remercions le Pb Group, à Sittingbourne, dans le Kent, pour la production et la réimpression du manuel.
Un des auteurs du manuel, Mike Lambert, est décédé le 18 juillet 2004 à l’âge de 62 ans après avoir lutté pendant deux ans
contre un plasmacytome.Mike était un herpétologiste expérimenté qui avait beaucoup voyagé et qui a défendu l’utilisation des
reptiles et des amphibiens en tant qu’indicateurs de la santé de l’environnement. Sa contribution à la présente publication sera
l’un de ses héritages aux agents de terrain dans de nombreuses régions du monde.
INTRODUCTION
Le recours aux produits agrochimiques pour augmenter la production alimentaire des pays en voie de développement s'est
intensifié au cours de ces vingt dernières années. Les cultures industrielles comme le coton dépendent elles aussi d’apports
importants en engrais et en pesticides pour maintenir les rendements ou les augmenter. Appliqués correctement et
judicieusement, ces produits peuvent aider à la lutte contre les ravageurs végétaux et animaux et à éviter les maladies chez
l’homme et le bétail. Les tendances actuelles montrent que le marché des insecticides et des herbicides dans les pays en
développement est en plein essor et que leurs ventes et leur utilisation sont en train de dépasser celles des fongicides,
acaricides, nématicides et rodenticides. Outre le fait qu'ils sont utilisés en plus grandes quantités, les insecticides et les
herbicides tendent à avoir les effets secondaires les plus graves sur l'environnement.
La quantité d’un pesticide atteignant réellement sa cible est souvent faible, et la plus grande part finit dans la nature et la
contamine. Les problèmes environnementaux susceptibles de survenir par suite de l'utilisation de ces produits, voire de leur
mauvais usage, comprennent la contamination de la nourriture et de l'eau, et des effets nuisibles sur les organismes non-cibles
et la fonction de l'écosystème. Le comportement des pesticides et leur impact sur l'environnement dans les écosystèmes
agricoles et les autres écosystèmes a surtout été étudié dans les pays tempérés. Cela signifie que les prévisions de risques
reposant sur les conditions agricoles de ces zones tempérées ne sont pas totalement fiables lorsqu'on les extrapole à d'autres
zones climatiques, voire à des biomes où se trouve la plus grande part de la biodiversité mondiale.
L'écotoxicologie est une discipline relativement nouvelle qui est elle-même la combinaison d'au moins trois autres disciplines:
la chimie, la toxicologie et l'écologie. La science de l’écotoxicologie n'est pas encore suffisamment développée pour permettre
des prévisions de danger et de risque avec la précision souhaitée, en particulier lorsque l'on cherche des réponses dans des
conditions de travail et d'environnement variables.Néanmoins, les cadres méthodologiques et les bases de données ont évolué;
ils permettent de faire des évaluations de risques bien étudiées et le suivi de l'environnement étaye ces évaluations grâce à
l'apport et au renforcement de documents issus d’études de cas.
Les évaluations des risques sont un outil d'aide à la décision. Elles servent à présenter les données sur une intervention de
façon rationnelle et communicable, facilitant le processus de prise de décisions. Une évaluation de risque est un exercice de
prévision portant sur une modification ou une intervention (tel que l’utilisation d’un pesticide) qui repose sur des données,
des jugements et des hypothèses scientifiques.Une évaluation identifie les dangers significatifs et estime selon quelle probabilité
ils pourraient nuire à des personnes ou à l’environnement. Elle permet également de prendre des décisions sur les façons de
diminuer ou de réduire certains risques (c'est la gestion du risque). Les décideurs et le public souhaiteraient qu'on leur
présente des informations plus précises mais, dans nombre de situations, celles-ci n'existent tout simplement pas. Le but d'une
évaluation de risque est de déterminer aussi objectivement que possible, à partir du peu d'informations factuelles dont on
dispose, l'option la moins dommageable et la plus raisonnable qui apportera les bénéfices recherchés. C'est à ce stade que les
avantages doivent en toute certitude être contrebalancés par les risques.
2 I n t r o d u c t i o n
L'objectif premier de ce manuel est de renforcer la capacité des institutions locales et régionales à entreprendre un suivi
significatif et une évaluation des interventions de développement mettant en jeu des quantités importantes de pesticides. Le
transfert de méthodes et de techniques appropriées de suivi écologique permet aux institutions d'entreprendre des recherches,
de prendre la responsabilité d'une meilleure maîtrise des pesticides et d'un meilleur jugement sur leur utilisation localement. Il
permet aussi de prodiguer aux décideurs des secteurs de l'agriculture, des ressources naturelles, de la santé publique et de
l'environnement des outils et des conseils pour résoudre les questions relatives à leur gestion. Ce manuel pourra aider le
personnel des ministères, des services administratifs et des ONG à comprendre les rudiments et la pratique du suivi et de
l'évaluation de l'impact des pesticides. Pour des raisons pratiques, il est destiné à être utilisé par des employés sur le terrain et
leurs assistants, mais il sera également utile aux directeurs ainsi qu'aux étudiants en écotoxicologie, en écologie et en gestion
des ressources naturelles, qui y trouveront un outil de formation. Le présent manuel est un outil pour le renforcement des
capacités mais il ne permettra pas de mener des études écotoxicologiques sans assistance.
Il sera généralement nécessaire de disposer de l'apport de spécialistes pour planifier et concevoir un programme de suivi de
pesticides, et pour interpréter les séries de données recueillies.
Ce manuel a été mis au point par des chercheurs bénéficiant d'une grande expérience sur le terrain en matière d'impact et de
suivi des pesticides dans les pays tropicaux, où des contraintes liées au budget, à l'éloignement des zones d'étude, à
l'alimentation électrique et au transport du matériel ont donné lieu à l'élaboration de méthodologies «appropriées». Le résultat
est un recueil de méthodes écologiques solides utilisant un matériel peu onéreux destiné à la détection et à la mesure des
modifications de structure des populations et des fonctions de l'écosystème. Il est indiqué pour une utilisation dans le biome
tropical et le biome subtropical, à des niveaux de gestion divers (du sauvage au cultivé). Les méthodes qui nécessitent un
matériel relativement sophistiqué ne sont mentionnées que dans leurs grandes lignes et s'accompagnent d'une référence
bibliographique: les fiches méthodologiques de ces méthodes d'étude ne sont pas fournies, puisqu’on suppose qu'elles seront
rarement utilisées sans aide extérieure.
Il est à noter que bien que les pesticides aient un effet négatif sur les plantes, les méthodes d’observation de la végétation ne
sont pas traitées dans ce manuel. L'impact de ces produits sur les plantes est un domaine assez négligé, mais les lecteurs que
le sujet intéresse sont invités à se reporter aux ouvrages suivants, qui traitent le sujet dans une certaine mesure (surtout pour
les herbicides): Brown (1978) et Greaves et al. (1988). Les méthodes écologiques de recensement des plantes sont données
par Bullock (1996).
Les méthodes indiquées dans ce manuel ne sont en aucune façon exhaustives. Il s'agit d'une sélection de méthodes utiles et
génériques qui répondent aux critères évoqués plus haut. Il faudra les adapter aux conditions locales et aux contraintes
spécifiques, y compris les aspects budgétaires et logistiques. De toutes les difficultés de mise en œuvre prévues et abordées
dans cet ouvrage, c'est l'absence d'expertise taxonomique qui est la plus dure à surmonter; nous avons donc suggéré des façons
de faire face à ces difficultés initiales, puis indiqué auprès de qui on trouvera une aide pour procéder à l'identification de la faune,
et comment procéder.
RÉFÉRENCES
BROWN,A.WA. (1978) Ecology of Pesticides. NewYork:Wiley-Interscience.
BULLOCK, J. (1996) Plantes. 111-137 In: Ecological Census Techniques.A Handbook. Sutherland,W J. (ed.). Cambridge: Cambridge
University Press.
GREAVES, M.P, SMITH, B.D. and GRIEG-SMITH, PW (eds) (1988) Field Methods for the Study of Environmental Effects of Pesticides.
BCPC Monograph, No. 40.Thornton Heath: British Crop Protection Council.
3
COMMENT UTILISER CE MANUEL
Le but premier de ce manuel est d'aider le personnel des institutions nationales et locales à comprendre les rudiments et la
pratique de l’observation de l’évaluation, et du suivi de l'impact des pesticides.Mais l'impact des pesticides est un sujet complexe
et ce manuel ne peut espérer apporter toutes les instructions dans les disciplines sur lesquelles reposent les évaluations. Il faut
l'utiliser comme un guide pour faire un suivi et des évaluations ciblés des interventions en vue du développement (agricole) qui
font beaucoup appel aux pesticides. On ne trouvera pas dans cet ouvrage des informations permettant à toute institution ou
groupe d'entreprendre tous les aspects d’un programme de suivi de l'impact des pesticides sans une assistance technique. Des
aspects de planification du programme, de conception, de l'analyse de données et d'interprétation exigeront les conseils d'un
personnel technique qualifié, garantie de préconisations sûres.
La mise en page de ce manuel est conçue de manière à guider le lecteur à travers les diverses étapes nécessaires à planifier et
élaborer un programme de suivi environnemental dans le but:
• d’évaluer l'impact des pesticides
• de choisir des processus écologiques ou des groupes de faune sauvage à observer
• de choisir les méthodes d'échantillonnage et d’observation appropriées
• de traiter et d’analyser les données recueillies
• d’interpréter l'information.
Le premier chapitre décrit les grandes lignes des étapes préparatoires nécessaires à planifier et à élaborer un programme de
suivi environnemental. L'étude documentaire définit les données de base qu'il est nécessaire de recueillir de façon à décider
quels groupes de faune sont les plus menacés et devraient donc faire l’objet d’un suivi. On pourra également s'appuyer sur les
divers tableaux qui suivent pour prendre cette décision.Une fois que la faune et/ou les processus clés ont été identifiés, il faudra
consulter le(s) chapitre(s) pertinent(s) pour déterminer les méthodes d'échantillonnage ou de suivi à utiliser de manière à
recueillir les données les plus appropriées sur ces groupes ou ces processus. Il pourra être avantageux d'observer plusieurs
groupes ou processus et, dans ce cas, il faudra consulter plusieurs chapitres.
Une fois que les organismes non-cibles et méthodes de suivi appropriées auront été déterminés, il faudra se reporter au
chapitre 2, ‘Notions de statistique: problèmes et méthodes’. Ce chapitre aborde les notions clés du dispositif expérimental
nécessaires à garantir que les données recueillies soient pertinentes et correctement traitées, afin que l'évaluation de
l'hypothèse de départ soit valable sur le plan statistique. À ce stade, il est fortement recommandé de consulter un statisticien
ou un biométricien d'une école supérieure ou d'une université locale, car cela réduira le risque de recueillir des données non
pertinentes.
La lecture en détail de l'exemple concret vous aidera également à vous familiariser avec la procédure de collecte de données,
le traitement et l’analyse de celles-ci, jusqu'à l'interprétation des résultats.
Chaque chapitre décrit les méthodologies d'échantillonnage ou de suivi qui conviennent le mieux à un groupe particulier de
faune selon son habitat, le type de pesticide utilisé, le mode d'application, et pour évaluer les effets par groupe de pesticides.
D'importants aspects à prendre en compte dans le choix des techniques concernent la disponibilité des matériels: les trouvera-
t-on sur place, ou pourront-ils être fabriqués sur place? Pourra-t-on disposer des effectifs nécessaires pour cette méthode
particulière? Ce personnel a-t-il les compétences nécessaires ou faudra-t-il faire appel à des experts extérieurs? A-t-on
besoinde laboratoires pour effectuer le traitement des échantillons recueillis et si oui, sont-ils disponibles? Il faudra examiner
avec soin des questions de ce type à ce stade.
On lira soigneusement les fiches méthodologiques sur le suivi ou les techniques d'échantillonnage sur le terrain pendant la
phase de planification du programme. Elles décrivent des facteurs qu'il faut prendre en compte aussi bien dans la préparation
d’une technique que sa mise en œuvre. Elles sont imprimées sur du papier imperméable longue durée, car elles sont destinées
à être emportées sur le terrain comme aide-mémoire.Vérifiez la partie «À retenir» avant de vous rendre sur le terrain.
4 C ommen t u t i l i s e r c e ma n u e l
Outre des connaissances sur l'évaluation environnementale et l'écotoxicologie, le domaine dans lequel il est le plus probable
qu'on ait besoin de personnel formé est celui de la taxonomie. Dans de nombreux cas, il sera nécessaire de disposer d’experts
sur des taxons particuliers pour effectuer l’identification des biotes ou la vérifier. On devrait pouvoir trouver assez facilement
cette aide pour les mammifères comme pour les oiseaux auprès de membres des associations locales (ou nationales) sur la
nature, les ONG et les services d'administration des parcs et de la faune sauvage. Les musées ou les universités au niveau local
ou national peuvent détacher ou suggérer des spécialistes de la taxonomie des insectes, des araignées, des poissons et des
invertébrés aquatiques, des amphibiens et des reptiles ainsi que de la zoologie des invertébrés en général.
Note: Si l'on doit se rendre sur le terrain en vue d'inspections prolongées pour procéder à un suivi à l'aide de plus d'une
méthode d'échantillonnage, il est conseillé d'emporter la totalité du manuel, pas seulement les fiches méthodologiques. Cela
aidera à prendre les décisions concernant le choix des sites d'échantillonnage, le traitement des échantillons, la collecte des
données, la conservation et le stockage des échantillons, etc.
Le lecteur trouvera au chapitre 1 intitulé ‘Phase d'analyse et d'évaluation’ des suggestions de présentation efficace des données
et des résultats qui devront être soigneusement prises en compte, car elles peuvent influencer le choix des méthodes. Elles
sont suivies, à la fin du chapitre 1, par un exemple concret, qu'il faudra relire avant de commencer la présentation et l'analyse
des données.
NB. Depuis la publication initiale, un certain nombre d’auteurs du présent manuel et des Fiches méthodologiques a quitté le
NRI. Lorsque possible, leurs coordonnées mises à jour sont incluses dans les notes en bas de page des différents chapitres. Un
grand nombre des auteurs des chapitres fait maintenant partie du NR Group et peut être contacté par le biais du site web de
ce groupe: www.thenrgroup.net.
ÉLABORATION D’UN PROGRAMME
DE SUIVI ÉCOTOXICOLOGIQUE 1
Colin C.D.Tingle1 et F. Grant2
Natural Resources Institute, University of Greenwich at Medway, Central Avenue,
Chatham Maritime, Kent ME4 4TB, Royaume-Uni.
Le suivi et l’évaluation écotoxicologiques sont des tâches qui nécessitent une bonne qualification; elles requièrent la
connaissance et l’étude d’un ensemble complexe de problèmes étroitement liés. C’est un travail qui réclame beaucoup de
temps, qui mobilise souvent une équipe complète, de nombreux équipements et dont les coûts peuvent rapidement devenir
prohibitifs. Établir des objectifs clairs et raisonnables avant le démarrage du travail sur le site permettra donc de limiter les
dépenses et d’obtenir des résultats scientifiques solides. Dès les premières étapes du travail, il est indispensable de définir ce
qui doit et peut être fait, le type d’assistance requis et les tâches qui ne sont pas indispensables. Il s’agit de passer au crible le
programme proposé d’application de pesticides ou de dépister les émissions éventuelles de ces produits, ainsi que les
contaminations accidentelles. Les programmes de lutte contre les ravageurs en sont les sources les plus probables et ils
nécessitent un suivi environnemental. Cependant, tout déversement accidentel ou autres incidents de contamination par les
pesticides sont traités selon les mêmes grands principes décrits dans ce qui suit.
Ce chapitre décrit les étapes de planification et de conception d’un programme de suivi permettant d’évaluer les impacts de
l’utilisation de ces produits en zones tropicales. Il aborde tous les thèmes importants qui requièrent une attention particulière,
met l’accent sur la conception du travail sur le site, mais donne également des indications aidant à l’évaluation des risques. Ce
chapitre permet de déterminer si un suivi est nécessaire et pour quel type de faune; il présente les résultats obtenus et se
conclut par un exemple concret qui accompagne le lecteur au cours de chaque étape du processus.
EXAMENAPPROFONDI DES PROGRAMMES DE LUTTE CONTRE
LES RAVAGEURS
Le but de cet examen est d’expliciter les dangers et les risques présentés par l’utilisation des pesticides: identifier les espèces,
les ressources ou les systèmes exposés et évaluer, pour chacun de ces cas, l’amplitude, la durée et la signification de ces
dangers.Cette étude s’appuie, pour un milieu écologique donné, sur la compréhension du traitement proposé (calendrier
d’application, dose appliquée, échelle), de la nature du produit chimique utilisé, des études écotoxicologiques existantes et des
biotopes concernés. Certains risques sont quantifiables (voir Chapitre ‘Évaluation des risques’), d’autres non, l’évaluation sera
donc inévitablement subjective. Cependant, les opérateurs devront, autant que faire se peut, faire preuve d’objectivité et les
éléments subjectifs devront être reconnus comme tels. Une évaluation basée sur des critères biologiques, sociaux et
économiques permettra de renforcer l’objectivité de l’étude. Une étude documentaire, confortée par l’avis d’experts
techniques, et une visite de la zone de traitement sont indispensables pour finaliser cette étape.
Le chapitre ‘Évaluation des risques’ traite de la manière dont doivent être appréciés les impacts négatifs potentiels d’un
pesticide sur une vaste gamme d’organismes et de mécanismes écologiques. En général, la décision d’engager ou non un suivi
dépendra de l’endroit où le produit sera utilisé. De nombreux types de milieux peuvent être soumis à un traitement avec des
pesticides. Les zones classifiées au niveau international seront soumises à la législation au niveau national et les interventions
pourront nécessiter une Étude d’impact sur l’environnement (EIE). Les Zones écologiquement sensibles (ZES) qui ne
bénéficient d’aucune protection peuvent être soumises à un traitement par des pesticides sans qu’il soit besoin d’une EIE, mais
un suivi environnemental des organismes non cibles est crucial dans de telles zones. Les réserves naturelles strictes et
scientifiques, les parcs nationaux, les monuments naturels et les résidences des communautés humaines autochtones doivent
être préservés de l’utilisation de produits chimiques toxiques, mais les zones ne bénéficiant que d’une classification nationale
peuvent cependant être soumises à un tel traitement. Comme pour les zones protégées au niveau international, l’EIE permettra
d’évaluer la nécessité d’un suivi dans les zones soumises à la législation nationale. Les zones non classifiées et non protégées
(forêts, zones humides ou zones agricoles) sont les plus susceptibles d’être traitées avec des pesticides. La nécessité d’effectuer
le suivi de ces produits doit alors être étudiée au cas par cas, mais, en général, le suivi doit être mis en œuvre, à moins que le
risque auquel la faune et la flore et l’environnement seront confrontés soit négligeable.
1 Adresse: 9 Norman Avenue, Henley-on-Thames, Oxon RG9 1SG, R-U. tc09@gn.apc.org/colin.tingle@thenrgroup.net
2Adresse: Cybister Environmental Protection, Oak House, South Street, Boughton, Kent ME13 9PE, R-U. ian.grant@cybister.plus.com
6 C . T i n g l e e t I . G r a n t
Lors d’une application de pesticides sur des zones où la législation nationale n’impose aucune EIE, la décision d’effectuer le suivi
d’un traitement particulier doit prendre en compte de nombreux facteurs. Certains de ces facteurs sont mentionnés auTableau
1.1. Le suivi écologique est essentiel quand des populations et des mécanismes écologiques clés sont confrontés à un risque
significatif dû aux traitements avec des pesticides. Les situations touchant des espèces en danger critique d’extinction ou rares
(Tableau 1.1), des fonctions écologiques ou des espèces clés doivent faire l’objet d’un suivi. Il existe peu de situations où il est
possible d’affirmer en toute sérénité que le suivi n’est pas nécessaire, même quand les espèces sont abondantes, car les facteurs
culturels et économiques présentant une signification locale doivent être pris en compte. La prise de décision dépend alors
plus étroitement des résultats de l’évaluation des risques, un outil de prévision décrit plus loin dans ce chapitre.
Tableau 1.1 Facteurs à examiner lorsque l’on évalue la nécessité d’effectuer le suivi
des impacts potentiels sur la faune et la flore
Espèces/ressources exposées Impact potentiel
État de la Importance Importance Importance
population écologique culturelle économique
Espèces en danger Espèces clés, Espèces phares, bien Impérative. Extinction.
critique d’extinction, écologiquement connues du grand
exposées à un risque importantes pour d’autres public et possédant
d’extinction extrêmement espèces OU cruciales une grande
élevé dans la nature et dans pour des mécanismes importance culturelle.
un futur proche. écologiques clés.
En danger, exposées à un Significatives pour de A grande valeur, Élevée. Déclin de la
risque élevé d’extinction nombreuses autres importante pour population.
dans la nature et dans un espèces OU fonctions certains aspects
futur proche. écologiques. culturels humains.
Vulnérables, susceptibles de Peu importantes, pertes Peu importantes, sans Modérée. Mort des adultes.
passer dans la catégorie ‘En insignifiantes pour la signification pour les Mort des immatures.
danger’ à moyen terme. composition en espèces groupes culturels Échec de la
de l’habitat et pour les majeurs. reproduction.
fonctions écologiques.
Potentiellement menacées, Inconnu. Faible. Problèmes sanitaires.
susceptibles de passer dans Retard de croissance.
la catégorie ‘Vulnérables’.
Rares, non encore Changement dans la
vulnérables, mais dont les physiologie.
populations dans le monde Changement dans le
sont peu nombreuses et comportement.
sont donc menacées de ce
fait.
Non menacées, ne
présentant pas de risque
d’extinction à moyen terme.
Abondantes, communes et
largement répandues.
Classification des catégories de population selon l’UICN.
É l a b o r a t i o n d ’ u n p r o g r amme d e s u i v i é c o t o x i c o l o g i q u e 7
Le suivi des effets sur la santé humaine est normalement crucial quand les personnes entrent en contact direct avec les
pesticides. Les effets de ces produits sur la santé humaine ne sont pas traités dans ce manuel. Les méthodologies utilisées par
LOCUSTOX pour déterminer l’exposition à laquelle sont confrontés les opérateurs de pulvérisation ou tout autre personne
impliquée dans la lutte antiacridienne sont disponibles dans la littérature (Mullie et al., 1998; Dossou et Mullie, 1998). Un
excellent guide est également proposé à ce sujet par l’Organisation des Nations Unies pour l’alimentation et l’agriculture
(FAO).
Suivi environnemental, consultation des parties prenantes et définition des politiques
Considérant l’engagement pris par les pays membres des Nations Unies dans le cadre de l’Agenda 21 d’utiliser des méthodes
de lutte contre les ravageurs respectueuses de l’environnement (CNUED, 1992), l’étude continue des impacts des pesticides
sur l’environnement devrait devenir la norme. Ces études serviront alors de base pour développer et amender les politiques
portant sur l’utilisation des pesticides. Cependant, l’établissement de politiques efficaces nécessite plus que de simples données
scientifiques. Ainsi, lors d’une étude portant sur une utilisation des pesticides à grande échelle, il sera nécessaire d’impliquer
toutes les parties prenantes dans les discussions pour définir l’étendue de l’étude, cerner les centres d’intérêt, cibler les espèces
à étudier et établir les paramètres et indicateurs d’impact.
Le but général d’un travail de terrain est de lever tout doute subsistant encore après l’évaluation des risques et de s’assurer
que les mesures d’atténuation des impacts sont efficaces. Les résultats du travail de terrain doivent être utilisés pour établir les
politiques futures qui portent sur le suivi de la lutte contre les ravageurs. Les opérations de suivi ont, par le passé,
principalement pris en compte les données scientifiques, en négligeant les éléments socio-économiques. Le dialogue n’a donc
pas pu s’établir entre les scientifiques et les autres parties prenantes, au plus grand mécontentement de tous. Il est donc
recommandé d’initier, en amont de tout projet de suivi d’impact, une consultation des parties prenantes. Les ONG, les instances
gouvernementales, les organismes locaux, les groupes de fermiers, les individus ou les entreprises doivent être impliqués afin
de refléter toutes les opinions. C’est de cette manière que sera limité le risque d’aboutir à des politiques inefficaces et mal
adaptées.
Le détail de la consultation des parties prenantes n’est pas traité dans ce manuel, mais les responsables de tout programme de
suivi environnemental doivent garder à l’esprit que cette étape est capitale pour l’intégration de leurs résultats dans le contexte
politique (Royal Society, 1997). Les experts en sciences sociales sont à même de fournir des indications sur la manière
d’impliquer les parties prenantes.
PHASE DE PLANIFICATION
Analyse de la situation
La première étape consiste à cerner et à décrire le problème (potentiel). C’est à cette étape qu’il convient de considérer une
vaste gamme de facteurs. Les indications et le diagramme des tâches qui suivent sont fournis pour permettre d’analyser une
situation spécifique vis-à-vis des pesticides utilisés. Le diagramme des tâches est un outil précieux pour définir le processus
adéquat (Figure 1.1). Dans l’exemple donné, un insecticide organophosphoré doit être pulvérisé sur ou à proximité de masses
d’eau. Le diagramme mentionne les questions à poser à propos du type d’organophosphoré utilisé, des paramètres d’application,
des dates de pulvérisation envisagées et du type de masse d’eau touchée. Dans ce cas, il s’agit également de déterminer si la
masse d’eau a une valeur économique ou une valeur de conservation pour les espèces. Le problème est de savoir si le pesticide
organophosphoré contaminera l’eau et si oui, s’il en résultera un effet négatif sur les invertébrés et/ou les poissons, avec des
effets indirects dans la chaîne alimentaire.
8 C . T i n g l e e t I . G r a n t
Étude documentaire
Avant d’organiser le travail de terrain, il est conseillé de mener une étude documentaire comportant la collecte des données
pertinentes, à partir de sources bibliographiques et auprès des institutions locales.Ces données doivent couvrir tous les aspects
présentant un intérêt pour l’étude:
• l’écologie de la zone, comprenant les listes des espèces endémiques, rares et protégées;
• l’écotoxicologie du pesticide dans un même environnement (ou un environnement similaire);
• les propriétés physicochimiques et autres caractéristiques du pesticide, sa formulation, incluant sa solubilité dans
l’huile/l’eau, sa rémanence et sa capacité de bioaccumulation dans le sol, l’eau ou les tissus animaux et végétaux.
L’analyse des données issues de cette étude documentaire permet de définir, grâce à un rapide processus de sélection, les
risques et dangers potentiels auxquels l’utilisation des pesticides expose la faune auxiliaire et autres organismes non cibles, y
compris les humains. Cette évaluation permet de déterminer l’intérêt du programme de suivi et, en cas de réponse positive,
permet de définir le type de (nouvelles) données primaires à collecter (sur le terrain).
Formulation des hypothèses
L’étape suivante consiste à formuler une hypothèse basée sur la connaissance des impacts possibles du ou des pesticides. Il en
résulte l’établissement d’une relation entre le pesticide et son impact perçu (voir Figure 1.1). L’hypothèse est ensuite inversée
pour produire une hypothèse nulle (à réfuter) qui consiste à penser le contraire de l’hypothèse de base: il n’existe aucune
relation entre les variables spécifiques évaluées. Afin d’éviter de possibles biais dûs aux choix humains (conscients ou
inconscients), la rigueur scientifique conseille, pour obtenir un travail de meilleure qualité, de réfuter l’hypothèse nulle au lieu
de prouver l’hypothèse proposée. Si l’étude documentaire des impacts soulève plus d’un problème, il peut s’avérer nécessaire
d’établir plusieurs hypothèses nulles, dans la mesure où elles restent claires et concises. Sinon, plus d’informations que
nécessaire risquent d’être collectées, entraînant un gaspillage de temps et de ressources.
Avant de planifier le travail de terrain, l’analyse des problèmes doit être revérifiée; c’est un point crucial qui peut permettre
d’éviter la collecte d’informations qui s’avèreront inutiles.
ÉVALUATION DES RISQUES
Le risque qu’un pesticide présente un effet négatif dépend de la toxicité du produit en question (substance active et/ou produits
chimiques utilisés dans la formulation) et de l’exposition subie par le milieu étudié, incluant la faune et la flore ainsi que les
humains. C’est au moment de l’étude documentaire qu’il est pertinent de déterminer quels groupes fauniques ou quels
mécanismes, fonctions ou indicateurs écologiques sont les plus exposés à une opération, un essai ou un programme de
pulvérisation donnés. C’est également lors de cette étape qu’il faudra décider des chapitres de ce manuel qu’il faudra consulter
en détail, afin d’organiser le programme d’échantillonnage/de suivi.
L’évaluation quantitative des risques (EQR) a été développée pour produire des évaluations chiffrées et objectives des risques
associés à un ensemble d’activités. Grâce à l’EQR, les activités sont comparées quantitativement, en fonction des risques
qu’elles présentent. Malgré les efforts entrepris dans le développement des EQR, il n’existe aucun consensus sur la
normalisation des critères et la signification des chiffres. Cependant, ce manuel considère le risque d’une manière plus
qualitative que quantitative. Il n’est certes pas question de contester l’utilité de l’évaluation quantitative des risques dans
certaines circonstances, mais priorité est donnée à la compréhension des sujets plus vastes qui concernent l’évaluation des
risques.
L’évaluation de l’impact des pesticides en zones tropicales est un domaine négligé de l’écotoxicologie. La plupart des travaux
scientifiques ont été conduits en zones tempérées et les données sur le devenir et l’effet des pesticides dans l’environnement
sont donc basées sur ces conditions. Cependant, les conditions tropicales modifient de manière spécifique le risque présenté
par la plupart des pesticides. Il peut y avoir des différences considérables entre le risque environnemental résultant de
l’utilisation de ces produits dans des écosystèmes tempérés et celui présenté par le même produit en zones tropicales. Il
n’existe pas de guide général sur l’évaluation des risques présentés par ces produits en zones tropicales, mais de nombreux
projets se sont penchés sur l’impact environnemental des pesticides dans ces zones et ont pris en compte le problème de
l’évaluation des risques. La faune des zones arides a bénéficié d’attentions particulières (Everts, 1997) et le projet FAO
LOCUSTOX au Sénégal a étudié la plupart des questions relatives à l’évaluation des risques présentés par l’utilisation des
pesticides. Il est fortement recommandé de consulter les rapports LOCUSTOX (Réf. ‘Pour en savoir plus’).
É l a b o r a t i o n d ’ u n p r o g r amme d e s u i v i é c o t o x i c o l o g i q u e 9
ÉTAPE EXEMPLE QUESTIONSA SE POSER
Nom du pesticide, formulation et dose? La date de
Pour lutter contre un ravageur, un pesticide la pulvérisation est-elle connue? Quel est le type
OBSERVATION organophosphoré est pulvérisé sur ou à de masse d’eau? Est-elle accessible? Quelle est
proximité de cours d’eau. l’étendue de la pulvérisation? Quelle est la
fréquence d’application?
Le dépôt du pesticide organophosphoré dans Le dépôt ou la contamination peuvent-ils être
PROBLÈME l’eau aura t‘il un effet négatif sur la faune mesurés? Quelle est la direction principale du vent
aquatique? ou le point de ruissellement principal?
Les données de référence écologiques sont-elles
Collecter et consulter les données secondaires disponibles? Des espèces rares/protégées sont-
ÉTUDE portant sur l’écotoxicologie et l’écologie de la elles concernées? Quels groupes fauniques sont
DOCUMENTAIRE zone à partir de sources bibliographiques et les plus menacés? Comment le bassin versant est-
auprès des institutions locales. il touché? Une ré-immigration sera t’elle possible?
Qu’en est-il de la rémanence et de la
bioaccumulation? Un suivi est-il nécessaire?
Hypothèse nulle:
Le pesticide organophosphoré dans l’eau a un Le pesticide organophosphoré dans l’eau ne
HYPOTHÈSE impact sur l’abondance des invertébrés modifie en rien la composition ni l’abondance des
benthiques. invertébrés benthiques.
Consulter le chapitre 1 sur le dispositif
expérimental. Les ressources humaines, physiques
et financières sont-elles disponibles? Cette étude
Conception d’un programme d’échantillonnage est-elle basée sur une étude existante? Apparier les
permettant de tester l’hypothèse nulle.
TRAVAIL DE habitats (substrat et débit). Le cours d’eau va t’il
Localisation des sites d’échantillonnage dans les
TERRAIN s’assécher avant la fin de l’échantillonnage?
zones du cours d’eau touchées et non touchées L’échantillonnage est-il quantitatif ou qualitatif? Le
par la pulvérisation. Collecte d’échantillons plan statistique est-il correct? L’étude est-elle à
d’invertébrés benthiques, traitement, comptage. court ou long terme? La collecte de données avant
la pulvérisation est-elle possible?
Consulter le chapitre 2 sur les statistiques. Les
données peuvent-elles être comparées? Les
ANALYSE DES Traitement des données, application du test données sont-elles distribuées normalement?
DONNÉES statistique puis rejet ou acceptation de Choisir un test statistique approprié.Tester les
l’hypothèse nulle. différences entre les moyennes ou les associations.
Quelle est la meilleure manière de présenter les
données? Les données clés doivent-elles être
Préparation de tableaux et graphiques clairs résumées sous forme de tableaux ou de
RÉSULTATS permettant de montrer l’impact du pesticide graphiques (courbes, histogrammes, barres,
sur les invertébrés. représentation par secteurs ou diagrammes en
cerf-volant sur fonds de cartes)? Quel est le
meilleur titre, quelles désignations utiliser pour les
axes?
Les résultats analytiques ont-ils une signification
biologique? Les impacts sont-ils à court ou à long
Finalisation de l’évaluation de la situation;
CONCLUSION terme? Combien de temps faudra t’il pour
l’impact est-il acceptable? constater une récupération écologique? L’impact
est-il acceptable ou non? Les mesures
d’atténuation sont-elles garanties?
Figure 1.1: Exemple de développement pas à pas d’un programme de suivi aquatique
10 C . T i n g l e e t I . G r a n t
Le premier point sur lequel doit se porter une évaluation des risques doit être la toxicité intrinsèque du pesticide sur les
organismes non cibles. L’étude documentaire doit donc avoir pour but la collecte du maximum d’informations possible sur la
toxicité chronique et aiguë de ce produit sur les organismes non cibles qui y sont exposés. La DL50 est une mesure de la toxicité
aiguë, c’est la dose (donnée généralement en milligrammes de matière active de pesticide non diluée par kilogramme), pour
une voie d’exposition donnée, qui tuera 50% des organismes d’une population d’un organisme donné. Ce paramètre est en
général mesuré sur une courte période, de 24 à 96 h. Les valeurs de la DL50 varient d’un organisme à l’autre, même s’ils sont
étroitement liés, en fonction de nombreux facteurs, tels que la voie d’exposition (orale, cutanée, par inhalation).Ces valeurs
varient également entre les groupes de pesticides, et parfois même à l’intérieur d’un même groupe. Le Tableau 1.2 résume les
risques dûs à la toxicité aiguë des principaux groupes de pesticides encourus par divers groupes fauniques et mécanismes
écologiques. Ce tableau signale le risque de mortalité, prend en compte la rémanence, mais n’indique pas les effets sub-létaux.
Le Tableau 1.3 récapitule la présence et l’abondance de la faune en fonction de différents habitats et indique donc les risques
d’exposition à un traitement avec des pesticides dans ces habitats. Le Tableau 1.4 définit le risque d’exposition à un pesticide
en fonction de sa méthode d’application. La précision de ces tableaux est limitée, car ils traitent d’un ensemble de pesticides
qui peuvent avoir des effets variables et à large spectre. Ils sont cependant utiles comme guides et pourront être complétés
par de plus amples informations sur le pesticide précis étudié, sur le détail des groupes fauniques (si disponible), sur les zones
traitées et les méthodes spécifiques d’application. Il sera nécessaire d’obtenir autant de données que possible sur les
caractéristiques du pesticide étudié, ainsi que sur son utilisation prévue qui affectera l’exposition des groupes fauniques.
La dose effectivement reçue par un organisme non cible sur le terrain est rarement connue, car l’exposition est souvent
indirecte. Il est possible d’estimer la concentration d’un pesticide dans l’air, le sol ou l’eau et sur les plantes ou autres surfaces
lors de la pulvérisation. Cette information permet d’interpréter la réponse observée (causalité) dans des groupes non cibles et,
sur la base des caractéristiques concentration-réponse et des volumes d’application, elle aide à prévoir la probabilité de
réapparition de ces mêmes impacts. La concentration probable sur le terrain est un facteur très important qui doit, d’une
manière ou d’une autre, être pris en compte, même grossièrement, lors de l’évaluation de la ‘toxicité’. La réponse type des
organismes à l’exposition aux pesticides est décrite par une courbe en général asymptotique 3 (Figure 1.2), mais dont la forme
précise peut varier en fonction des produits utilisés, des espèces et des conditions de terrain:
• température;
• humidité;
• intensité lumineuse;
• interaction avec d’autres produits chimiques
Ces facteurs ont chacun une influence sur la toxicité des pesticides et doivent donc être pris en compte pour évaluer quel
produit sera toxique, à quelle dose et pour quels organismes. Si la toxicité aiguë (Tableau 1.2) est considérée comme élevée
ou modérément élevée pour un groupe faunique particulier, alors c’est ce groupe qu’il faudra étudier et suivre. Le suivi d’un
groupe faunique potentiellement sensible peut ne pas être indispensable si des informations complémentaires (ex: dégradation
rapide à haute température ou haute intensité lumineuse) indiquent que le pesticide en question ne sera plus susceptible de
présenter un risque élevé pour ce groupe non cible.
3 Courbe sigmoïde (en forme de S), où, en dessous d’un seuil minimum de concentration, il n’y a pas d’effet négatif mesurable et où, au dessus d’un seuil
maximum, tous les membres d’un groupe spécifique sont touchés.
É l a b o r a t i o n d ’ u n p r o g r amme d e s u i v i é c o t o x i c o l o g i q u e 11
Tableau 1.2 Risque de toxicité aiguë
Groupe de Invertébrés Amphibiens/ Poissons Processus Invertébrés Lézards Oiseaux Mammifères
pesticides aquatiques Chéloniens géochimique terrestres
Organochlorés +++ ++ ++ ++ + – +++ ++ + –++ ++
Organophosphorés ++ – +++ 0 – +++ + – +++ ++ – +++ +++ 0 – +++ + – +++ + – +++
Carbamates +++ + – +++ +++ 0 – ++ +++ ? 0 – +++ + – +++
Pyréthrinoïdes +++ +++ +++ ++ – +++ +++ ++ - +++ 0 - + +
Inhibiteurs +++ 0 + + – +++ + – +++ 0? 0 0
de croissance
(IGR)
Phényl-pyrazoles +++ +++ ++–+++ ++ – +++ + – +++ +++ 0 – +++ ++
Biologiques + – +++ 0 0 + –++ ++ –+++ 0 0 0
Herbicides 0 – ++ + – +++ 0 – +++ + – ++ 0 – ++ 0 – ++ 0 – + 0 – +
Fongicides 0 – + + – ++ + – +++ + – ++ 0 – ++ ? 0 – ++ 0 – +
Légendes desTableaux 1.2 à 1.4 L’échelle utilisée dans ces tableaux a été choisie de manière délibérément subjective. Son but est
uniquement de servir d’indication sur l’intensité du risque d’impact négatif.
0 = Aucun risque
+ = Risque faible
++ = Risque modéré
+++ = Risque élevé
? = Risque inconnu
Figure 1.2: Courbe asymptomatique de la réponse (effet) des organismes à l’exposition à un pesticide.
Cependant, la toxicité aiguë et les effets létaux ne fournissent qu’une partie des informations concernant les effets non cibles. Les
effets sub-létaux, chroniques ou retardés, qui ne sont pas pris en compte dans les études portant sur la DL50, peuvent être très
importants, vu leur capacité à perturber les mécanismes écologiques. Par exemple, un pesticide qui ralentit le taux de
développement d’un organisme, diminue sa fécondité ou modifie son comportement alimentaire peut avoir, à long terme, un effet
aussi désastreux que la mortalité sur la taille ou la viabilité de sa population. Un exemple bien connu concerne l’impact du DDT
sur les oiseaux de proie. Bien que le DDT atteigne rarement le seuil létal dans le corps de ces oiseaux, il touche la population de
certaines espèces au moyen de son métabolite, le DDE, qui perturbe le métabolisme du calcium, entraîne un amincissement de la
coquille des œufs et donc des échecs de reproduction. Ainsi, dans la mesure du possible, les informations sur les effets chroniques
sub-létaux du pesticide doivent également être prises en compte pour décider de la nécessité d’un suivi.
12 C . T i n g l e e t I . G r a n t
Un produit chimique n’est toxique pour un groupe particulier d’organismes que si ces organismes y sont exposés. L’exposition à
un pesticide dépend:
• du lieu où le pesticide est appliqué (habitat);
• de la superficie d’application;
• de la méthode d’application;
• du calendrier (saison et heure de la journée);
• de la fréquence de l’application;
• du devenir du pesticide;
• de la rémanence;
• du mode d’action;
• de la biodisponibilité (c’est-à-dire l’aptitude d’un organisme à absorber un pesticide donné sur des surfaces contaminées, par
exemple, sur des feuilles).
Le type d’habitat soumis à l’application du pesticide est le premier élément à prendre en compte lors de l’évaluation du risque
d’exposition (Tableau 1.3). Par exemple, si un insecticide est pulvérisé dans une zone boisée, les invertébrés terrestres, les lézards,
les oiseaux et les mammifères doivent tous faire face au risque d’exposition, car ils sont tous susceptibles d’être présents dans cet
habitat.
Cependant, comme pour la toxicité, le risque d’exposition pour les organismes d’un habitat donné est modifié par des facteurs
tels que la méthode d’application (Tableau 1.4). Par exemple, une pulvérisation en ultra bas volume (UBV) produit de très fines
gouttelettes (voir Chapitre 4) qui tendent à être attirées par les surfaces verticales. Ainsi, quel que soit le produit pulvérisé en
UBV, la végétation croissant verticalement est confrontée à une forte exposition. Les groupes fauniques associés à cette végétation
sont donc plus exposés. Si une zone boisée est soumise à une pulvérisation UBV aérienne, la faune trouvant sa nourriture dans la
canopée (reptiles et oiseaux) ou y résidant de manière permanente ou temporaire (invertébrés, mammifères) est plus menacée
par l’exposition.
L’étendue des opérations de pulvérisation est un facteur important en termes d’impacts aigus et de récupération des populations.
Les opérations à grande échelle exposent plus d’habitats, perturbent plus d’espèces et compromettent la capacité des organismes
à recoloniser une zone traitée. Ainsi, la surface totale traitée et les techniques employées, comme les applications en barrières ou
toute autre méthode sélective réduisant la surface d’exposition, sont des facteurs à considérer lors de la détermination des
groupes fauniques en danger. Cependant, en cas de pulvérisation sélective, il est nécessaire de modifier les programmes de suivi
des organismes non cibles. Dans cette situation, la conception d’un programme de suivi requiert un plus grand soin pour garantir
l’obtention de résultats significatifs (voir Exemple concret).
Tableau 1.3 Faune et mécanismes écologiques exposés au risque par type d’habitat
Habitat Invertébrés Amphibiens/ Poissons Processus Invertébrés Lézards Oiseaux Mammifères
aquatiques Chéloniens géochimique terrestres
Forêts/zones +1 +– +++ 01 + – +++ + – +++ +++ +++ +++
boisées
Vergers/ 01 ++ 01 ++ ++ ++ ++ ++
plantations
Prairies/herbages 01 + 01 +++ +++ +++ ++ +++
Zones humides +++ +++ +++ 0 – + 0 – + + +++ +++
Cours d’eau +++ +++ +++ 0 – + 0 – + 0 ++ +++
Forêts fluviales +++ +++ ++ ++ ++ +++ +++ +++
Cultures 02 +2 02 +++ +++ + +++ ++
1 Sauf pour les torrents, mares ou eaux temporaires auquel cas + - +++
2 Sauf en cas de situations spécifiques, ex: rizières où les risques pour la faune aquatique sont élevés.
É l a b o r a t i o n d ’ u n p r o g r amme d e s u i v i é c o t o x i c o l o g i q u e 13
Le calendrier des applications modifie également le risque d’exposition pour de nombreux organismes. Un pesticide de contact
très toxique, par exemple, présente des risques différents selon l’heure de la pulvérisation. Les pulvérisations nocturnes ne
concernent pas les mêmes populations que les pulvérisations diurnes. La faune touchée diffère aussi selon le mois de l’année.
La composition faunique des zones tropicales est très saisonnière. C’est particulièrement le cas pour les invertébrés (pour
lesquels quelques semaines de décalage influent grandement sur l’abondance et la composition en espèces de la faune présente
dans un habitat donné), mais aussi pour les oiseaux et les reptiles. La fréquence des applications modifie la probabilité
d’exposition: plus la fréquence est élevée, plus le risque est fort.
Le devenir d’un pesticide se rapporte à son mode de dissipation, de transport et de dégradation dans l’environnement. Les
produits volatils se dissipent sur les surfaces plus rapidement que les composés non volatils, particulièrement dans les climats
tropicaux. De nombreux pesticides sont transportés dans les eaux courantes; d’autres forment un résidu fortement lié à la
surface des sols ou sont entraînés par lessivage dans les nappes phréatiques. Les propriétés respectives des pesticides et du
sol déterminent aussi l’exposition des organismes à ces produits. Les caractéristiques de base (physicochimiques) des pesticides
et leur devenir dans l’environnement sont des données fournies par les manuels d’agrochimie: il est ainsi plus aisé de
déterminer les groupes non cibles ou les mécanismes les plus exposés au risque.
La rémanence, c’est-à-dire le temps pendant lequel un pesticide reste efficace dans l’environnement, affecte l’exposition des
organismes à ce produit. Par exemple, les pesticides organochlorés tendent à être beaucoup plus rémanents dans le sol et sur
les surfaces (feuilles, troncs d’arbres, etc.) que les carbamates, qui sont plus solubles dans l’eau et donc plus susceptibles d’être
dégradés par les microorganismes. L’environnement qui reçoit le pesticide n’est pas un élément anodin.Quand le diflubenzuron,
un IGR du groupe des benzoyle-urées, est appliqué sur la végétation, il forme un résidu fortement lié à la cuticule des feuilles
où, après une application unique, il perdure pendant 4 à 16 semaines. Dans le sol ou l’eau, il se dégrade rapidement, et sa demi-
vie est comprise entre 2 et 8 jours. En raison de l’importance des variables environnementales, il n’existe pas de solution simple
permettant de présenter les données sur la rémanence et l’exposition dans un tableau. Les pesticides organochlorés peuvent
être plus rémanents dans l’environnement que bien d’autres pesticides, car ils forment un résidu lié aux lipides ou aux
substances organiques du sol. Cela signifie en revanche qu’ils ne sont plus biodisponibles (voir ci-dessous) et qu’ainsi,
l’exposition directe peut être réduite.
Tableau 1.4 Risque en fonction de la méthode d’application (le pesticide est toxique pour le
groupe considéré)
Méthode Invertébrés Amphibiens/ Poissons Processus Invertébrés Lézards Oiseaux Mammifères
d’application aquatiques Chéloniens géochimique terrestres
Pulvérisation +++ +++ +++ ++ +++ +++ +++ +++
aérienne – Jet d’air
Pulvérisation +++ +++ ++ ++ +++ ++ +++ +++
aérienne UBV
Application ++ ++ ++ +++ +++ +++ ++ ++
terrestre standard
Application + ++ + ++ +++ ++ ++ +++
terrestre UBV
Brumisation ++ +++ ++ ++ +++ +++ +++ +++
Poudrage + +++ + +++ +++ +++ ++ +++
Appâtage + + – ++ + + + – ++ ++ ++ ++
Granulés 0 – + ++ 0 – + +++ ++ +++ +++ +++
Immersion/ +1 01 01 ++ ++ 0 0 – ++ 0 – +
imprégnation
pour on
1 Sauf si les réservoirs pour l’immersion se situent près d’eaux stagnantes ou courantes (le rinçage des réservoirs augmente le risque pour
la faune aquatique).
14 C . T i n g l e e t I . G r a n t
Les dangers que présentent les pesticides pour les espèces, les groupes et les mécanismes écologiques dépendent de leur mode
d’action. Certains produits agissent par contact avec l’organisme, pénétrant la cuticule de l’insecte ou la peau de l’animal.
D’autres agissent par ingestion et doivent être consommés pour être efficaces. Certaines classes d’insecticides perturbent le
métabolisme ou la transmission de l’influx nerveux, d’autres, comme par exemple les rodenticides, sont des anti-coagulants qui
touchent les oiseaux et les mammifères. Les IGR inhibent la production de chitine et ne touchent donc que les animaux
possédant une cuticule chitineuse: ils sont non toxiques pour les animaux supérieurs mais concernent une large gamme
d’invertébrés à leur stade immature. Ces facteurs doivent être pris en compte pour décider du bien-fondé du suivi de groupes
ou processus non cibles.
La biodisponibilité est l’aptitude d’un organisme à absorber un poison présent dans son environnement et auquel il est
physiquement exposé. La biodisponibilité d’un pesticide dépend de ses propriétés physicochimiques (en particulier sa solubilité
dans l’huile ou dans l’eau), son mode d’action, sa rémanence, son devenir, ainsi que d’autres facteurs, comme la nature du
substrat et les conditions climatiques. La connaissance du comportement d’un pesticide dans l’environnement est donc cruciale
pour la prévision des risques. Par exemple, le parathion, un insecticide organophosphoré, possède une forte toxicité aiguë (faible
DL50) pour une vaste gamme d’arthropodes. Lorsqu’il est appliqué sur le sol, au même volume d’application et avec la même
formulation, ses effets sur le carabe Poecilus cupreus dépendent de la nature du sol: sablonneux ou argileux. Sur le sable, la
mortalité des carabes se chiffre à 95%, alors que sur les sols argileux elle est d’environ 3% (Heimbach et al., 1992). Le mécanisme
exact qui explique cette différence de toxicité reste inconnu, mais il peut s’expliquer par une absorption rapide de l’insecticide
sur la matière organique des sols argileux. Quelle qu’en soit la raison, le parathion n’est pas biodisponible pour les carabes sur
un sol argileux et donc il n’exprime pas sa toxicité normale.
TRAVAIL SUR LETERRAIN – PHASE DE MISE EN ŒUVRE
La première étape de mise en œuvre d’un programme de suivi est de concevoir le programme d’échantillonnage. Le programme
doit permettre, de manière fiable et sans biais, la collecte de données concernant les groupes fauniques ou les processus qui
ont été identifiés lors de l’évaluation des risques. Le choix de la méthode d’échantillonnage est une phase critique, car elle
détermine le type, la quantité et la qualité des données utilisées pour l’analyse des impacts. C’est également à cette étape qu’il
faut prendre en compte les facteurs logistiques, décider du personnel compétent pour collecter les données, évaluer les besoins
en équipements, moyens de transport et carburant. La date et le lieu des travaux sont aussi définis à ce moment. S’il est besoin
de baser l’étude sur des documents existants, il faudra comparer les impacts avec ceux enregistrés antérieurement ou
rechercher les signes de récupération dans les écosystèmes. Dans ce cas, la collecte de données comparables est capitale. Les
chapitres théoriques et les fiches méthodologiques de ce manuel servent de guide pour choisir une technique appropriée; ils
donnent tous les détails nécessaires pour appliquer sur le terrain les méthodes sélectionnées.
La présence de facteurs incontrôlés et la variabilité naturelle rendent difficile l’interprétation des données collectées sur le
terrain (voir Figure 1.5). En conséquence, et dans la mesure du possible, il est intéressant, pour étayer le suivi sur le terrain,
d’effectuer des tests en laboratoire et/ou de semi-terrain. Ce travail expérimental aidera les chercheurs à comprendre les
résultats du suivi sur le terrain et élucider les facteurs de cause et d’effet. Ce manuel ne traite pas des tests en laboratoire et
sur le terrain qui sont largement décrits dans la littérature (Barrett et al., 1994; Lynch, 1995). Les rapports LOCUSTOX
décrivent également ce travail préparatoire en laboratoire.
DISPOSITIF EXPÉRIMENTAL
Cette étape comprend la recherche des cartes, des informations biologiques et des informations opérationnelles sur
l’écosystème à étudier. Les services de la protection des végétaux, les services de santé publique, les agriculteurs ou les
entreprises privées donnent l’emplacement des zones à traiter, ce qui permet de déduire les habitats exposés aux risques. Des
visites sur le terrain affinent la sélection. Les variables environnementales (statistiques climatiques locales, chute des feuilles
saisonnière, niveaux des rivières) et les cycles biologiques des espèces sensibles (périodes de pollinisation, etc.), soit toutes les
données obtenues lors de l’étude documentaire, sont compilées avec les données sur l’étendue de l’opération et les statistiques
de pulvérisation. Cet ensemble de faits est alors utilisé pour déterminer les meilleures stratégies d’échantillonnage,
l’emplacement de zones témoins comparables et le calendrier optimal de suivi pour les groupes d’organismes clés. Mais, même
les plans les mieux conçus peuvent rester sans suite: un changement de dernière minute dans la date du traitement n’est pas
une situation exceptionnelle. Il est recommandé d’effectuer sur toutes les zones (traitées et non traitées) une étude avant
pulvérisation d’au moins 4 semaines. Si l’impact constaté réduit de manière drastique les populations ou fonctions écologiques,
il sera nécessaire de répéter le suivi des espèces touchées au moins un an après, pendant la même saison (voir page 29).
É l a b o r a t i o n d ’ u n p r o g r amme d e s u i v i é c o t o x i c o l o g i q u e 15
SÉLECTION DES SITES
La sélection des sites d’échantillonnage est une phase capitale pour tout suivi ou programme d’échantillonnage visant à évaluer
les impacts des pesticides. Des données collectées grâce à l’échantillonnage le plus méticuleux possible peuvent s’avérer inutiles
si les sites ont été mal choisis. Penser à tous les aspects du problème et se donner un temps suffisant de préparation permettent
d’éviter de tels déboires.
Le but de toute expérimentation ou étude comparative est de minimiser toute variation interne pouvant perturber le résultat
de l’étude. Les environnements naturels, comme ceux qui font l’objet d’une gestion humaine, sont soumis à des variables
indépendantes. Quand ces variables sont incontrôlables, il est important d’apparier et de stratifier les sites expérimentaux et
d’échantillonnage pour réduire les variations. Les chapitres qui suivent donnent toutes les indications nécessaires pour choisir
les sites et comportent des précisions relatives à chaque groupe et sujet d’intérêt. Les considérations statistiques (y compris
la stratification de l’échantillonnage) sont traitées au chapitre 2.
Environnement terrestre
La première étape de sélection des sites d’échantillonnage consiste à déterminer l’habitat qui doit être traité avec le pesticide
et choisir, pour effectuer les comparaisons requises, une zone témoin possédant un habitat similaire. L’appariement des zones
traitées et non traitées doit être exécuté avec une grande prudence, en prenant en considération des détails tels que
l’hétérogénéité à l’intérieur de l’habitat et en s’assurant que les zones traitées et non traitées soient compatibles sur ce point.
Par exemple, si l’habitat traité est une savane boisée, il doit être apparié à une zone non traitée de savane boisée dominée par
les mêmes espèces d’arbres ou comprenant un mélange similaire d’espèces. La topographie, ainsi que la végétation au sol, la
canopée et la géologie doivent être similaires. L’altitude (hauteur au-dessus du niveau de la mer) doit être la même, car ce
facteur modifie la composition en espèces des communautés fauniques.
Dans un écosystème agricole, il est fort probable qu’un schéma expérimental traditionnel (randomisation, constitution de blocs,
etc., voir chapitre 2) soit adopté. Dans ce cas, la plupart des informations fournies dans ce qui suit ne sont pas directement
utilisables. Cependant, si le dispositif expérimental traditionnel n’est pas adapté, et c’est souvent le cas dans les environnements
non gérés, alors il sera nécessaire d’adopter un protocole de suivi particulier. Ce protocole implique la répétition
d’observations et/ou de mesures pour vérifier si les sujets étudiés sont conformes à une norme donnée (dans le cas de
l’écotoxicologie: population, abondance relative ou composition en espèces fauniques statistiquement identiques à celles de la
zone témoin). Le but du protocole de suivi est de comparer des données véritablement comparables et de maintenir à un
minimum les variations incontrôlées.
Échelle du traitement
L’échelle du traitement avec des pesticides étudié est un élément clé pour le choix du site d’échantillonnage. Entreprendre un
programme d’échantillonnage sur une zone de quelques centaines de mètres carrés a peu de valeur si le traitement couvre des
dizaines, des centaines ou des milliers de kilomètres carrés, car la diversité du type d’habitats augmente en fonction de la
superficie traitée. L’échelle du traitement régit des facteurs tels que la proportion d’une population ou communauté vulnérable
susceptible d’être touchée et la capacité de la faune à recoloniser une zone traitée. Le choix des sites d’échantillonnage doit
refléter l’échelle du traitement et la biodiversité de la zone traitée et assurer que les sites de la zone traitée et de la zone
témoin sont statistiquement comparables.
Homogénéité des habitats
Il existe peu d’habitats homogènes. Les zones devant être traitées à l’aide du pesticide doivent être examinées et classifiées,
puis appariées avec des sites d’hétérogénéité similaire situés dans la zone non traitée. Par exemple, une zone en apparence
homogène de savane herbeuse peut effectivement se composer de diverses espèces de buissons, de graminées et d’arbres (voir
Exemple concret). La composition en espèces doit également être appariée (ce qui ici est relatif) pour délimiter des sites
d’échantillonnage comparables dans les zones traitées et non traitées. Une telle caractérisation de l’habitat doit être appliquée
à la densité du couvert végétal, à la densité et à la composition en espèces d’arbres, d’arbustes et de buissons, à la surface de
sol nu, aux dépressions humides, aux ressources en eau, etc.
Les conditions locales et le microclimat sont aussi des facteurs qui influencent le choix du site d’échantillonnage. Le microclimat
est un élément qui concerne particulièrement les processus microbiens et le comportement des invertébrés du sol. Il est donc
important d’apparier les sites d’échantillonnage en fonction des facteurs qui influencent le microclimat.
16 C . T i n g l e e t I . G r a n t
Sujets/groupes d’intérêt
Les sites d’échantillonnage doivent être sélectionnés ou étendus afin de collecter les données portant effectivement sur les
bioindicateurs et les espèces ou mécanismes clés ou sensibles identifiés lors des étapes précédentes (examen approfondi du
programme, étude documentaire). L’étendue des sites d’échantillonnage doit correspondre à la biologie et à l’écologie du
groupe choisi et ainsi refléter toute modification dans la population ou la composition en espèces. Par exemple, si les guêpiers
présentent un intérêt, les sites de l’étude doivent comporter une concentration raisonnable de proies et des perchoirs adaptés
aux techniques de chasse des oiseaux en question. Les sites d’échantillonnage doivent également être suffisamment éloignés les
uns des autres pour assurer le suivi de différents groupes familiaux.
Influence du mode d’application
Le Tableau 1.4 illustre l’influence du mode d’application sur la faune et/ou les mécanismes écologiques exposés au risque. Il
indique comment ceux-ci peuvent modifier les décisions de choix des sites d’échantillonnage. L’application sélective de
pesticides (voir chapitre 4), par exemple, aura une influence sur le mode d’application, les sites et la charge de travail
d’échantillonnage. L’application sélective est employée dans les interventions à grande échelle de lutte contre les criquets, les
chenilles défoliantes, les quéléas et les mouches tsé-tsé, où seule une partie de la zone ou de l’habitat est traitée. Dans ces cas,
le positionnement aléatoire des sites d’échantillonnage à l’intérieur de l’habitat ne fournira pas nécessairement des données qui
pourront être utilement interprétées. Lors d’une application en barrières dans la lutte antiacridienne, les sites d’échantillonnage
doivent être stratifiés à l’intérieur de la zone traitée pour représenter correctement les différentes concentrations d’insecticide
dans les barrières et à différentes distances de ces barrières, dans la zone dite inter-barrières (voir Tingle, 1996; Exemple
concret). Dans une telle situation, le positionnement du site d’échantillonnage dans la zone témoin est différent de celui effectué
dans la zone traitée, tout en prenant bien entendu en compte l’hétérogénéité de l’habitat.
Environnement aquatique
La première étape consiste à obtenir l’étendue des zones de pulvérisation programmées auprès des autorités ou des
entreprises qui exécutent l’application de pesticides.Ces zones sont ensuite superposées sur une carte qui mentionne les zones
humides, les trous d’eau, les rivières et les fleuves pouvant nécessiter un suivi biologique. La stratégie de sélection des sites en
eaux courantes et stagnantes dépend de l’échelle du traitement avec des pesticides, de l’étendue et de la classification des
environnements aquatiques (ex: zone de conservation, zone protégée, parc national) et des ressources disponibles pour
effectuer le suivi. L’objectif premier est d’établir, en vue de comparaisons statistiques, la variation dans le temps de la population
dans les sites traités et non traités, suite à une application de pesticides sur ou à proximité des eaux superficielles. Pour obtenir,
dès le départ, le moins de variation biotique possible, le substrat, le débit et la profondeur des sites d’échantillonnage doivent
être appariés. L’accessibilité des sites et l’échelle du traitement avec des pesticides entravent souvent cette tâche. Pour les
fleuves et les rivières, une configuration idéale se compose de deux ou trois stations appariées, situées en amont de la source
de contamination et d’au moins le même nombre de stations en aval. La plupart des hydrobiologistes sélectionnent plus de
stations en aval afin de déterminer la distance à laquelle la récupération se produit. Sauf en cas de travail sur de larges zones
humides comme les marais, les deltas ou les plaines inondables, il n’est en général pas possible d’échantillonner des zones
discrètes, c’est-à-dire des sites traités et non traités suffisamment éloignés et distincts les uns des autres. Des mares et des
petits lacs peuvent se trouver dans des zones traitées et non traitées mais leur nature ou leur utilisation peuvent réduire leur
similarité chimique et biologique.
É l a b o r a t i o n d ’ u n p r o g r amme d e s u i v i é c o t o x i c o l o g i q u e 17
Échelle du traitement
Une intervention à base de pesticides à grande échelle peut toucher un bassin versant complet. Dans ce cas, il faut trouver des
sites comparables dans un autre bassin versant adjacent. L’échelle impose donc fréquemment d’accepter des stations
d’échantillonnage imparfaites:
• quand les sites en amont de la pulvérisation sont situés à des kilomètres des dernières stations en aval;
• quand il faut trouver un bassin versant adjacent pour effectuer la comparaison.
En pratique, cela signifie que les caractéristiques du site (substrat, végétation, débit, composition chimique de l’eau, etc.) en
amont ne correspondront pas avec celles en aval, ce qui résultera en une variation en espèces et en communautés accrue entre
les sites d’échantillonnage.
Homogénéité de l’habitat
Les invertébrés vivant dans les eaux courantes peu profondes sont en général échantillonnés dans des zones de courant riches
en espèces, où le substrat, le débit et la profondeur sont uniformes et où l’accès est aisé. Plus bas en aval, la profondeur
augmente, les substrats contiennent plus de sédiments et les conditions d’accès sont moins faciles. Il est normalement possible
de trouver des dépôts de substrat en amont, dans des eaux plus profondes et plus lentes, loin de la circulation principale et,
parfois, des étendues d’eau moins profondes en aval, éventuellement au niveau des affluents. L’utilisation d’un échantillonnage
stratifié améliore le traitement statistique et la puissance des données comparées. Les mêmes principes s’appliquent à
l’échantillonnage des poissons: utiliser une senne dans des mares ou des zones de courant pour obtenir des échantillons
comparables. Dans les cours d’eau profonds et les eaux stagnantes, le type de substrat est un élément important, mais il est
possible d’utiliser des substrats artificiels pour harmoniser l’habitat échantillonné. Les variations saisonnières des
caractéristiques du site, telles que la croissance des macrophytes submergés et des herbes flottantes, rendent plus complexe
le choix des sites d’échantillonnage. Appliquer la loi d’appariement des sites et des saisons atténuera les décalages dans les
propriétés des habitats et assurera des comparaisons plus solides.
La taille des stations d’échantillonnage et les techniques de stratification sont abordées dans les chapitres correspondants de
cet ouvrage.
Il est possible de distinguer et d’échantillonner correctement les espèces présentant un intérêt particulier, telles que les
bioindicateurs de danger, les espèces à faible capacité reproductrice ou ayant un intérêt spécial pour la conservation, si
l’échantillonnage de routine fait abstraction de leur habitat (exemple: plancton, espèces tubicoles ou animaux vivant sous les
pierres).
PHASE D’ANALYSE ET D’ÉVALUATION
La variation naturelle entraîne des modifications significatives ou d’importants changements de population qui peuvent
perturber l’interprétation des impacts d’un pesticide. Une fois que la cause d’un effet observé est attribuée à un pesticide (c’est-
à-dire quand l’hypothèse nulle a été réfutée), il s’agit de décider de l’importance relative de cet effet. Les pesticides entraînent
un ensemble d’effets sur les organismes et les mécanismes vivants. Ce manuel traite principalement de la détection des effets
sur l’abondance et la richesse en espèces et sur la structure et la fonction des communautés, car ces effets sont plus tangibles
et discernables que ceux modifiant le comportement ou la reproduction, qui sont plus subtils et plus coûteux à percevoir.
Les réponses des organismes et des systèmes biologiques aux pesticides classiques sont, grossièrement, classifiées comme
18 C . T i n g l e e t I . G r a n t
positives/négatives et réversibles/permanentes (non récupérables ou irréversibles). Les réponses peuvent être des résultats
directs ou indirects de l’utilisation de ces produits et elles sont dynamiques, c’est-à-dire fonction du temps.
Une réponse positive peut être une augmentation en nombre ou en densité par rapport à la situation témoin; pour un
mécanisme, il peut s’agir d’une stimulation limitée dans le temps. C’est par exemple le cas de l’augmentation des populations
d’algues dans les mares suite à l’application d’un insecticide contre les larves de moustique. Le produit chimique supprime la
pression exercée par les invertébrés aquatiques, augmente la biomasse des algues et donc la concentration en chlorophylle
(Figure 1.3). Une réponse positive peut être la stimulation de la respiration du sol suite à un traitement avec des pesticides qui
augmente la concentration en nutriments disponibles pour certains micro-organismes, après la destruction et le pourrissement
d’autres micro-organismes. Les réactions négatives sont caractérisées par un déclin des populations (mortalité des gros
poissons ou réduction de l’abondance des microcrustacés suite aux traitements contre les simulies et les moustiques (Figure
1.3)) ou l’inhibition d’un mécanisme biologique comme l’arrêt de la dégradation des litières de feuilles mortes après l’application
de DDT (Figure 1.4).
200
Microcrustacés
160 Chlorophylle
120
80
40
0
0 20 40 60    80 100
application Jours aprés traitement
Figure 1.3: Effets de la lutte anti-moustique sur les algues et les microcrustacés dans les mares peu profondes
Figure 1.4: Litière de feuilles restante dans un tamis nylon (g ± Erreur type) après un enfouissement de 6
mois dans des sols traités au DDT
chlorophylle
Nb. microcrustacés/250 ml
É l a b o r a t i o n d ’ u n p r o g r amme d e s u i v i é c o t o x i c o l o g i q u e 19
Pour évaluer l’importance de l’impact d’un pesticide sur une population ou un mécanisme écologique, il est nécessaire
d’interpréter les effets produits en les comparant aux données sur la variation naturelle de la population ou du mécanisme en
question (Figure 1.5). Connaître le type et l’acuité d’une réponse biologique ne permet pas de décider si elle aura des
conséquences écologiques. La différence statistique entre plusieurs densités d’oiseaux en zones traitées et non traitées peut
être significative, mais pour savoir si cette différence est biologiquement sans conséquence, acceptable ou critique, il faut
trouver une unité de mesure commune écologique. Si la période de suivi est suffisamment longue, la durée nécessaire à une
population ou une fonction pour se rétablir suite à une réponse (en général) négative fournira une indication de l’acceptabilité
du dommage. Pour la faune microbienne et les micro-arthropodes du sol, la vitesse de récupération sera rapide; elle sera plus
lente pour les grands invertébrés, les poissons et les oiseaux, dont les cycles de vie sont plus longs. Si une population de
crevettes d’eau douce est décimée par les pyréthrinoïdes, la période de récupération se compte en années en raison de la
capacité reproductrice des crevettes, et donc l’impact est inacceptable. Si des coléoptères de la canopée récupèrent d’un
énorme effet de choc dû aux pyréthrinoïdes en aérosol et que leurs populations retrouvent rapidement les niveaux enregistrés
avant la pulvérisation grâce à la recolonisation et à leur rétablissement de l’effet toxique, alors l’effet sera négligeable, dans la
mesure où le traitement n’est pas répété trop souvent. La vitesse de récupération biologique est fonction de: la dose du
pesticide, la fréquence d’application, la rémanence, la zone traitée, la subsistance d’une zone non traitée pour permettre la
recolonisation, la sensibilité ou la vulnérabilité des espèces non cibles, le cycle biologique et le taux de reproduction.
Un pyréthrinoïde semble avoir modifié l’abondance de l’espèce x. Une comparaison statistique des populations
dans les sites traités et non traités ou dans les sites avant et après traitement révèle une baisse significative des
densités de x dans la zone traitée.
Quels sont les autres facteurs pouvant expliquer cette différence?
Interactions
Différences enregistrées dans le temps: Différences enregistrées dans les habitats:
Activité diurne: les oiseaux sont plus actifs à 6 h du Modification du couvert végétal: la floraison touche
matin qu’à 10 h. les pollinisateurs.
Température: elle conditionne le déplacement des Activités humaines: coupes ou brûlis, mise en culture,
invertébrés. Pour un jour donné, l’augmentation de récoltes, zones défrichées pour les habitations;
la vitesse du vent ou son changement de direction canalisation des cours d’eaux; pêche, chasse et
dans l’après-midi modifie l’efficacité de la chasse. récolte d’œufs. Envasement des gravières quand le
Activité saisonnière: changement de végétation; débit des cours d’eau change avec la saison ou les
apparition de graminées, assèchement des cours opérations de captage; assèchement des rivières et
d’eau et variation du niveau des mares et des zones des lacs. Modification des limites et refuges,
humides. perturbant la capacité de recolonisation.
Historique: modification de l’abondance et de la
diversité en espèces.
ORIGINE DES
VARIATIONS
Différences physicochimiques: exemples Différences dues à l’opérateur:
Différences entre sites: température, humidité L’échantillonnage est-il effectué par la même
ambiante, humidité du sol, pluie et concentration en personne employant la même technique pour
oxygène dans l’eau. chaque site?
Les effluents des usines modifient le pH, la turbidité
des cours d’eau. La mort des herbes aquatiques L’efficacité du tri et du traitement des échantillons
diminue les niveaux d’oxygène. varie t’elle entre opérateurs?
Les nuages et l’ombre changent le niveau
d’ensoleillement et perturbent la visibilité des
lézards se réchauffant au soleil.
Figure 1.5: Sources de variation dans l’abondance de la faune échantillonnée
20 C . T i n g l e e t I . G r a n t
Pour évaluer les effets négatifs dûs à un pesticide, il est pertinent de se demander, dès le départ, si le traitement est (était) justifié
du point de vue de la culture, du bétail ou de la santé publique. Il est possible d’avancer de puissants arguments en faveur des
traitements pour assurer la sécurité alimentaire (alertes aux acridiens), protéger la santé publique (épidémies de paludisme),
maintenir le niveau de vie (lutte contre les trypanosomoses animales pour permettre l’utilisation d’animaux de trait) et la qualité
de vie (souvent économiques) des populations. Si les raisons qui justifient l’utilisation des pesticides sont acceptables, la réponse
biologique au produit utilisé sera comparée à la réponse des systèmes biologiques aux perturbations naturelles (crues, incendies,
assèchement saisonnier des mares et cours d’eau ou dégâts dûs aux éléphants). Dans la mesure où les réponses biologiques aux
pesticides ne sont pas plus graves que celles rencontrées naturellement (à quelques exceptions près), ces réponses sont
considérées comme acceptables. Dans des cas extrêmes, une réduction statistiquement significative de 40% de l’abondance des
carabes due à l’utilisation de pesticides est-elle comparable au taux de 80 à 95% causé par les feux de savane naturels? Les 5%
de mortalité chez les brèmes d’un bras mort d’un fleuve dûs aux pesticides sont-ils comparables à la mortalité massive
enregistrée lors de l’assèchement de ce bras? Cependant, si les impacts des pesticides se rajoutent aux ‘variations naturelles’, ils
peuvent se révéler importants, même s’ils sont relativement mineurs comparés aux modifications induites par les facteurs
naturels. De nombreux effets sont effectivement négligeables par rapport aux effets naturels, mais ils doivent être absolument
considérés en cas de menace portant directement sur la diversité de zones protégées ou sur des espèces en danger. Dans ce
cas, des actions précoces, modifiant le plan de traitement (prises au niveau de l’étude documentaire ou encore plus en amont)
doivent normalement atténuer les menaces.
Les cultures ne sont pas des environnements moins extrêmes: les variations des paramètres du sol, comme la température et
l’humidité, sont monnaie courante et entraînent des diminutions de 10 à 90% des fonctions clés comme la nitrification,
l’ammonification et la respiration. L’analyse des réponses fournies par les organismes et les mécanismes biologiques aux
contraintes naturelles subies par le sol a permis à Domsch et al. (1983) de développer un système de mesure permettant
d’évaluer les effets des pesticides sur la flore microbienne du sol (Figure 1.6). Sur la base du temps nécessaire pour observer le
rétablissement des populations microbiennes suite à une perturbation naturelle, il est estimé que 30 jours de récupération sont
nécessaires après une diminution de 90% de l’activité. Cette durée de récupération a permis d’établir une unité de mesure
commune écologique pour le stress dû aux pesticides: une durée de 30 à 60 jours est considérée comme ‘tolérable’ alors que
plus de 60 jours représentent une situation ‘critique’. La durée de récupération suite à un stress naturel ou un stress dû aux
pesticides dans les sols semi-arides peut varier en fonction de la saison.
Il est possible de développer pareillement des unités de mesure communes équivalentes pour les réponses des
macroinvertébrés et vertébrés aux pesticides, mais à un niveau plus spécifique, celui de l’espèce. En raison de leur taux de
Stimulation
Témoin
Diminution
Durée
Temps
Figure 1.6: Réponse réversible du sol (d’après Domsch et al., 1983)
Effet
É l a b o r a t i o n d ’ u n p r o g r amme d e s u i v i é c o t o x i c o l o g i q u e 21
reproduction plus faible (comparé aux micro-organismes), le temps requis pour la récupération augmente et ne se compte plus
en jours ou en mois, mais en années. Des unités de mesure communes basées sur la durée d’un effet ne peuvent être obtenues
que s’il existe des données à long terme publiées, ce qui est rare, ou s’il est possible d’engager un suivi à long terme sur le
terrain, ce qui est coûteux. La période de récupération dépend également plus étroitement de l’importance de la diminution
de la population initiale: une mortalité initiale de 70% augmentera plus la période de récupération d’une espèce qui ne se
reproduit qu’une fois par an qu’une mortalité de 10%. Les autres facteurs qui modifient la vitesse de récupération sont la
mobilité de l’espèce, les interactions entre espèces (relations entre prédateurs et proies), etc. Une crevette est beaucoup moins
mobile qu’une larve de libellule, qui, au stade adulte peut voler en amont du point contaminé pour recoloniser la zone
appauvrie. Les espèces répondent différemment aux pesticides: un prédateur peut récupérer beaucoup plus lentement si ses
proies sont plus vulnérables. Finalement, la récupération au niveau d’une population ou d’une communauté (groupes d’espèces
coexistantes) n’est qu’un élément partiel, car il est probable que les modifications à long terme des interactions biologiques
perturbent les structures ou les fonctions des assemblages fauniques. Lors d’une utilisation à grande échelle de pesticides, le
facteur qui prend le plus d’importance est la superficie de terrain ou de bassin versant touchée: plus elle est étendue et
moindres seront les chances d’immigration et la vitesse de recolonisation (Grant, 1989).
Dans l’analyse finale, l’acceptabilité d’un impact négatif dû à un pesticide revient à établir un équilibre entre les coûts et les
avantages. Ainsi, l’étendue des effets biologiques négatifs doit être compensée par des facteurs tels que la sécurité des
consommateurs ou des opérateurs, l’économie, la comparaison avec les solutions de substitution et le poids de l’opinion
publique (Greig-Smith, 1992; Grant, 2001; McWilliam et Tingle, 2002).
PRÉSENTATION DES RÉSULTATS
Après avoir fourni de nombreux efforts dans l’analyse et l’évaluation des informations bibliographiques et des données
collectées sur le terrain, il est essentiel de présenter les résultats d’une manière utile et significative. Le résumé des données
sous forme de tableau ou de graphique permet au lecteur de saisir les points frappants, les tendances d’évolution ou les
prévisions qui ressortent des études d’impact. Les principes qui sous-tendent la préparation des données sont la pertinence et
la cohérence: ce n’est pas la peine de mettre sous forme graphique toutes les données si un quart d’entre elles suffit à expliciter
la situation dans son ensemble. Il est important de se focaliser sur les informations qui illustrent l’impact subi ou qui prouvent
que le but recherché a bien été atteint (exemple: réfutation de l’hypothèse nulle).
La loi essentielle à respecter lors de la construction de tableaux doit être une conception simple et logique. Le travail de terrain
permet de rassembler un grand nombre de données, il est donc capital de les organiser dès le démarrage. Les lignes et les
colonnes des tableaux à double entrée doivent porter des titres clairs et évocateurs. Leur organisation doit permettre un
éventuel résumé des données, comme la moyenne du nombre des différents invertébrés recueillis au filet fauchoir à une date
précise (voir Figure 1.21 dans le chapitre Exemple concret).
Dans un rapport, le résumé des données doit permettre les comparaisons et illustrer les relations existantes entre les
paramètres. Il est recommandé d’éviter les colonnes qui découlent du calcul d’autres colonnes et les tableaux qui dépassent
une page A4. Les tableaux comportent un numéro d’ordre et un titre; les lignes et les colonnes contenant les champs de
données sont identifiés par des entêtes (Tableau 1.5). La présentation en tableau ne donne pas immédiatement une idée du
changement observé, particulièrement si les modifications sont du même ordre de grandeur. La représentation graphique, en
revanche, permet au lecteur de saisir rapidement ces évolutions.
Les figures de type courbes, graphiques en barres, histogrammes, graphiques à secteurs, etc. illustrent efficacement les variations
et les tendances d’évolution. Seules les représentations graphiques qui éclairent de manière pertinente les résultats et les
conclusions, sans se contenter de copier les données du tableau, doivent être conservées. Les illustrations sont souvent réduites
lors de la publication des rapports, les figures doivent donc être de grande taille avec des points et des commentaires
parfaitement lisibles. Un tableur informatique de type Microsoft Excel est un outil, certes utile, mais non indispensable pour
générer ce type de graphiques (voir ci-dessous).
Les histogrammes et les graphiques en barres sont des figures simples qui présentent très clairement des données discrètes.
Les graphiques en barres sont idéals pour représenter la fréquence ou l’apparition d’un fait précis dans une catégorie, comme
la représentation, par groupe d’insectes, du nombre d’insectes pris dans un piège collant (Figure 1.7). L’histogramme d’évolution
est une représentation similaire, mais l’axe horizontal représente une progression dans le temps (années) ou l’espace (distances
le long d’un transect) (Figure 1.8).
22 C . T i n g l e e t I . G r a n t
Tableau 1.5 Dépôt de deltaméthrine (DTM) sur deux sites faisant l’objet d’un suivi
Titres des lignes Titre des colonnes
Site suivi (nombre de Nombre Dépôt en (mg DTM m-2)
cycles de d’échantillons
pulvérisation) collectés
Moyenne Écart-type Minimum Maximum
Transects de ruches
(2) 8 21,5 2,0 18,0 23,8
(3) 4 16,3 1,5 14,0 17,0
(4) 6 5,6 0,4 5,3 6,2
(5) 5 0,89 0,2 0,6 1,0
Transects de lézards
(91) 14 5,8 1,0 4,2 7,4
(2) 16 5,5 1,2 3,4 7,8
(3) 6 9,5 1,5 7,3 11,0
(4) 6 6,5 0,3 6,1 6,9
(5) 6 1,1 0,7 0,6 2,4
Colonne d’intitulés Champs de données
Les graphiques en barres présentent de nombreuses variantes utiles: sur un même graphique, quatre traitements ou quatre
espèces peuvent être représentés simultanément par quatre barres (Figure 1.9). Les barres empilées comparent la distribution
en pourcentage de chaque valeur par rapport au total, comme la composition d’un substrat de rivière en cailloux, graviers, sable
et boues (Figure 1.10) pour une station d’échantillonnage.
Les impacts impliquant une modification dans le temps peuvent être représentés à l’aide de barres où les réponses négatives
(ou les réductions de populations) sont représentées au-dessous de l’axe des abscisses (Figure 1.11). Les barres sont en général
de couleurs différentes pour faciliter la distinction entre les catégories ou les événements.
Les courbes permettent de représenter des données continues, comme la température, la concentration du pesticide, les
individus d’une population et les taux (ex: taux de respiration du sol) sur un intervalle de temps ou d’espace continu. La courbe
passe par des points indiquant les valeurs hautes et les valeurs basses et ainsi il est possible d’apprécier d’un seul coup d’œil
les tendances d’évolution. Dans la mesure où le schéma reste clair, il est possible de tracer plusieurs courbes sur un même
graphique afin de pouvoir comparer des données, par exemple zone non traitée, zone traitée et précipitations, pour illustrer
un propos (Figure 1.12; Figures 1.26 à 1.33 de l’Exemple concret). Quand il est nécessaire de montrer la relation entre deux
mesures ou variables, le nuage de points est un outil utile (Figure 1.13). L’axe des x indique la variable indépendante (ex:
concentration en DDT) et l’axe des y la variable dépendante (ex: l’épaisseur de la coquille d’œuf). Une ligne de régression se
rapprochant le plus de tous les points peut être tracée afin de montrer la tendance de la coquille à s’amincir quand la
concentration en DDT dans l’œuf augmente.
É l a b o r a t i o n d ’ u n p r o g r amme d e s u i v i é c o t o x i c o l o g i q u e 23
600
500
400 800
300 600
200 400
100 200
0 0
Abeilles Guêpes Fourmis Termites Mouches Transect 3: à 10 m d’intervalle
Figure 1.7: Graphique en barres: nombre Figure 1.8: Histogramme: distribution des
d’insectes pris dans un piège Chironomidae le long d’un
collant transect
800
700
600
500
400
300
esp a
200 esp b
esp c
100 esp d
0
1 2 3 4 5 6 7
Site
Figure 1.9: Séries groupées: densité de quatre espèces nocturnes sur sept sites
100
80
Limon ultra fin
60 Sable
Gravier
40
Cailloux
20
0
1 2 3
Site
Figure 1.10: Barres empilées: Composition du substrat sur trois sites
Effectifs
Densité (no. m-2)
% composition
Nombre
24 C . T i n g l e e t I . G r a n t
50
40
30
20
10
0
-10 4 7 9
-20
Site
Figure 1.11: Représentation négative: Modification de la densité en musaraignes à trompe
60 30
50
25 ºC 
40
30 20
Température du sol
20
Avec amendement
10
Sans amendement
0
0 100  200 300  400
Heures
Figure 1.12: Courbes: effets de l’amendement organique sur la respiration du sol
0,26
0,25
0,24
0,23
0,22
0,21
0,20
0,19
 0 50 10 150           200    250
ppm de DDE (poids sec)
Figure 1.13: Nuage de points: épaisseur de la coquille de l’œuf et résidus de DDE
Taux de respiration
CO2 vpm
Épaisseur de la coquille de l’œuf (mm)
Densité en musaraignes à trompe
Évolution en %
É l a b o r a t i o n d ’ u n p r o g r amme d e s u i v i é c o t o x i c o l o g i q u e 25
La représentation en secteurs est utile pour indiquer des pourcentages ou nombres relatifs d’individus dans un groupe restreint,
tels que les habitudes alimentaires des poissons: les aires représentant chaque catégorie sont proportionnelles au nombre
d’individus (Figure 1.14). La formule:
angle = nombre dans la catégorie x nombre total dans l’échantillon
permet de calculer l’angle du secteur représentant chaque catégorie. Il est également possible de dessiner un cercle dont l’aire
est proportionnelle au nombre total d’individus, dans ce cas, le rayon de ce cercle est calculé comme suit:
r (rayon en cm) = √ nombre total individus
3,142
en sélectionnant une échelle appropriée telle que 1 cm2 = 100 individus. Les secteurs représentant différents mois ou différents
sites augmentent de taille proportionnellement au nombre qu’ils représentent. La biomasse est représentée de la même
manière. Il est recommandé, pour générer ce type de graphiques, d’utiliser un ordinateur équipé d’un tableur de type Microsoft
Excel.
Un diagramme en cerf-volant est un polygone de fréquence tracé à partir de l’image miroir d’un graphique en aire dans lequel
l’abondance est proportionnelle à la distance verticale entre les deux lignes. C’est une manière pratique pour illustrer les
résultats obtenus sur un transect: l’axe horizontal représente la distance et l’axe vertical le nombre d’espèces. D’autres
informations utiles peuvent se superposer sur ce schéma, comme la courbe de l’humidité (Figure 1.15).
Lors de travaux sur les impacts des pesticides, les diagrammes ‘en cerf-volant’ permettent de démontrer les changements de
l’abondance en espèces dans l’espace (distances) ou dans le temps (ex: mois). La première étape consiste à préparer un tableau,
par exemple des taxa en fonction de la distance en mètres, dans lequel les cases contiennent le nombre d’individu de chaque
taxon (Tableau 1.6).
L’axe des y, qui représente le nombre d’individus par espèce (pas d’illustration pour ce cas), est placé perpendiculairement, à
gauche de l’axe des x qui représente la distance. Les deux axes se coupent au point zéro. Un diagramme ‘en cerf-volant’ est
préparé pour chaque espèce: le nombre trouvé à chaque distance (point d’échantillonnage) est symbolisé par deux points, situés
à égale distance de l’axe des x, un au-dessus et un au-dessous. Une fois tous les points tracés, ils sont joints pour former le cerf-
volant.
17%
Détritus
27%
Zooplancton
6%
Charognes
Insectes
37%
11%
Algues
2%
Mollusques
Figure 1.14: Représentation par secteurs: habitudes alimentaires des poissons au site 3
26 C . T i n g l e e t I . G r a n t
80
60
40
20
0
5
3
0
3
5
0 2 4 6 8 10
Distance (m)
Figure 1.15: Diagramme en cerf-volant: abondance des fourmilières sur un transect
Tableau 1.6 Taxa en fonction de la distance (m)
Taxon
10 20 30 40 50 60 70
Espèce a 734 494 512 415 203 160 2
Espèce b 239 573 580 199 110 112 11
Espèce c 110 308 113 70 90 109 5
Espèce d 254 54 107 16 357 165 482
Il est intéressant de représenter des informations complémentaires, telles que l’humidité du sol, surtout si la distribution ou le
nombre d’espèces en dépend.
Les données qui sont fonction de l’orientation, comme le dépôt de gouttelettes par rapport à la direction du vent, sont
aisément représentées par un diagramme radial. Sur la Figure 1.16, la direction est représentée par les points cardinaux et
l’épaisseur des barres correspondantes représente la densité des gouttelettes se déposant à une certaine distance de leur
source (ce type de schéma est valable également pour le nombre ou la diversité en espèces).
Il existe d’autres types d’illustrations qui n’ont pas été abordés ici, comme les preuves photographiques d’un impact (mortalités
de poissons et d’oiseaux suite à une pulvérisation) qui possèdent une force visuelle incontestable.Tous les graphiques doivent
comporter un titre, une légende si plus d’une seule catégorie d’informations est indiquée et des axes avec des marques de
graduation. Si la variabilité des points est mentionnée, la légende ou le titre doit indiquer si elle représente la moyenne ± l’écart
type (ET), l’erreur type (Standard Error), les limites de confiance à 95%, etc.
Nombre de fourmilières
% Humidité du sol
É l a b o r a t i o n d ’ u n p r o g r amme d e s u i v i é c o t o x i c o l o g i q u e 27
N
Vent
W Arbre E
S
0–10    10–30    30–50    50–100 1 2 3 4 5 6
Gouttelettes Distance (m)
Figure 1.16: Diagramme radial: dépôt de gouttelettes autour d’un arbre après pulvérisation venant du nord ouest
INTERPRÉTATION DES RÉSULTATS ET CONCLUSIONS
L’interprétation des résultats obtenus du suivi sur le terrain de l’impact des pesticides sur l’environnement et/ou les organismes
non cibles est une tâche complexe, elle nécessite une bonne qualification et de l’expérience. Certains aspects ont déjà été
abordés dans les pages précédentes. Cependant, il est fortement recommandé de prendre conseil auprès d’un écotoxicologue
expérimenté. Il n’est pas possible dans ce manuel de couvrir les interprétations de tous les résultats obtenus à partir d’une
étude écotoxicologique en zone tropicale. Un exemple concret est fourni dans ce qui suit pour mettre l’accent sur les
procédures générales et les interprétations que l’on peut tirer des résultats d’un suivi particulier. Ces interprétations sont
argumentées. Le lecteur consultera avec intérêt les rapports de l’étude LOCUSTOX (voir ‘Pour en savoir plus’) et les
interprétations tirées des données collectées.
Il n’est pas facile de décider si l’impact d’un pesticide particulier est acceptable ou non. Ce point est rapidement abordé en
début de chapitre. Il est de nouveau recommandé de faire appel à un expert.
Une étude donnée ne permettra d’obtenir des conclusions convaincantes que si les résultats sont interprétés avec précision,
en étroite relation avec l’écologie de l’habitat examiné. L’exemple concret illustre ce point précis pour le cas examiné.
28 C . T i n g l e e t I . G r a n t
RÉFÉRENCES
BARRETT,K.L.,GRANDY N.,HARRISON,E.G.,HASSAN,S. and OOMEN,P (1994) – Guidance document on regulatory testing
procedures for pesticides with non-target arthropods. In:Workshop on European Standard Characteristics of Beneficials Regulatory
Testing (ESCORT), 28-30 March 1994. Brussels: SETAC-Europe.
CNUED (1992) – Agenda 21. New York: Assemblée générale des Nations Unies.
DOMSCH, K.H., JAGNOW G. and ANDERSON,T -H. (1983) – An ecological concept for the assessment of side effects of
agrochemicals on soil micro-organisms. Residue Reviews, 86: 65-105.
DOSSOU, N. et MULLIE,WC. (1998) Exposition individuelle aux organophosphorés chez les manipulateurs des pesticides dans
les quatre régions du Sénégal (1988-1995). pp. 1-18. Dans: Effets de la lutte antiacridienne sur l’environnement. Tome 3. Projet
Locustox - Everts, J.W, Mbaye, D., Barry, O. et Mullie,W (éds). Organisation des Nations Unies pour l’alimentation et l’agriculture
(FAO) et Direction de la Protection des Végétaux, Ministère de l’Agriculture, Dakar, Sénégal.
EVERTS, J.W (1997) – Ecotoxicology for risk assessment in arid zones: some key issues. Archives of Environmental and
Contamination Toxicology, 32: 1-10.
GRANT, I.F (1989) – Monitoring insecticide side-effects in large-scale treatment programmes: tsetse spraying in Africa. In:
Pesticides and Non-target Invertebrates. Jepson, PC. (ed.).Andover, UK: Intercept.
GRANT, I.F (2001) – Insecticides for tsetse and trypanosomiasis control: Is the environmental risk acceptable? Trends in
Parasitology, 17 (1): 10-14.
GREIG-SMITH, P.W (1992) – The acceptability of pesticide effects on non-target arthropods. pp. 121-132. In: Interpretation of
Pesticide Effects on Beneficial Arthropods. Aspects of Applied Biology 31. Brown, R.A., Jepson, PC. and Sotherton, N.W
(eds).Wellesbourne, UK:Association of Applied Biologists, Horticultural Research International.
HEIMBACH, U., ABEL, C., SIEBERS, J. and WEHLING, A. (1992) – Influence of different soils on the effects of pesticides on
carabids and spiders. pp. 49-59. In: Interpretation of Pesticide Effects on Beneficial Arthropods. Aspects of Applied Biology 31. Brown,
R.A., Jepson, PC. and Sotherton, N.W (eds). Wellesbourne, UK: Association of Applied Biologists, Horticultural Research
International.
LYNCH, M.R. (ed.) (1995) – Procedures for Assessing the Environmental Fate and Ecotoxicity of Pesticides. Brussels: SETAC-Europe.
MULLIE,W.C.,ANDREASEN, J.,ABIOLA, FA., DIATTA, F et VAN DER VALK, H. (1998) – Les niveaux de cholinestérase dans le
sang des travailleurs de la protection des végétaux après les traitements opérationnels avec des insecticides organophosphorés
au Sénégal. pp. 170-189. Dans: Effets de la lutte antiacridienne sur l’environnement.Tome 2. Projet Locustox - Everts, J.W, Mbaye, D.,
Barry, O. et Mullie,W (éds). Organisation des Nations Unies pour l’alimentation et l’agriculture (FAO) et Direction de la
Protection des Végétaux, Ministère de l’Agriculture, Dakar, Sénégal.
ROYAL SOCIETY (1997) – Science, Policy and Risk. A discussion meeting held at the Royal Society, 18 March 1997. Science in
Society Series. London: Royal Society.
TINGLE, C.C.D. (1996) – Sprayed barriers of diflubenzuron for control of the migratory locust (Locusta migratoria capito (Sauss).
[Orthoptera: Acrididae] in Madagascar: short-term impact on relative abundance of terrestrial non-target invertebrates. Crop
Protection, 15 (6): 579-592.
VAN DER VALK, M., EVERTS,VW et EKUKOLE, G. – Directives sur le Criquet pèlerin. Tome 6. Précautions d’usage pour la santé
humaine et l’environnement. Rome: Organisation des Nations Unies pour l’alimentation et l’agriculture.
É l a b o r a t i o n d ’ u n p r o g r amme d e s u i v i é c o t o x i c o l o g i q u e 29
POUR EN SAVOIR PLUS
DOUTHWAITE, R.J. and TINGLE C.C.D. (eds) 1994 – DDT in the Tropics.The Impacts onWildlife in Zimbabwe of Ground-spraying
for Tsetse Fly Control. Chatham, UK: Natural Resources Institute.
EVERTS, J.W et BA, L. (eds) (1997) – Effet de la lutte antiacridienne sur l’environnement.Tome 1. Projet Locustox - Organisation
des Nations Unies pour l’alimentation et l’agriculture (FAO) et Direction de la Protection des Végétaux, Ministère de
l’Agriculture, Dakar, Sénégal, pp278..
EVERTS, J.W, MBAYE, D., BARRY O. et MULLIE,W (éds) (1998) – Effet de la lutte antiacridienne sur l’environnement.Tome II. Projet
Locustox - Organisation des Nations Unies pour l’alimentation et l’agriculture (FAO) et Direction de la Protection des
Végétaux, Ministère de l’Agriculture, Dakar, Sénégal, pp198.
EVERTS, J.W, MBAYE, D., BARRY O. et MULLIE,W (éds) (1998) – Effet de la lutte antiacridienne sur l’environnement.Tome III. Projet
Locustox - Organisation des Nations Unies pour l’alimentation et l’agriculture (FAO) et Direction de la Protection des
Végétaux, Ministère de l’Agriculture, Dakar, Sénégal.
MARONI, M and FAIT A. (1993) – Health effects in man from long-term exposure to pesticides. A review of the 1975-1991
literature. Toxicology, 78:1-100.
VISENTIN, S. and FAIT A. (2002) – The IPCS/WHO project on the epidemiological surveillance of acute pesticide poisonings.
Pesticide Safety News, 5 (3): 1.
USEPA (1992) – Framework for Ecological Risk Assessment. EPA/630/R-92/001.Washington DC: USEPA. (non publié)
SitesWeb sur les pesticides et la santé humaine
www.epa.gov/ebtpages/humanhealth.html
www.epa.gov/pesticides
www.who.int/ctd/whopes/index.html
www.intox.org
30 C . T i n g l e e t I . G r a n t
EXEMPLE CONCRET
LA LUTTE ANTIACRIDIENNE: EFFETS DE LA PULVÉRISATION EN BARRIÈRES D’IGR SUR LES
INVERTÉBRÉSTERRESTRES NON CIBLES À MADAGASCAR
Cet exemple décrit le suivi écotoxicologique d’essais de terrain à échelle opérationnelle. Ces essais ont eu lieu dans le sud-
ouest de Madagascar, dans le cadre de la lutte antiacridienne. Ils ont consisté en plusieurs applications en barrières de
diflubenzuron, un inhibiteur de croissance (IGR). Ce cas est plus complexe qu’une simple comparaison ‘zone pulvérisée/zone
témoin’. Le suivi d’une pulvérisation est rarement un cas standard: cet exemple particulier est décrit étape par étape pour
illustrer la plupart des problèmes soulevés lors d’un programme de suivi écotoxicologique.Ces différentes étapes sont illustrées
dans la Figure 1.1. L’étude documentaire, la planification et la conception du projet seront rapidement abordées, tout en
insistant sur les points à prendre en compte pour décider de l’objet et du déroulement du suivi. L’application en barrières est
une technique qui utilise des insecticides rémanents agissant par ingestion. Ils sont appliqués sur des andains de 50 à 150 m de
large, dénommés ‘barrières’. Les zones non traitées, de 300 m à 2 000 m de large, sont dénommées ‘espaces inter-barrières’;
elles sont laissées entre chaque barrière. Cette technique est très efficace pour lutter contre les acridiens immatures: les larves.
Les bandes larvaires traversent une ou plusieurs barrières, se nourrissent de la végétation traitée et sont tuées par le produit
ingéré. Cependant, comme moins de 10% de la zone pulvérisée reçoit réellement de l’insecticide, cette technique est, du moins
théoriquement, relativement respectueuse de l’environnement. C’est pour tester cette hypothèse qu’une évaluation de l’impact
sur l’abondance relative d’un ensemble d’invertébrés terrestres non cibles a été effectuée après un traitement en barrières
d’environ 50 m de large, espacées de 500 à 600 m. L’échantillonnage a débuté avant la pulvérisation et s’est poursuivi
immédiatement après. L’étendue et la durée des impacts détectés pendant l’année de la pulvérisation ont alors été évalués. Pour
l’étude complète, voir Tingle (1996).
Observation
Ces essais opérationnels de terrain ont été engagés pour tester l’efficacité de la pulvérisation en barrières d’IGR dans la lutte
antiacridienne. Ces essais ont eu lieu dans le sud-ouest de Madagascar.Voir ci-dessous les détails du volume d’application, de la
dose, etc.
Problème
Les IGR auront-ils un effet négatif sur la faune et la flore des savanes herbacées traitées, en dépit du fait que l’application en
barrières est spécifiquement conçue pour minimiser l’impact environnemental? Cet insecticide perturbera-t-il les mécanismes
écologiques et fonctionnels dans la savane traitée pour ainsi compromettre une utilisation durable de ce milieu?
Les considérations relatives au dépôt de pesticide et à la contamination sont abordées dans les chapitres ‘Travail de terrain’ –
Traitements’ et ‘Conclusions générales de l’étude’.
Étude documentaire: déterminer les risques
Une étude documentaire a permis de déterminer les risques pour l’environnement, la faune et la flore. Dans ce projet
particulier, l’étude documentaire a pris la forme d’une étude d’impact sur l’environnement (EIE), complète et méthodique. Les
facteurs clés découlant de cette étude documentaire sont les suivants:
• Madagascar est une île importante pour la biodiversité. Elle possède une faune endémique exceptionnelle qui a ainsi une
haute valeur de conservation. La faune et l’écologie des savanes herbacées du sud-ouest de Madagascar sont encore peu
connues.
• Le groupe faunique principal à risque est celui des invertébrés terrestres, parmi eux, les herbivores mandibulés sont les
plus menacés.
• Le diflubenzuron est un IGR du groupe des benzoyle-urées qui agit en inhibant la synthèse de la chitine. Les invertébrés
immatures sont les premiers touchés par ce mode d’action qui perturbe leurs mues. Il est également prouvé que l’IGR
compromet la viabilité des œufs des insectes femelles adultes. Ces deux facteurs ont des effets à retardement au niveau
de la population.
• La méthode d’échantillonnage choisie doit permettre de collecter des données sur une large gamme d’invertébrés
terrestres, mais particulièrement sur ceux les plus exposés à une pulvérisation terrestre UBV d’IGR. L’application en ultra
bas volume entraîne la contamination de la végétation, il a donc été décidé d’échantillonner à l’aide d’un filet fauchoir. Cette
méthode collecte une large gamme d’invertébrés résidant de manière permanente ou temporaire sur la végétation.
É l a b o r a t i o n d ’ u n p r o g r amme d e s u i v i é c o t o x i c o l o g i q u e 31
Hypothèse
La pulvérisation en barrières d’IGR réduit l’abondance relative (et donc la population) des herbivores mandibulés de la prairie,
à l’intérieur des barrières de pulvérisation et entre ces barrières. L’hypothèse nulle qui en découle est donc que le diflubenzuron
pulvérisé en barrières ne modifie pas l’abondance relative des invertébrés habitant la végétation.
Travail de terrain – Dispositif expérimental
Une étude quantitative a permis d’évaluer l’abondance relative des invertébrés terrestres échantillonnés au filet fauchoir. Les
facteurs pris en compte dans l’élaboration de l’étude sont mentionnés ci-dessous: description des sites, méthode
d’échantillonnage, etc. Ce programme a été conçu à l’origine pour suivre la pulvérisation au sol en barrières à Beamalo (voir
ci-dessous). En raison du stade nymphal particulier des acridiens qui doit faire l’objet de cette étude, la contrainte de temps a
été sévère et seul un échantillon avant pulvérisation a pu être récolté (ce qui est bien inférieur aux recommandations pour ce
type d’étude). Cependant, le succès du premier essai de lutte contre les bandes larvaires d’acridiens a nécessité d’engager,
l’année suivante, un autre essai à plus grande échelle. Le suivi écotoxicologique de la première année ayant révélé certains effets
négatifs de l’IGR sur les invertébrés non cibles (voir ci-dessous), il a été décidé que l’essai de la seconde année comprendrait
des études plus poussées de suivi de ces organismes pour étayer les essais d’efficacité. Deux sites d’étude ont été considérés
pendant ces deux années consécutives. Il faut souligner que les dates de pulvérisation étaient très différentes – ce qui, en
général, n’est pas recommandé pour une étude comparative – mais cet inconvénient n’a pas pu être évité pour des raisons
logistiques et financières.
Travail de terrain – Sites d’étude
Les deux sites qui ont été choisis pour les études d’impact sur les organismes non cibles (Figure 1.17) comprennent des zones
traitées et non traitées appariées. Le premier site se situe à la sortie du village de Beamalo près de Bekily (24°08’S; 44°15’E)
environ à 200 km au sud-est de Tuléar. L’habitat est une savane herbacée comprenant plusieurs espèces (Cynodon dactylon,
Eragrostis pyramidalis, Enneapogon cenchroides,Aristida mahafalaiensis, Heteropogon contortus, Panicum pseudovoeltzkowii, Digitaria sp.,
Loudetia sp. et Hyparrhenia sp). La zone est plantée de quelques arbres, principalement Poupartia caffra [Anacardiaceae] et
Maytenus (Gymnosporia) linearis [Celastraceae] et de buissons (Flacourtia ramontchi [Flacourtiaceae] et Acacia spp. [Leguminosae]).
Des cultures sont réparties sur de petites parcelles éparpillées sur la zone d’étude: elles se composent principalement de maïs,
de manioc, d’arachides, de haricots, de patates douces et de melons.
Le second site se situe près du village d’Andranovorindrengataka, à proximité d’Antanimieva, à 100 km environ au nord de
Tuléar. Son habitat est également une savane herbacée, dominée par Heteropogon contortus et Hyparrhenia rufa. La zone est
plantée de rares arbres et buissons, dont les espèces les plus communes sont Poupartia caffra, Tamarindus indica [Leguminosae],
Stereospermum variabile [Bignoniaceae] et Ziziphus jujuba [Rhamnaceae]. La végétation est relativement homogène et le couvert
est en général assez dense, pouvant varier de 10% à 100%. La hauteur de la végétation varie fortement entre 10 et 230 cm,
mais dans les zones dominées par H. contortus (soit la majeure partie de la superficie), cette hauteur se situe entre 60 et 80 cm.
De petites parcelles cultivées sont également éparpillées sur la zone d’étude: coton, maïs, manioc et arachides sont les cultures
les plus fréquemment rencontrées.
32 C . T i n g l e e t I . G r a n t
Figure 1.17: Emplacement des sites d’étude dans le sud-ouest de Madagascar
É l a b o r a t i o n d ’ u n p r o g r amme d e s u i v i é c o t o x i c o l o g i q u e 33
Travail de terrain –Traitements
L’exploration de ces deux sites a permis d’identifier des zones relativement homogènes, suffisamment grandes pour délimiter
une zone témoin et l’apparier à une zone similaire destinée à recevoir la pulvérisation d’IGR. À Beamalo comme à Antanimieva,
deux zones ont été identifiées: par un ‘U’ (unsprayed) pour les zones témoins non traitées et par un ‘S’ (sprayed) pour les zones
traitées; et leur végétation a été recensée (voir ci-dessus). Une zone tampon d’environ 1 km de large a été laissée entre la zone
témoin et la zone traitée à Beamalo; à Antanimieva la zone tampon mesurait environ 500 m à son point le plus étroit, pour
atteindre 1 km à son point le plus large (Figure 1.18). Les parties pulvérisées des deux zones d’étude ont été traitées de la
même manière, avec cependant de légères différences dans l’espacement et le nombre de barrières. Dans les deux cas, le
diflubenzuron, fourni à 45% dans une formulation à base d’huile (Dimilin® ODC 45), a été dilué dans du gasoil (à raison de 1:3,
Dimilin:gasoil) et pulvérisé à environ 93 g m.a./ha-1 à l’aide de pulvérisateurs manuels Micro-Ulva/Micron ULVA+, à disque rotatif,
tournant à 8 500-10 000 tr/min avec un débit nominal de 75 ml/min-1. La vitesse de marche des opérateurs a été estimée à
1,25 m/s-1.
Figure 1.18: Carte faite à main levée du site d’étude d’Antanimieva
34 C . T i n g l e e t I . G r a n t
La pulvérisation effectuée à Beamalo a couvert environ 20 km2. Huit barrières de 50 m de large, espacées d’environ 600 m, ont
été traitées. Le volume réel appliqué s’est chiffré à 833 ml/ha-1 dans les barrières, ce qui donne une dose d’application de
7,8 g s.a./ha-1. Le traitement s’est déroulé sur 3 jours, entre le 14 et le 16 février 1993.
La pulvérisation effectuée à Antanimieva a couvert environ 5 km2. Cinq barrières de 50 m de large, espacées d’environ 500 m,
ont été traitées. La dose réelle appliquée s’est chiffrée à 90 g s.a./ha-1 (environ), donnant pour la zone traitée une dose de
9 g s.a./ha-1. Le traitement a été effectué le 26 avril 1994.
Aucun échantillonnage pour l’analyse des résidus n’a été entrepris lors de cette étude, en raison de contraintes logistiques et
budgétaires. Cependant, le dépôt et la distribution du produit ont été mesurés lors de la pulvérisation à Antanimieva à l’aide
de papiers oléosensibles et de plaques enduites d’oxyde de magnésium. Un récapitulatif de ces données est fourni à la Figure
1.19. Elle indique clairement que la plupart des gouttelettes de pesticide tombent dans la barrière, mais, même si le nombre et
le volume des gouttelettes décroissent rapidement sous le vent, on recense une contamination de l’espace inter-barrières
(particulièrement dans les 50 premiers mètres).
Figure 1.19: Distribution enregistrée à l’aide de papiers oléosensibles et de plaques enduites d’oxyde de magnésium
pour le site d’Antanimieva en 1994
É l a b o r a t i o n d ’ u n p r o g r amme d e s u i v i é c o t o x i c o l o g i q u e 35
Travail de terrain – Méthode d’échantillonnage
L’étude documentaire a démontré que les herbivores mandibulés sont les plus exposés à une application en barrières d’IGR.
Plusieurs méthodes d’échantillonnage et de suivi ont été appliquées pour échantillonner ces invertébrés. Des contraintes
financières, de véhicules et de personnel ont limité les actions, mais différentes méthodes ont été essayées: filet fauchoir, piège
Malaise, transects de papillons, pièges d’eau de couleur jaune. Cette dernière méthode a été abandonnée, car peu efficace dans
les prairies. Le nombre de pièges disponibles (deux) a limité l’utilisation du piège Malaise. Cette méthode a cependant donné
d’intéressantes données qualitatives sur les insectes volants, mais des contraintes de personnel n’ont pas permis de disposer
du temps nécessaire pour trier les prises. C’est pourquoi seuls les individus capturés au filet fauchoir ont été considérés dans
ce qui suit, car cette méthode donne des données quantitatives exploitables sur une large gamme d’espèces.
Le filet fauchoir a permis d’échantillonner les invertébrés résidant de manière permanente ou temporaire sur la végétation de
couverture du sol, c’est-à-dire la faune la plus directement menacée par l’application en barrières. La technique a été la même
pour les deux années, ce qui a permis une comparaison directe des résultats. Deux opérateurs ont parcouru un transect de
50 m et, à partir d’un point de départ unique, sont partis chacun dans une direction opposée. Ils ont alors tous deux fait trois
pas vers la droite (pour éviter les zones déjà foulées), avant de retourner à leur point de départ à un rythme lent et régulier,
en balayant de part et d’autre la végétation à l’aide d’un filet à papillon (filet standard Watkins et Doncaster®).Voir chapitre 8
et fiche méthodologique sur le filet fauchoir. Les prises ont ensuite été retirées du filet (voir ci-dessous). Seule la partie centrale
de chaque zone a été échantillonnée, laissant une zone tampon de 300 m de large à la périphérie de deux parcelles. Les
échantillonnages au filet fauchoir se sont déroulés de 8 h à 12 h 30.
Les sites d’échantillonnage ont été choisis par randomisation avant d’aller sur le terrain. Le générateur de nombres aléatoires
d’une machine à calculer électronique a permis de fournir les chiffres définissant les coordonnées de chaque point
d’échantillonnage. Le premier chiffre donne la distance à parcourir à l’intérieur de la zone témoin en partant du point à
l’extrême nord-est vers l’ouest. Le second chiffre donne la distance à parcourir à partir de ce point vers le sud dans la parcelle.
Cette procédure a été répétée jusqu’à obtenir le nombre de points d’échantillonnage requis. Pour les points d’échantillonnage
dans la zone de traitement en barrières, la barrière et l’espace inter-barrières à échantillonner ont été choisis par tirage
aléatoire: des bandes de papier portant le numéro des zones ont été mises dans un sac ou un récipient, mélangées puis tirées
au hasard. La distance le long de la barrière (ou à la distance requise à partir de la barrière dans l’espace inter-barrières) a
ensuite été déterminée à l’aide du générateur de nombres aléatoires d’une machine à calculer électronique.
N.B.: l’échantillonnage dans l’espace inter-barrières n’a été effectué qu’à l’extrémité sous le vent de la barrière et la distance
a été mesurée à partir de l’extrémité sous le vent. En effet, la contamination due au pesticide dans l’espace inter-barrières n’est
due qu’à la dérive des gouttelettes d’IGR.
La période de l’étude a été limitée par des contraintes logistiques. En 1993, le budget n’a permis qu’une seule mission de 6
semaines à Madagascar, avec la présence d’un seul écotoxicologue. Cette trop courte période est en général inacceptable pour
une étude écotoxicologique (voir dispositif expérimental), particulièrement si le choix du site de l’étude est compris dans cette
durée. En conséquence, les données avant traitement ont été extrêmement limitées sur ce site. Cependant, un étudiant
malgache diplômé a été formé par l’écotoxicologue lors de son séjour; il a ensuite continué la collecte de données aprés la
pulvérisation pendant deux mois de plus.
À Beamalo, l’échantillonnage a commencé la veille de la pulvérisation. Les transects ont été échantillonnés au filet fauchoir sur
sept sites de la zone devant être traitée et cinq sites de la zone témoin. Cinq échantillons ont été collectés dans la parcelle à
traiter, puis tous les échantillonnages ont été effectués dans la parcelle témoin, pour finir par les deux échantillons restants dans
la parcelle à traiter. Les sites d’échantillonnage ont été choisis au hasard (voir ci-dessus).Après la pulvérisation, l’échantillonnage
de la zone non traitée s’est déroulé comme précédemment; en revanche, dans la zone traitée, les échantillons n’ont été pris
que dans les barrières. Les barrières et la localisation des sites d’échantillonnage dans ces barrières ont été également choisis
au hasard. L’échantillonnage s’est poursuivi 2 mois après le traitement.
En 1994, une étude à plus long terme s’est déroulée, avec une période de suivi post-traitement plus acceptable. Mais, d’autres
contraintes logistiques et financières ont aussi limité le programme d’échantillonnage. L’équipe formée en 1993 n’était pas
disponible en 1994; il a fallu donc former d’autres équipes pour effectuer le suivi et l’échantillonnage.Trois équipes à temps
plein ont exécuté l’échantillonnage au filet fauchoir, le traitement des échantillons et le comptage des transects de papillons.
Seul l’échantillonnage au filet fauchoir est décrit dans ce qui suit (voir ci-dessus).
36 C . T i n g l e e t I . G r a n t
À Antanimieva, l’échantillonnage a commencé 6 semaines avant la pulvérisation, le 16 mars 1994, dans les parcelles nord et sud
et s’est poursuivi dans des parcelles témoin et à traiter plus petites, 6 jours avant le traitement (Figure 1.18).2 Deux échantillons
avant traitement ont été collectés dans les plus petites parcelles. Dans tous les cas, trois échantillons ont été collectés dans la
parcelle témoin, puis tous les échantillonnages ont été effectués dans la parcelle à traiter, pour finir par deux échantillons dans
la parcelle témoin.Avant traitement, tous les sites d’échantillonnage ont été choisis au hasard.Après la pulvérisation, le même
programme d’échantillonnage a été conservé dans la parcelle témoin. En revanche, dans la parcelle traitée, des transects ont
été échantillonnés sur cinq sites au milieu des barrières (barrières 2-4 uniquement) et des transects ont été échantillonnés sur
trois sites à 150 m de la barrière et sur trois sites au milieu de l’espace inter-barrières (c’est-à-dire à 250 m des barrières).
Seuls les espaces inter-barrières 1, 2 et 3 ont été utilisés. Les barrières, les espaces inter-barrières et les sites d’échantillonnage
dans ces emplacements ont été choisis au hasard. Le premier échantillon post-traitement a été collecté 7 jours après la
pulvérisation. L’échantillonnage s’est poursuivi toutes les semaines jusqu’au 20 juin, puis toutes les deux semaines jusqu’au 27
juillet 1994.
Traitement des échantillons
Le filet contenant les prises a été placé dans un sac en plastique. La faune collectée a ensuite subi un ‘effet de choc’ à l’aide
d’une rapide pulvérisation de pyréthrinoïdes obtenue avec une bombe insecticide du commerce (gaz propulseur: CO2). Les
prises ont ensuite été transférées dans un sac en plastique mentionnant l’heure et l’endroit de l’échantillonnage, ainsi que le
nom de l’opérateur. Les échantillons ont ensuite été envoyés au laboratoire. Les sacs ont été vidés dans de grands bacs en
plastique blanc et les invertébrés ont été séparés de la végétation et autres débris.Tous les invertébrés ont été transférés dans
des boîtes de Pétri contenant de l’alcool à 70% puis examinés au microscope. Les individus ont été triés et comptés. Dans la
mesure du possible, les taxa ont été triés par espèces ou morpho-espèces (c’est-à-dire genre ou famille suivi d’une lettre ou
d’un chiffre).Tous les invertébrés ont été identifiés, du moins jusqu’à leur ordre. Une collection de référence a été établie pour
aider au tri et à l’identification des individus et pour s’assurer que la lettre ou le chiffre corrects ont été attribués aux morpho-
espèces, sans confusion. Plus de 400 espèces d’invertébrés ont ainsi été récoltées.
Les données provenant de chaque échantillon ont été enregistrées sur une fiche portant le numéro, la date de l’échantillon et
la manière dont il a été traité. Ces données ont permis d’établir une liste des taxa portant le nombre d’individus récoltés pour
chaque taxon (Figure 1.20).
Enregistrement et traitement des données
Toutes les données ont été enregistrées sur une feuille de calcul Excel (tout tableur similaire convient parfaitement). À l’origine,
un classeur avait été créé pour chaque date d’échantillonnage, avec des feuilles séparées pour les différentes zones. Les données
pour chaque transect de 50 m, c’est-à-dire les échantillons a et b, ont ensuite été agrégés (voir exemple à la Figure 1.21).
Les feuilles de calcul précédentes ont ensuite été compilées pour obtenir un nouveau fichier contenant les moyennes pour
chaque taxon, avec le taxon inscrit dans la première colonne et la moyenne pour chaque zone et pour chaque date
d’échantillonnage en ligne (Figure 1.22).
Une troisième série de feuilles de calcul a été créée pour permettre l’exportation dans un logiciel de traitement statistique afin
d’effectuer l’analyse de la variance (ANOVA – voir chapitre 2 sur les statistiques). La Figure 1.23 montre une configuration
prévue pour une exportation des données dans Genstat. Les données doivent être fournies dans un format précis pour chaque
type de logiciel de traitement statistique, il est donc important de vérifier le format requis par votre logiciel pour ensuite
préparer les données de la manière appropriée.
Les données ont été compilées à partir de la feuille de calcul indiquée à la Figure 1.22 dans un format qui permet l’établissement
de graphiques indiquant, pour chaque taxon, le nombre moyen d’individus en fonction du temps (Figure 1.24). Les graphiques
ont été tracés à l’aide du logiciel Excel (voir Figures 1.26 à 1.33).
2 Cette procédure a été appliquée car, à l’origine, l’essai de pulvérisation devait être aérien. Cependant, en raison de l’absence de la densité requise de nymphes d’acridiens au stade de développement adéquat, l’échelle
de l’essai a été considérablement réduite. C’est pour cela que les parcelles de l’étude finale sont beaucoup plus petites que les parcelles nord et sud. Si le plan n’avait pas été modifié, la parcelle sud dans son ensemble
aurait reçu une pulvérisation aérienne de diflubenzuron en barrières
É l a b o r a t i o n d ’ u n p r o g r amme d e s u i v i é c o t o x i c o l o g i q u e 37
1Échantillon d’un transect 2a avec filet fauchoir prélevé à une distance de 150 m dans un espace inter-barrières le 8 juillet 1994
2 = mâle; = femelle; = juvénile.
Figure 1.20: Exemple d’enregistrement des données après traitement des échantillons
38 C . T i n g l e e t I . G r a n t
1Échantillon d’un transect 2b au filet fauchoir prélevé à une distance de 150 m dans un espace inter-barrières le 8 juillet 1994
2 = mâle; = femelle; = juvénile.
Figure 1.20: Suite
Analyse des données
L’analyse statistique n’a été effectuée que sur les invertébrés rencontrés en nombre suffisant (c’est-à-dire moyenne >10 par
site). Les nombres d’individus pour chaque taxon dans les deux échantillons pris sur chaque site d’échantillonnage ont été
agrégés pour éliminer dans l’analyse les biais dûs à l’opérateur. Les données ont ensuite été soumises à deux types d’ANOVA
en utilisant des échantillons agrégés comme pseudo-répétitions (voir chapitre 2). Il n’y avait pas de vrais échantillons répétés,
car tous les échantillons ne provenaient que d’une seule zone traitée et une seule parcelle témoin. L’analyse statistique a pu
donc détecter les différences entre les zones, mais n’a pas pu prouver que ces différences résultaient de la pulvérisation. Ce
n’est pas une situation idéale, mais elle est souvent rencontrée lors des études de suivi, particulièrement en cas de programmes
de traitement à grande échelle, car il est souvent impossible d’établir de vrais échantillons répétés vu la superficie de la zone
traitée (voir ci-dessus et chapitre 2).
É l a b o r a t i o n d ’ u n p r o g r amme d e s u i v i é c o t o x i c o l o g i q u e 39
Figure 1.21: Feuille de calcul montrant les données brutes, les totaux, les moyennes et les erreurs types pour
les échantillons d’une zone à une date précise d’échantillonnage
40 C . T i n g l e e t I . G r a n t
Figure 1.22: Feuille de calcul compilée montrant les moyennes pour différentes zones et dates
d’échantillonnage, pour chaque taxon de la feuille (Figure 1.21)
É l a b o r a t i o n d ’ u n p r o g r amme d e s u i v i é c o t o x i c o l o g i q u e 41
1 Code de date d’échantillonnage 1 = 16/03/94, 11 = 27/03/94, etc. Nota:Toutes les données ne sont pas figurées. Un code par jour
à partir du démarrage.
2 Code de zone 1 = sud, 2 = nord, 3 = témoin, 4 = avant pulvérisation, 5 = 150 m dans l’espace inter-barrières, 6 = 250 m dans
l’espace inter-barrières, 7 = dans la barrière.
3 Ntgs = Sauteriaux non cibles.
Figure 1.23: Feuille de calcul formatée pour une exportation dans Genstat en vue d’effectuer l’analyse statistique
42 C . T i n g l e e t I . G r a n t
Figure 1.24: Feuille de calcul montrant les données compilées et formatées pour permettre le traçage de graphiques indiquant le nombre moyen d’individus
en fonction du temps pour chaque taxon
É l a b o r a t i o n d ’ u n p r o g r amme d e s u i v i é c o t o x i c o l o g i q u e 43
Une ANOVA à deux critères a été effectuée après transformation des données en log(x+1) pour chaque espèce sélectionnée,
afin de détecter la preuve d’une interaction entre le facteur et le temps. La Figure 1.25 illustre le résultat de l’ANOVA obtenu
avec Genstat sous la forme d’un tableau d’analyse de variance. Il est possible de déterminer à partir de ce tableau les effets
significatifs et ceux qui ne le sont pas. Une interaction significative entre le facteur et le temps signifie que les modifications
dans le temps ne sont pas homogènes d’un facteur à l’autre et que la pulvérisation a donc un effet sur l’abondance. Quand il
n’existe pas d’interaction significative, un effet principal significatif peut refléter les différences inhérentes entre les zones ou un
effet réel de la pulvérisation.
Les données du site de Beamalo ont inclus toutes les dates d’échantillonnage, car il n’y a eu qu’un seul échantillon avant la
pulvérisation. Les données du site d’Antanimieva ont été divisées en trois groupes et analysées séparément: (i) échantillons
avant pulvérisation collectés dans les parcelles nord et sud; (ii) échantillons avant pulvérisation collectés dans les parcelles à
traiter et témoins; (iii) échantillons post-pulvérisation collectés dans les parcelles traitées et témoins. Une ANOVA à un critère
a également été effectuée pour examiner les différences entre les facteurs pour chaque date d’échantillonnage, quand une
interaction significative entre le temps et le facteur a été détectée.
N.B.:Quand une série de données qui s’étale sur une longue période est analysée de cette manière, il est nécessaire de séparer
les données en parties qui seront analysées séparément. Quand il y a plus de 10 points dans une série temporelle, ce procédé
évite que la variation dans le temps ne masque les interactions entre le temps et le facteur. Ainsi, si une série temporelle de
données couvre 14 dates d’échantillonnage, il est recommandé de les séparer en deux séries de 7 dates. Si l’intervalle entre les
échantillons change, ce qui rallonge la série, alors d’autres sub-divisions des données pourront être nécessaires avant l’analyse.
Ce sont des problèmes compliqués qu’il vaut mieux aborder avec un statisticien pour chaque cas particulier.
Les résultats des tableaux ANOVA pour chaque espèce sont utilisés pour afficher la plage de résultats statistiquement
significatifs et leur niveau de signification dans un tableau unique (voir Tableau 1.7).
RÉSULTATS DES ÉTUDES DE SUIVI ÉCOTOXICOLOGIQUE SUR LES INVERTÉBRÉS – INTERPRÉTATION
Les résultats du traitement statistique par Genstat pour l’analyse de la variance se présentent sous la forme d’une série de
tableaux ANOVA (voir exemple Figure 1.25). La signification statistique entre les facteurs pour des groupes fauniques d’intérêt
a ensuite été compilée dans d’autres tableaux (voir exemple Tableau 1.7). Cette représentation permet de repérer d’un seul
coup d’œil la signification des différents tests à différents moments (ex: avant pulvérisation et post-pulvérisation) pour différents
groupes fauniques. Cependant, l’interprétation des résultats est plus facile quand les données de différents groupes fauniques
sont représentées sous forme de courbes (voir exemples Figures 1.26 à 1.33).
Les descriptions se rapportent aux graphiques. Deux groupes ont été sélectionnés (sauteriaux non cibles à Beamalo et chenilles
à Antanimieva) pour illustrer les impacts négatifs typiques dûs aux insecticides et un troisième (psoques à Antanimieva) pour
fournir un exemple où aucun effet dû à l’insecticide ne peut être constaté.
Les figures présentent les types possibles d’interprétations: les Figures 1.26 à 1.28 se rapportent aux sauteriaux non cibles à
Beamalo; les Figures 1.29 à 1.32 se rapportent aux chenilles à Antanimieva; la Figure 1.33 se rapporte aux psoques (Psocoptera)
à Antanimieva.
44 C . T i n g l e e t I . G r a n t
1 d.f. = degré de liberté
2 n.s = pas significatif; * = significatif; ** = hautement significatif; ***= très hautement significatif
Figure 1.25: Exemples de tableaux résultants de l’analyse ANOVA à deux critères par Genstat pour les données avant
traitement sur les sauteriaux non cibles (Ntgs) et les données post-traitement pour les chenilles (larves de
Lepidoptera) à Antanimieva
Sauteriaux non cibles capturés au filet fauchoir à Beamalo en 1993
Le filet fauchoir permet de capturer les invertébrés résidant de manière permanente ou temporaire sur la végétation. Les prises
dépendent du type de végétation et de sa densité, de la vitesse et de la force avec lesquelles l’opérateur manie le filet, de la
hauteur du balayage à travers la végétation, des conditions météorologiques (température, humidité relative, intensité
lumineuse), de l’heure du jour, de la saison, etc.Tous ces facteurs doivent être harmonisés pour éviter les biais dans les résultats.
L’interprétation des résultats nécessite également la connaissance de la biologie et de l’écologie des taxa capturés: habitudes
alimentaires, mobilité, cycle biologique, périodes d’activité (diurne et saisonnière), etc.
É l a b o r a t i o n d ’ u n p r o g r amme d e s u i v i é c o t o x i c o l o g i q u e 45
1 Étudier les données avant pulvérisation pour les deux zones (Figure 1.26).N.B.: ‘Dans la barrière’ signifie la zone traitée.
Étudier les statistiques (voir Tableau 1.7). Dans ce cas, il n’existe pas de différence significative entre les facteurs. Donc,
malgré les apparences, car le graphique indique qu’avant la pulvérisation il y a plus de sauteriaux non cibles dans la zone à
pulvériser que dans la zone témoin, les effectifs dans les deux zones sont statistiquement les mêmes. Le fait qu’il n’y ait
qu’un seul point de données avant traitement entraîne un faible niveau de confiance dans sa capacité à détecter des
différences significatives dues à la pulvérisation.
2 Étudier les modifications post-pulvérisation de l’abondance relative dans le temps (Figure 1.27).
Le Tableau 1.7 indique qu’il existe une interaction très hautement significative entre le facteur et le temps et un effet
principal significatif. L’ANOVA à un critère montre également que les différences dans le nombre d’individus capturés à une
des dates d’échantillonnage sont très hautement significatives, les différences à deux dates d’échantillonnage sont
hautement significatives et les différences dans un ensemble de dates d’échantillonnage sont significatives.
Sur le graphique (Figure 1.27), le changement de trajectoire se produit immédiatement après la pulvérisation, qui en est
donc probablement la cause. Cependant, en l’absence de ‘vrais’ échantillons répétés, ce fait ne peut être prouvé à partir
des données disponibles.
3 Pourquoi le nombre d’individus capturés dans la zone non traitée décroît-il après le 23 mars, alors qu’il semble croître dans
la zone traitée (Figure 1.28)?
C’est une aberration méthodologique. La plupart des sauteriaux muent et passent de la nymphe à l’adulte en mars. Ils se
métamorphosent en adultes ailés, capables de voler. Les sauteriaux qui volent sont beaucoup plus difficiles à attraper au
filet fauchoir que les immatures, ainsi, moins d’individus sont capturés. C’est ce qui explique la diminution du nombre de
prises sur le graphique en 3, sans apporter aucune preuve d’un déclin de l’abondance relative des sauteriaux. Le nombre
de sauteriaux capturés dans la zone traitée lors de cette période n’augmente pas du point de vue statistique. Cependant,
les nymphes muant en adultes dans la zone traitée peuvent avoir été touchées par l’IGR et donc voler moins efficacement,
ce qui les rend plus facile à attraper que ceux de la zone non traitée.
Conclusion sur les sauteriaux non cibles à Beamalo
Malgré le manque de données avant le traitement, les modifications dans le nombre de sauteriaux capturés au filet fauchoir
suggèrent un fort impact négatif dû à la pulvérisation en barrières de Dimilin. Ce fait n’a rien de surprenant, car les sauteriaux
sont étroitement apparentés aux acridiens cibles: ce sont des herbivores mandibulés et ils occupent la même niche alimentaire
que ces acridiens. Seuls les immatures sont vulnérables aux IGR et pas les adultes.
Les statistiques prouvent que les effets constatés sur les graphiques sont vrais. Cependant, ces données n’expliquent pas la
cause des différences enregistrées dans l’abondance relative. Une anomalie méthodologique explique le déclin des captures de
sauteriaux dans la zone non traitée. Il est donc difficile d’estimer la durée de l’effet négatif de la pulvérisation sur l’abondance
relative des sauteriaux, mais elle semble durer au moins 1 mois.
46 C . T i n g l e e t I . G r a n t
Tableau 1.7 Signification statistique des ANOVA sur l’abondance relative d’une faune non cible
sélectionnée dans différentes zones des sites de Beamalo et d’Antanimieva
ANOVA à deux critères et ANOVA à un critère pour chaque date d’échantillonnage, avant et après le traitement avec la durée des
différences entre les facteurs, pour chaque seuil de signification (* P < 0,05; ** P < 0,01; *** P < 0,001).
barrières de Dimilin
30
Pulvérisation
25 1
20
15
10
Témoin
Dans la barrière
5
0
14.2    21.2   27.2   4.3    11.3   16.3   20.3  23.3  27.3  31.3    4.4    13.4   21.4   24.4  26.4    2.5    9.5   16.5   25.5    6.6   13.6   20.6     8.7 27.7 
Date
Figure 1.26: Données avant traitement pour les sauteriaux non cibles dans les zones de Beamalo en 1993
Moyenne des individus capturés par transect de 2 x 50 m
É l a b o r a t i o n d ’ u n p r o g r amme d e s u i v i é c o t o x i c o l o g i q u e 47
30
Pulvérisation
25
2
20
15
10
Témoin
Dans la barrière
5
0
14.2    21.2   27.2   4.3    11.3   16.3   20.3  23.3  27.3  31.3    4.4    13.4   21.4   24.4  26.4    2.5    9.5   16.5   25.5    6.6   13.6   20.6     8.7 27.7 
Date
Figure 1.27 Modification après traitement de l’abondance relative des sauteriaux non cibles à Beamalo en 1993
30
Pulvérisation
25
3
20
15
10
Témoin
Dans la barrière
5
0
14.2    21.2   27.2   4.3    11.3   16.3   20.3  23.3  27.3  31.3    4.4    13.4   21.4   24.4  26.4    2.5    9.5   16.5   25.5    6.6   13.6   20.6     8.7 27.7 
Date
Figure 1.28 Modification dans le nombre de sauteriaux non cibles capturés dans les deux zones traitées à Beamalo
en 1993
Chenilles capturées au filet fauchoir à Antanimieva en 1994
1 Étudier les données avant traitement pour les deux zones (Figure 1.29).
Les statistiques attestent d’une interaction significative entre le facteur et la durée et démontrent l’existence d’un effet
principal significatif (voir Tableau 1.7). Ceci révèle une assez forte variation naturelle dans les captures de chenilles entre
les zones. Le fait d’avoir cinq points de données avant traitement procure un niveau de confiance raisonnablement élevé
dans les résultats obtenus avant pulvérisation. Cependant, les différences statistiquement significatives constatées avant
traitement réduisent la confiance que l’on peut avoir dans l’attribution à la pulvérisation des différences constatées après
traitement.
Moyenne des individus capturés par transect de 2 x 50 m Moyenne des individus capturés par transect de 2 x 50 m
48 C . T i n g l e e t I . G r a n t
barrières de Dimilin 
60
50 1 Pulvérisation
sud
40 nord
30 non traité
avant traitement
20 à 150 m de la barrière 
à 250 m de la barrière
10
dans la barrière
0
21.2    11.3     20.3     31.3     21.4      2.5      16.5      6.6      20.6     8.7
Date
Figure 1.29 Données avant traitement pour les chenilles dans les deux zones à Antanimieva en 1994
2 Étudier les modifications après traitement de l’abondance relative dans le temps (Figure 1.24).
Les statistiques attestent d’une interaction hautement significative entre le traitement et le temps et démontrent
l’existence d’un effet principal très hautement significatif (voir Tableau 1.7).
Le graphique (Figure 1.30) indique qu’en mai la différence entre les nombres moyens de chenilles capturées dans les zones
se situe dans les limites de la variation naturelle constatée avant la pulvérisation. Bien que le nombre dans la barrière semble
décroître, le calcul statistique ne peut affirmer que c’est un effet réel dû à la pulvérisation.
2a Le changement de trajectoire des courbes, qui se produit environ 1 mois après la pulvérisation, indique que le nombre
d’individus capturés dans la zone non traitée augmente subitement (Figure 1.31). C’est vraisemblablement un effet
saisonnier, où tous les œufs éclosent en même temps. Le nombre de chenilles capturées dans les espaces inter-barrières
augmente également à cette période et selon un schéma similaire, comme le nombre d’individus capturés dans la zone non
traitée (mais sans le pic du 20 juin).
2b Le nombre d’individus capturés dans les barrières tend vers zéro et reste très bas pendant au moins 3 mois (Figure 1.31).
Comme les captures dans les espaces inter-barrières et dans les barrières viennent de la même parcelle, il est fort probable
que cette réduction du nombre provienne de la pulvérisation.
3 Le déclin du nombre de chenilles capturées dans la zone non traitée vers la fin juin/début juillet est dû à la transformation
des chenilles en nymphes puis en adultes (Figure 1.32). C’est un phénomène normal du cycle biologique de ces insectes: le
nombre de chenilles décroît.
Conclusion pour les chenilles à Antanimieva
En dépit des différences statistiquement significatives avant pulvérisation, les schémas des modifications dans le nombre de
chenilles non cibles capturées au filet fauchoir suggèrent un impact négatif grave de la pulvérisation de Dimilin en barrières. Ce
fait n’a rien de surprenant, car les chenilles sont des herbivores mandibulés, situés dans la même niche alimentaire que les
acridiens cibles. Comme ce sont des immatures, ils sont sensibles aux IGR, ce qui n’est pas le cas des adultes. Les statistiques
indiquent que les différences constatées après traitement sont vraies et qu’il existe une interaction hautement significative
entre le traitement et le temps. Le déclin dans le temps des captures de chenilles dans la zone non traitée est une phase
naturelle du cycle biologique, quand la métamorphose en adulte se produit. L’effet négatif de la pulvérisation sur l’abondance
relative des chenilles dure au moins 3 mois. Les espaces inter-barrières se comportent comme un vrai refuge pour les chenilles
car il semble qu’il y ait aussi peu d’impact à 150 m à l’intérieur de l’espace inter-barrières qu’au milieu de cet espace.
Moyenne des individus capturés par transect de 2 x 50 m
É l a b o r a t i o n d ’ u n p r o g r amme d e s u i v i é c o t o x i c o l o g i q u e 49
barrières de Dimilin  
60
50 2 Pulvérisation
sud
40 nord
30 non traité
avant traitement
20 à 150 m de la barrière 
à 250 m de la barrière
10
dans la barrière
0
21.2    11.3     20.3     31.3     21.4      2.5      16.5      6.6      20.6     8.7
Date
Figure 1.30 Modification après traitement de l’abondance relative des chenilles à Antanimieva en 1994
2a
60
sud
50
Pulvérisation nord
40 non traité
avant traitement
30 à 150 m de la barrière 
20 à 250 m de la barrière
dans la barrière
10
0 2b
21.2    11.3     20.3     31.3     21.4      2.5      16.5      6.6      20.6     8.7
Date
Figure 1.31 Modification après traitement de l’abondance relative des chenilles à Antanimieva en 1994
Moyenne des individus capturés par transect de 2 x 50 m Moyenne des individus capturés par transect de 2 x 50 m
50 C . T i n g l e e t I . G r a n t
barrières de Dimilin
 
3
60
sud
50
Pulvérisation nord
40 non traité
avant traitement
30 à 150 m de la barrière 
20 à 250 m de la barrière
dans la barrière
10
0
21.2    11.3     20.3     31.3     21.4      2.5      16.5      6.6      20.6     8.7
Date
Figure 1.32 Modification après traitement de l’abondance relative des chenilles à Antanimieva en 1994
Psoques capturés au filet fauchoir à Antanimieva en 1994
1 Étudier les données avant traitement pour les deux zones (Figure 1. 33).
Étudier les statistiques (Tableau 1.7). Existe-t-il une différence significative dans l’abondance relative? Dans ce cas les
résultats ne sont pas statistiquement significatifs.
La variation naturelle dans les captures de psoques entre les zones semble faible. Le fait d’avoir cinq points de données
avant pulvérisation procure un niveau de confiance raisonnablement élevé dans les résultats avant traitement.
2 Étudier les modifications après traitement de l’abondance relative dans le temps (Figure 1.33).
L’abondance relative suit-elle un schéma similaire dans le temps pour les différents cas? Les statistiques permettent de
vérifier si les différences apparentes sont réelles. S’il existe une interaction significative entre le temps et le traitement, alors
il y aura de réelles différences dans la modification de l’abondance relative.
Dans ce cas, il n’y a pas de résultats statistiquement significatifs. Le graphique indique que toutes les courbes (témoin, dans
la barrière et dans les espaces inter-barrières) révèlent un changement de trajectoire similaire dans le temps. Il n’y a pas
de différences apparentes.
3 Le déclin du nombre de psoques capturés dans toutes les zones vers la fin juin/début juillet est dû à la modification
saisonnière de l’abondance. Le fait que le nombre d’individus capturés à 250 m de la barrière dans l’espace inter-barrières
n’ait jamais atteint le même pic d’abondance que dans les autres zones et décroît légèrement plus tôt est probablement
dû à une variation naturelle. Les statistiques ne donnent aucune preuve d’une réelle différence. D’un point de vue
biologique, de telles différences sont également difficiles à expliquer.
Moyenne des individus capturés par transect de 2 x 50 m
É l a b o r a t i o n d ’ u n p r o g r amme d e s u i v i é c o t o x i c o l o g i q u e 51
barrières de Dimilin
 
3
2
60
sud
50
Pulvérisation nord
40 non traité
1
avant traitement
30 à 150 m de la barrière 
20 à 250 m de la barrière
dans la barrière
10
0
21.2    11.3     20.3     31.3     21.4      2.5      16.5      6.6      20.6     8.7
Date
Figure 1.33 Données avant traitement pour les psoques à Antanimieva en 1994
Conclusion pour les psoques à Antanimieva
L’application de diflubenzuron en barrières n’a pas d’effet sur les psoques non cibles, quand la pulvérisation est effectuée à la
mi-avril.
Conclusions générales de l'étude
C’est sur peu d’espèces, parmi les 350 espèces capturées lors de l’étude sur les deux sites, qu’une différence statistiquement
significative a été constatée entre les zones traitées et non traitées. Les deux exemples présentés ci-dessus (sauteriaux non
cibles à Beamalo et chenilles à Antanimieva) ont été les deux seuls taxa qui ont révélé clairement de sévères effets négatifs dûs
à l’utilisation des IGR en barrières. Il est intéressant de constater que, pour ces deux groupes, les impacts négatifs n’ont été
constatés que sur un seul site de l’étude. Comme l’indique le tableau 1.7, aucune différence significative n’a été constatée dans
l’abondance relative des sauteriaux non cibles à Antanimieva. Plusieurs raisons peuvent expliquer ce fait. Premièrement, les
compositions en espèces de sauteriaux sur les deux sites étaient différentes. Sept espèces ont été capturées à Beamalo en 1993,
alors que 14 ont été capturées à Antanimieva en 1994. Certaines espèces étaient communes aux deux sites, mais les espèces
différentes peuvent avoir des réponses différentes à l’IGR. Deuxièmement, et c’est peut être le plus important, la différence de
date de pulvérisation a pu être significative. Au moment de la pulvérisation à Beamalo en 1993, une forte proportion de
sauteriaux étaient au stade nymphal (immatures vulnérables à l’IGR), alors que la pulvérisation à Antanimieva en 1994 s’est
effectuée à une date où la majorité des nymphes avaient déjà mué au stade adulte. Comme les adultes ne sont pas vulnérables
aux effets létaux de l’IGR, il est compréhensible, d’un point de vue biologique, que la pulvérisation n’ait pas entraîné de
différences de l’abondance relative.
De même, les chenilles étudiées à Beamalo n’ont pas révélé de différences significatives dans l’abondance relative après la
pulvérisation de l’IGR. Ceci peut s’expliquer par les différences de la composition en espèces. Les chenilles capturées à Beamalo
provenaient de différentes familles et espèces. C’était également le cas à Antanimieva à la même période. Cependant, fin mai
début juin, une espèce de papillon de nuit Mythimna circulus était prédominante dans les captures de chenilles à Antanimieva.
Cette espèce a sans aucun doute été touchée par la pulvérisation, mais trop peu de représentants des autres taxa ont été
capturés pour affirmer avec certitude qu’ils ont subi un effet négatif ou non.
Parmi les autres taxa révélant les impacts négatifs de la pulvérisation de diflubenzuron en barrières sur l’un des sites de l’étude,
il faut citer: les araignées, les acridiens et les guêpes parasitoïdes. Les résultats étaient cependant peu concluants pour tous les
autres taxa.
Moyenne des individus capturés par transect de 2 x 50 m
52 C . T i n g l e e t I . G r a n t
Conclusions globales de l’étude
La grande majorité des invertébrés terrestres échantillonnés ont semblé peu touchés par l’application de diflubenzuron en
barrières. Cependant, au moins deux groupes d’herbivores mandibulés – les sauteriaux non cibles et les chenilles – ont révélé
un déclin très hautement significatif de leur abondance relative dans les barrières suite à la pulvérisation. Cet effet a semblé
durer un mois pour les sauteriaux et plusieurs mois pour les chenilles. Plusieurs autres groupes d’invertébrés – les araignées,
les acridiens et les guêpes parasitoïdes – ont pu également être temporairement touchés.
Les espaces inter-barrières de 500 m se sont révélés être de vrais refuges épargnés par la pulvérisation pour les chenilles et
ont permis de réduire l’impact environnemental.
Le suivi du dépôt de gouttelettes a démontré que, par rapport au nombre de gouttelettes tombant dans la barrière, le nombre
de gouttes tombant sur le sol décroît d’environ 30% à 100 m sous le vent, à partir de l’extrémité face au vent de la barrière.
Le diamètre médian du volume des gouttelettes diminue également d’environ 30% par rapport à celles dans la barrière (Figure
1.19). Si l’on suppose une mortalité de 100% des chenilles dans les barrières, le pire cas suggérerait un déclin d’environ 27%
dans la population de la zone traitée dans son ensemble. Il est peu probable que ce fait soit écologiquement significatif, mais
l’importance de M. circulus dans cet habitat étant peu connue, il est difficile de l’affirmer. Mythimna circulus est une espèce
endémique à Madagascar et elle a donc une valeur du point de vue de la conservation. Ces chenilles représentent une
importante source de nourriture pour de nombreux oiseaux et elles méritent des études plus poussées si l’utilisation des IGR
en barrières devait s’étendre.
L’acceptabilité des effets négatifs sur les sauteriaux non cibles et sur les larves de Mythimna circulus est difficile à estimer sans
une connaissance approfondie de l’écologie des savanes herbacées de Madagascar. Les effets sur une seule espèce de sauteriaux
n’ont pas été examinés à Beamalo en 1993. L’espèce de sauteriaux dominante a été Oedaleus virgula. Même si cette espèce est
celle qui a le plus probablement diminué de manière significative, d’autres ont également pu être touchées.Oedaleus virgula est
une espèce endémique à Madagascar, mais c’est aussi un ravageur. Mythimna circulus est une espèce endémique, mais son
importance dans la chaîne alimentaire et l’écologie des prairies est inconnue. Aucune de ces espèces n’entre dans l’une des
catégories de l’UICN (voir Tableau 1.1) et elles semblent être toutes deux communes et abondantes.
Au vu des conclusions de cette étude, il est recommandé d’appliquer l’IGR en barrières plutôt que d’effectuer des traitements
en couverture totale avec des insecticides organophosphorés, qui touchent de nombreux invertébrés et entraînent une
mortalité chez les oiseaux. Les IGR sont également moins toxiques pour les opérateurs de pulvérisation. L’utilisation ultérieure
d’IGR en barrières doit être accompagnée d’études de suivi écotoxicologique, jusqu’à ce que l’impact sur les chenilles, les
sauteriaux et les vertébrés qui s’en nourrissent soit mieux connu. Un suivi des oiseaux qui sont les prédateurs des chenilles
et/ou des sauteriaux doit également être entrepris.
Les décideurs doivent comparer les coûts de cette méthode de lutte antiacridienne avec l’avis des parties prenantes et les
avantages et inconvénients environnementaux qui en résultent.
NOTIONS DE STATISTIQUE: PROBLÈMES
ET MÉTHODES 2
John Sherington1 et Ian F. Grant2
Natural Resources Institute, University of Greenwich at Medway, Central Avenue,
Chatham Maritime, Kent ME4 4TB, Royaume-Uni.
INTRODUCTION
La recherche écotoxicologique comprend la collecte et l'analyse de données telles que l'abondance des insectes et des reptiles,
les taux de résidus de pesticides, les températures diurnes, la vitesse des processus biologiques et l'étendue du couvert végétal.
Ces informations quantitatives sont utilisées dans le cadre d'un travail sur l'impact des pesticidesiques afin de comparer
objectivement et sans biais différentes situations ou différentes périodes. En outre, dans certaines recherches, les relations
entre différentes mesures sont intéressantes.
Cependant, le facteur commun à toutes les données dans le domaine des sciences biologiques est la variation naturelle qui
existe. Par exemple, si deux cultures identiques sont exploitées de la même façon, il y a peu de chances qu'elles abritent le
même nombre d'insectes. D'autres facteurs aléatoires ou inconnus influent également sur l'abondance des insectes.
Des méthodes statistiques existent pour interpréter ces informations quantitatives en présence d'une variation aléatoire.
L'analyse des données dépend de la manière dont l’expérience ou le recensement à l'origine des données ont été conçus. Pour
tirer des conclusions valables à partir de données et pour atteindre les objectifs fixés, il est essentiel que l'étude soit
soigneusement conçue. Les statistiques ont un rôle important à jouer ici. Ce chapitre commence par introduire des idées de
base sur le plan d'une étude et les concepts statistiques avant d'aborder des questions de manière plus approfondie et de
présenter quelques méthodes simples.
Mais d'abord, un mot sur les précautions à prendre. Avant d'aller sur le terrain pour collecter des données, discutez de vos
objectifs et des techniques biométriques à votre disposition avec un statisticien. La plupart des chercheurs utilisent des logiciels
informatiques pour analyser leurs données: ils ont rarement recours à des calculs manuels, hormis pour des statistiques très
élémentaires, car cela requiert énormément de temps. Bien que l'utilisation de programmes statistiques soit relativement aisée,
une mauvaise interprétation des résultats l'est également. Aussi, discutez le plan de votre étude, vos hypothèses et vos
interprétations avec un biométricien. Il est également utile de garder à l'esprit que l'analyse initiale des données, qui implique
quelques moyennes et variances ainsi qu'une poignée de graphiques élémentaires, peut souvent aider à détecter une éventuelle
interférence!
DISPOSITIF EXPÉRIMENTAL
Il est important de bien distinguer la différence entre un essai et un recensement. Dans un essai, le chercheur maintient la
plupart des facteurs constants et n'en modifie qu'un ou deux à la fois. Ainsi, tous les effets constants dûs à la variation d'un
facteur peuvent être attribués à ce facteur. Par exemple, si un chercheur applique un fongicide donné sur 10 parcelles choisies
au hasard dans une zone donnée et n'applique rien sur 10 autres parcelles choisies au hasard dans cette même zone, et si
toutes les autres conditions sont identiques, alors toutes les différences relatives, par exemple, à la gravité d'une attaque par
un agent pathogène donné, entre les zones traitées et les zones non traitées pourront être attribuées à l'effet du traitement.
Cela constitue un essai sur le terrain.
1Adresse: Pfizer Global Research & Development, Sandwich, CT13 9NJ, R-U.
2Adresse: Cybister Environmental Protection, Oak House, South Street, Boughton, Kent ME13 9PE, R-U. ian.grant@cybister.plus.com
54 J . S h e r i n g t o n e t I . G r a n t
Les recensements, en revanche, ne fournissent pas de ‘relations de cause à effet’ aussi nettes. Si certains agriculteurs traitent
leurs cultures et d'autres pas, et si le chercheur se rend sur place périodiquement pour surveiller la gravité d'une attaque par
un agent pathogène donné, alors la différence entre les zones traitées et les zones non traitées risque d'être difficile à
interpréter. Un autre facteur pourrait avoir ‘poussé’ certains agriculteurs à traiter leurs cultures, par exemple, le développement
d'une maladie lié à un changement de fongicide au cours d'une saison précédente. Dans le cadre d'une recensement, ces
éléments ne sont pas contrôlés.
Objectifs
Le chercheur doit fixer des objectifs clairs avant de commencer toute étude. D'un point de vue statistique, les questions
suivantes sont souvent pertinentes:
• Quelles sont les principales comparaisons à faire ou quelles sont les relations d'intérêt?
• Quelles données seront collectées et comment seront-elles collectées?
• Le chercheur imposera-t-il des conditions expérimentales ou se contentera-t-il de faire ses mesures (recensement) en
l'état?
• Quelles sont les ‘unités expérimentales/du recensement’ élémentaires?
• Comment répéter l’essai/le recensement? Si l’essai/le recensement ne peut pas être répété, dans quelle mesure les résultats
sont-ils utiles?
Une technique utile, lors de l'élaboration d'une étude, consiste à inclure dans le plan les grandes lignes de l'analyse et de la
présentation des résultats. Si vous ne savez pas comment certaines données seront utilisées, alors il ne vaut probablement pas
la peine de les collecter.
N'essayez pas de surcharger votre étude. Il est tentant d'essayer de mesurer un grand nombre de variables dans un grand
nombre de situations. Mais il vaut souvent mieux mesurer un nombre limité de variables dans un ensemble réduit de
circonstances. Cela permettra d'obtenir des informations exploitables sur une situation précise plutôt que des informations
vagues sur des situations plus variées. La précision obtenue selon la taille des échantillons est abordée plus loin. Il faut toujours
fixer des objectifs réalistes, susceptibles d'être atteints au moyen des ressources disponibles. En essayant d'en faire trop, on
risque toujours de ne rien obtenir de vraiment utile.
La section suivante suivante introduit des notions de statistique nécessaires à la compréhension et à l'utilisation des essais et
techniques présentés plus loin dans ce chapitre.
NOTIONS DE STATISTIQUE
En général, une série de données comporte une ou plusieurs variables ou mesures (par ex., le nombre de larves de mouche, la
quantité de résidus de pesticides, etc.) enregistrées pour chacune des unités (par ex. les parcelles, les quadrats, les points
d'échantillonnage, etc.). Les variables peuvent être mesurées sur une échelle continue (par ex. la concentration en pesticide),
elles peuvent être dénombrées (par ex. le nombre d'espèces d'insectes capturées ou le nombre de fois où des martins-pêcheurs
pie ont été aperçus) ou classées par catégorie (par ex. le type de sol: sable, argile, etc.). Pour une analyse donnée, en fonction
de ses objectifs, certaines variables peuvent être considérées comme des variables de réponse: elles représentent les principales
variables d'intérêt et sont influencées par d'autres variables appelées explicatives. Par exemple, l'épaisseur des coquilles d'œufs
d'oiseaux (variable continue et de réponse) peut être influencée par la présence de résidus de pesticides (variable continue et
explicative) et par l'habitat (variable catégorielle et explicative). Dans une autre analyse, la quantité de résidus de pesticides peut
être considérée comme la variable de réponse, influencée par d'autres facteurs tels que le climat.
Pour présenter les résultats d'une étude, on fait généralement un résumé des données sous une forme choisie. Pour des
données numériques telles que le nombre de mammifères piégés ou le nombre de poissons morts, un bon résumé est à
l’évidence la moyenne. Cependant, pour certaines données, en particulier celles dont la distribution est asymétrique (voir ci-
dessous), la médiane peut être utile.
No t i o n s d e S t a t i s t i q u e : P r o b l èm e s e t Mé t h o d e s 55
• La moyenne représente la somme de toutes les valeurs divisée par le nombre de valeurs.
• La médiane est la valeur au-dessus de laquelle se situe la moitié des valeurs et en dessous de laquelle se situe l'autre moitié
des valeurs.
• Le mode est le nombre qui revient le plus souvent.
Deux séries de données artificielles illustrent ces statistiques (Tableau 2.1). La série de données 1 provient d'une distribution
symétrique alors que la série 2 provient d'une distribution asymétrique. La médiane (7) est la même pour les deux séries de
données (deux points de données sont inférieurs à 7, deux sont supérieurs). La moyenne est très élevée pour la série 2, qui
comporte une valeur élevée. Cette moyenne n'est pas une bonne donnée intuitive, car elle est largement supérieure à quatre
des cinq valeurs. La médiane est particulièrement utile pour les distributions asymétriques telles que les dénombrements
d'insectes/reptiles/oiseaux.
Les différences entre les deux séries de données figurant dans le Tableau 2.1 relèvent d'une différence de distribution entre ces
données.
La distribution des données peut être visualisée sous la forme d'un histogramme. Deux exemples d’histogrammes différents
sont fournis à la Figure 2.1.
La Figure 2.1a montre une distribution symétrique. Ce type de données est souvent représenté par un modèle mathématique
appelé distribution ‘normale’ (parfois dénommée distribution de Gauss). Certaines procédures et interprétations statistiques
standard supposent cette distribution.
Tableau 2.1 Données artificielles pour le dénombrement d'insectes
Échantillon Série 1 Série 2
1 12 12
2 0 0
3 13 88
4 7 7
5 3 3
Moyenne 7 22
Médiane 7 7
a) Distribution symétrique b) Distribution asymétrique
  
25 25
20 20
15 15
10 10
5 5
0 0
0 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 0 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10  11  12  13  14
Nbre. d’insectes Nbre d’insectes
Figure 2.1: Exemples de distributions symétrique (a) et asymétrique (b)
Fréquence
Fréquence
56 J . S h e r i n g t o n e t I . G r a n t
Les distributions asymétriques (Figure 2.1b) se produisent souvent avec des données telles que le dénombrement d'insectes.
Parfois, transformer les données, en utilisant le log (dénombrement + 1) ou la racine carrée du dénombrement, peut aboutir à
une distribution moins asymétrique. Cela peut permettre d'appliquer de manière valable certaines procédures statistiques, mais
rend plus difficile la présentation des résultats. Nous reviendrons sur la transformation plus loin.
Les deux diagrammes ci-dessus montrent une autre caractéristique importante des données: leur variabilité. Dans la Figure 2.1a,
les dénombrements varient de 0 à 10. Différentes séries de données peuvent montrer différentes quantités de variation. L'un
des rôles importants de l'analyse statistique est de quantifier cette variation.
La mesure la plus simple de la quantité de variation a déjà été démontrée dans le paragraphe précédent. Il s'agit de l'amplitude
des données, c.-à-d. la différence entre la valeur la plus élevée et la valeur la plus faible, en l'occurrence 10 (de 0 à 10) dans la
Figure 2.1a et 14 dans la figure 2.1b. Cependant, l'amplitude n'est pas très souple et peut aussi être largement influencée par
une seule valeur inhabituelle.
La mesure la plus utile de la variation aléatoire est l'écart-type (Standard Deviation).Voir le Tableau 2.2. La formule de l'écart-
type est:
moyenne
où x est une valeur des données, n le nombre d'unités d'échantillons et ∑ le symbole de sommation. Une méthode de calcul
différente et plus facile est fournie dans les fiches méthodologiques; la plupart des calculatrices de poche et tous les tableurs
effectueront ces calculs à votre place. L'unité de l'écart-type est la même que celle des données d'origine.
Remarquez que les deux séries de données du Tableau 2.2 ont la même moyenne des résidus (12 mg/kg-1). La série de données
1 a une variabilité bien inférieure à celle de la série 2: l'amplitude est de 0,5 (12,2-11,7) pour la série 1 et de 5,4 (14,7-9,3) pour
la série 2. Les écarts-types respectifs sont 0,23 et 2,28. D'après ces deux critères, la série de données 2 a une variabilité 10 fois
plus grande que la série 1.
L'interprétation de l'écart-type est utile dans le cas d'une distribution normale. Dans ce cas, l'intervalle entre (moyenne - SD)
et (moyenne + SD) devrait contenir environ 67% des points de données. De même, la moyenne ± 2SD devrait contenir environ
95% des observations. Ces interprétations sont faites à partir de tables qui donnent la proportion (p) d'unités d'une amplitude
donnée (moyenne ± zSD), pour différentes valeurs de z ou de p.
Tableau 2.2 Calcul de l'écart-type (SD) pour deux séries de données artificielles (n=5)
Série 1 Série 2
Échantillon Résidu x-moyenne (x-moyenne)2 Résidu x-moyenne (x-moyenne)2
mg kg–1 (x) mg kg–1 (x)
1 11.7 -0.3 .09 9.3 -2.7 7.29
2 12.1 0.1 .01 14.7 2.7 7.29
3 12.2 0.2 .04 13.8 1.8 3.24
4 11.8 -0.2 .04 10.3 -1.7 2.89
5 12.2 0.2 .04 11.9 -0.1 0.01
Moyenne 12.0 12.0
Total (∑) 60.0 .22 60.0 20.72
SD .23 2.28
No t i o n s d e S t a t i s t i q u e : P r o b l èm e s e t Mé t h o d e s 57
Remarque: ces interprétations ne s'appliquent pas à des distributions asymétriques. Pour ce type de données, d'autres
méthodes peuvent être nécessaires ou les données peuvent être transformées (par ex., en utilisant le log (x + 1) ou √ x) pour
leur donner une distribution symétrique.
La moyenne (ou la médiane) et l'écart-type, qui mesurent respectivement la taille moyenne et la quantité de variation, sont
souvent les deux résumés les plus utiles d'une série de données. Calculer systématiquement ces statistiques récapitulatives et
tracer les histogrammes et les graphiques des données correspondantes constituent une bonne pratique.
DISPOSITIF EXPÉRIMENTAL: INFORMATIONS SUPPLÉMENTAIRES
Souvent, une étude s'attachera à comparer deux situations ou plus. Il peut s'agir de la comparaison entre des zones traitées et
des zones non traitées ou entre différents types de végétations ou différentes périodes. Parfois, plusieurs comparaisons
différentes peuvent être intéressantes. L'une des techniques fréquemment utilisées, par exemple, lors de la comparaison de
zones traitées et de zones non traitées, est de prendre des mesures dans les deux zones avant et après le traitement. Les
changements dûs au traitement peuvent alors être distingués des changements dûs à la période.
Pour toutes les comparaisons de ce type, deux critères statistiques sont essentiels: la répétition et la randomisation.
La répétition
Afin d'arriver à des conclusions fiables sur les causes et effets à partir d'une étude, les mesures sont généralement faites sur
un certain nombre d'unités expérimentales ou d'unités de recensement. C'est ce que l'on appelle la répétition et elle sous-tend
de nombreuses analyses statistiques dans les études comparatives. Mesurer uniquement une unité expérimentale (par ex., une
zone traitée) ne permettra pas de généraliser les informations obtenues. Dans de nombreuses études écologiques, la répétition
peut devenir complexe et elle est liée à la définition des unités expérimentales/de recensement. L'exemple qui suit illustre ce
problème.
Supposons que vous souhaitiez déterminer l'effet d'un traitement sur l'abondance d'une espèce d'invertébrés donnée. Un
chercheur peu expérimenté proposera peut-être de traiter une zone et d'en laisser une autre non traitée (‘témoin’). (Dans le
jargon statistique, on parle de deux ‘traitements’ - traité et non traité.) Dans chaque zone, les insectes seront dénombrés sur
10 points d'échantillonnage.Voir Figure 2.2a.
Bien qu'il y ait maintenant 10 dénombrements d'insectes dans la végétation traitée et 10 dans la végétation non traitée, cela ne
constitue pas une répétition vraie. C'est une forme de pseudo-répétition. Une analyse statistique diagnostique n'est pas
appropriée ici, car il n'y a pas de répétition des zones traitées et non traitées. La comparaison entre les échantillons des zones
traitées et non traitées ne renseigne que sur la différence entre une zone qui se trouve avoir été traitée et une zone qui se
trouve ne pas avoir été traitée: les deux zones auraient peut-être présenté un nombre différent d'insectes même en-dehors de
toute expérience.
x
x x x x x
x x x x x x
x x x
x
x x x
x x Point d’échantillonnage
Zone traitée
Zone non traitée
Figure 2.2a: Un essai non répété
58 J . S h e r i n g t o n e t I . G r a n t
x x x x
x x x Point d’échantillonnage
x x Zone traitée
x x Zone non traitée
x x xx
xx x
x x x
Figure 2.2b: Un essai avec cinq éléments répétés par traitement et deux échantillons par unité expérimentale
Pour obtenir une répétition vraie, un certain nombre de zones traitées doit être comparé à un certain nombre de zones non
traitées. Sous la forme d'un diagramme, la Figure 2.2b illustre cette expérience avec cinq zones ("unités expérimentales") pour
chaque traitement et deux points d’échantillonnage par zone. Ces "unités" peuvent être, par exemple, des parcelles d'un seul
et même champ ou des exploitations différentes.
Une fois encore, il y a 10 points d’échantillonnage pour les zones traitées et 10 pour les zones non traitées, mais dans ce cas,
la répétition est vraie. Il y a cinq éléments répétés (‘unités expérimentales’) pour chaque ‘traitement’ avec deux échantillons
par unité. Ces données doivent être réduites à un point de données par unité expérimentale (en calculant la moyenne ou le
total par unité) avant toute analyse statistique formelle. Remarque: pour que l’essai soit réaliste, la taille des échantillons doit
être plus importante.
Voici une définition formelle d'unité expérimentale: division de la zone expérimentale de sorte que deux unités peuvent
recevoir des traitements différents. Un concept identique s'applique aux recensements. Globalement, les ‘unités’ dans une
recensement doivent être indépendantes, c.-à-d. que ce qui se produit et qui est mesuré dans une unité ne doit pas être lié à
ce qui se produit dans une autre unité.
Quelle que soit l'application envisagée, tous les chercheurs souhaiteraient savoir combien d'éléments répétés sont nécessaires.
Il n'existe pas de réponse simple à cette question. La décision dépend de nombreux facteurs; parmi les plus importants, on peut
citer:
• la variabilité des unités expérimentales;
• la façon de traiter;
• l'ampleur de l'effet qui intéresse le chercheur;
• les ressources disponibles pour cette étude.
Une spécification incorrecte des unités expérimentales/de recensement conduit au problème de pseudo-répétition
susmentionné. La pseudo-répétition peut se produire dans l'espace ou dans le temps.
La pseudo-répétition
La philosophie des comparaisons statistiques repose sur la comparaison de la variabilité entre les traitements (ici, traité/non
traité) avec la variation aléatoire entre les unités d'un même traitement. Cela permettra de déterminer si les effets observés
relèvent du hasard (en raison de la variation aléatoire) ou s'ils sont suffisamment importants pour être des effets authentiques.
Si la variation aléatoire est mesurée sur une mauvaise base, alors les conclusions seront faussées.
No t i o n s d e S t a t i s t i q u e : P r o b l èm e s e t Mé t h o d e s 59
Dans la Figure 2.2b ci-dessus, il y a deux niveaux de variation:
(i) valeur globale estimée de la variabilité à l'intérieur d'un traitement (à partir de 5 unités/traitement)
(ii) variation entre les deux échantillons d'une même unité expérimentale.
Pour tirer des conclusions sur l'effet du traitement, la différence entre la moyenne des zones traitées et celle des zones non
traitées doit être comparée à la variation aléatoire mesurée au point (i) ci-dessus.
Dans l’essai illustré en Figure 2.2a, où il n'y a pas de répétition des zones, la variation (i) ci-dessus ne peut pas être mesurée.
En conséquence, on ne peut pas faire de comparaisons statistiques valables de l'effet du traitement entre les zones traitées et
non traitées dans cette expérience. On peut utiliser les statistiques pour déterminer si les différences entre les zones sont
significatives, mais pas pour conclure qu'elles sont dues au traitement. Le niveau (ii) ne contient aucune information relative à
la variabilité des zones et, en général, sous-estimera la variation aléatoire entre les zones et fournira des résultats faussement
précis. (Voir les parties ‘Échantillonnage’ et ‘Estimation, précision et tests statistiques’.) Remarque: si les zones de traitement
sont très vastes (plusieurs dizaines, centaines ou milliers de kilomètres carrés), alors une répétition vraie risque d'être
impossible, en particulier dans le cadre d'un recensement. Les statistiques peuvent être utilisées pour déterminer la signification
de toutes les différences, en particulier des données entre les zones soumises à un traitement, mais d'autres données (par ex.,
les résidus) seront nécessaires pour tirer des conclusions sur les effets des traitements.
La randomisation des traitements
La Figure 2.2b illustre également la randomisation. Pour obtenir une comparaison impartiale, l'allocation des traitements doit
être faite de manière aléatoire. Pour ce faire, on peut utiliser des tables de nombres aléatoires (voir fiche méthodologique sur
les nombres aléatoires), tirer au sort ou générer des nombres aléatoires avec une calculatrice de poche appropriée.
Il est souvent utile de restreindre la randomisation afin d'augmenter la précision et de garantir un plan plus équilibré. Par
exemple, avec deux traitements, les unités expérimentales pourraient être appariées de sorte que deux unités appartenant à
la même paire soient aussi similaires que possible. Deux traitements sont alors alloués de manière aléatoire aux unités d'une
même paire.Avec plus de deux traitements, on utilise la technique dite des ‘blocs’.
TECHNIQUE DES BLOCS
L'idée principale de la technique des blocs est la suivante: l'identification de régions homogènes permet de comparer les
traitements avec plus de précision grâce à l'élimination des différences importantes entre les unités des différents blocs. Les
unités expérimentales sont regroupées en ‘blocs’ d'unités identiques et chaque traitement est alloué une fois dans chaque bloc.
Les informations issues d'expériences utilisant des blocs sont principalement basées sur les comparaisons qui peuvent être
faites entre les observations des traitements au sein d'un même bloc. La technique des blocs n'est donc pas aisée à utiliser dans
le cas de pesticides appliqués sur de vastes zones, en raison du risque de contamination par les pesticides des blocs adjacents
et de l'hétérogénéité majeure des zones vastes. Si deux traitements ne se produisent pas ensemble dans un bloc, il sera toujours
possible de faire une comparaison valable entre ces deux traitements si chacun se produit dans un bloc avec un troisième
traitement commun. Lorsque des modes de variation probable sont identifiés parmi les unités, ces dernières sont regroupées
en blocs d'unités identiques. Les unités d'un même bloc doivent être aussi homogènes que possible. On utilise habituellement
la technique des blocs dans des expériences sur le terrain, en serre ou en laboratoire, où les unités se situent à proximité les
unes des autres.
60 J . S h e r i n g t o n e t I . G r a n t
Pour être appropriée et efficace, la technique des blocs doit prendre en compte deux éléments importants:
• le choix de la source de variabilité qui servira de base à la constitution des blocs;
• le choix de la forme des blocs et de leur orientation.
Une source idéale de variation pour servir de base à la constitution des blocs sera une source de grande taille et hautement
prévisible, telle que l'hétérogénéité du sol où le comportement du pesticide est le caractère d'intérêt principal, ou bien le
gradient dans un champ où l'étude de la respiration du sol sera liée à sa perméabilité à l'eau.Après avoir identifié la source de
variabilité qui servira de base à la constitution des blocs, il faut choisir la taille et la forme des blocs pour maximiser la variabilité
entre les blocs. N'importe quel ouvrage de recherche agronomique décrit les procédures de constitution des blocs à utiliser
dans des expériences à petite échelle sur les pesticides.
ÉCHANTILLONNAGE
L'échantillonnage est utilisé lorsqu'il est inutile, impossible ou trop coûteux de tout mesurer. On ne mesure alors qu'une petite
fraction des éléments.
Dans la Figure 2.2b ci-dessus, il était trop difficile de mesurer la zone entière de chaque unité expérimentale; c'est pourquoi
deux points d’échantillonnage ont été choisi pour chaque unité. De même, dans la Figure 2.2a, il y avait 10 échantillons par zone.
Chaque échantillon peut être prélevé en des points d'une zone, dans des quadrats, des sections ou d'autres éléments pertinents
(par ex., les arbres).
Ce qui est important, c'est d'éviter le biais; cependant, c'est pratiquement impossible subjectivement. Le principe primordial de
la sélection d'un échantillon simple est que toutes les unités doivent avoir la même probabilité d'être sélectionnées. Si c'est
impossible, alors la population cible (et les objectifs de l’analyse qui s'y rapportent) doivent être redéfinis, par exemple, des
zones situées à moins d’1 km de la route ou des arbres situés à moins de 100 m d'un sentier.
L’échantillonnage aléatoire
Une sélection aléatoire des échantillons est l'idéal auquel il faut tendre. Pour ce faire, il faut dresser une ‘liste’ (au moins au
niveau conceptuel) de toutes les unités possibles. Des nombres aléatoires sont ensuite utilisés pour déterminer les unités qui
seront mesurées. Par exemple, dans une forêt, chaque arbre pourrait, théoriquement, correspondre à un nombre. En choisissant
des nombres aléatoires, on peut obtenir un échantillon aléatoire d'arbres. De la même façon, dans une zone, chaque point
possible peut être affecté de coordonnées à deux dimensions. L’utilisation de deux nombres aléatoires permet de choisir un
point aléatoire.
Dans la pratique, des schémas purement aléatoires peuvent être difficiles à mettre en œuvre; par exemple, comment déterminer
quel arbre correspond au nombre 123? Cependant, si la population est représentée par les ‘arbres situés à 10 m maximum d'un
sentier’, il peut être possible de déterminer quel arbre correspond au nombre 13.
Les nombres aléatoires peuvent être obtenus à partir de tables (voir la fiche méthodologique sur les nombres aléatoires); de
nombreuses calculatrices et ordinateurs peuvent également générer des séquences de nombres aléatoires. Si la situation est
désespérée, le dernier chiffre des numéros de téléphone d'un annuaire peut être utilisé comme chiffre aléatoire compris entre
0 et 9! (Les premiers chiffres ne sont généralement pas aléatoires.)
Pour allouer des traitements de manière aléatoire dans un essai, il est facile de faire des ‘cartes’ pour les différents traitements
et de les tirer au sort pour chaque unité ou bien de lancer un dé.
No t i o n s d e S t a t i s t i q u e : P r o b l èm e s e t Mé t h o d e s 61
L’échantillonnage systématique
Dans le cas où un échantillonnage tout à fait aléatoire est impossible ou difficile à obtenir, l'échantillonnage systématique peut
constituer une alternative pratique.Avec ce type d'échantillonnage, un point de départ aléatoire est choisi, puis des échantillons
sont prélevés à intervalles réguliers. Pour obtenir des échantillons de faune dans un cours d'eau, on peut les prélever tous les
100 m . Pour obtenir des échantillons d'arbres, le chercheur peut choisir le long de son parcours un arbre d'une espèce donnée
tous les dix arbres de cette même espèce. Cependant, dans ce cas, la population implicitement définie est représentée par les
"arbres situés à proximité du parcours", ce qui n'est pas forcément représentatif de tous les arbres.
L’échantillonnage stratifié
L'échantillonnage stratifié est utile lorsque la population peut être divisée en sous-populations ou strates. Un échantillon est
alors prélevé dans chaque strate. Cette méthode comporte deux avantages:
• elle garantit que chaque strate de la population est correctement représentée dans l'échantillon;
• elle peut être plus efficace, statistiquement, pour estimer les paramètres de la population.
Différentes proportions ou tailles d'échantillons peuvent être prélevées dans chaque strate, bien qu'une analyse plus complexe,
prenant en compte différents poids pour différentes strates, puisse être nécessaire dans ce cas. Prenons l'exemple d'un
hydrobiologiste qui souhaite évaluer la population d'insectes aquatiques dans le lit d'une rivière. Il peut y avoir différents habitats
(par ex., graviers, sable, limon) sur le même site d'échantillonnage. La zone pourrait être stratifiée selon les habitats et des
échantillons pourraient être prélevés dans chaque habitat en proportion du type d'habitat. Par exemple, si le lit de la rivière sur
un site est composé de 25% d'adventices sur des galets, de 50% de gravier et de 25% de boue et qu'on prélève huit échantillons,
alors il faut s'assurer d'en prendre quatre dans le gravier et deux dans chacun des autres substrats. Les résultats des échantillons
pourront ensuite être combinés pour donner une estimation globale de la zone. On peut également faire des comparaisons
entre le gravier et la boue.
L’échantillonnage à plusieurs degrés
L'échantillonnage à plusieurs degrés est souvent effectué pour des raisons administratives, bien qu'il soit moins efficace,
statistiquement parlant, qu'un échantillonnage aléatoire simple. L'exemple qui suit illustre cette idée.
Dans une recensement sur des exploitations, il peut être trop coûteux ou trop long de visiter les exploitations éparpillées sur
une vaste zone. Par ailleurs, il se peut que l’on ne dispose pas d'une liste appropriée des exploitations. La première étape
consiste donc à choisir au hasard un certain nombre de régions. La deuxième étape consiste à choisir au hasard des villages à
l'intérieur de ces régions. Et la troisième étape consiste à choisir, toujours au hasard, des exploitations dans chacun de ces
villages. L'avantage de ce système à trois degrés est qu'il réduit le nombre de déplacements nécessaires et qu'il peut faciliter
l'obtention d'une liste des exploitations de chacun des villages choisis plutôt que de la population toute entière.
Remarquez que si l'exemple était légèrement modifié de sorte que seules les régions présentant un intérêt particulier soient
volontairement choisies, par exemple des zones à haut risque, alors la population serait implicitement redéfinie comme
représentant les régions désignées et non le pays tout entier. Pour étudier les régions volontairement choisies, le système
d'échantillonnage comporterait deux degrés.
Le sous-échantillonnage
Le sous-échantillonnage est utilisé lorsqu'il est impossible ou inutile de mesurer l'échantillon entier ou l'unité expérimentale
entière. Les échantillons sont prélevés dans chaque unité élémentaire pour estimer la moyenne de l'unité toute entière. (Cela
peut être considéré comme un exemple d'échantillonnage à plusieurs degrés.) Par exemple, plutôt que de mesurer la biomasse
d'un champ entier, on peut mesurer un certain nombre de quadrats, choisis au hasard, pour estimer la biomasse par mètre
carré. Pour estimer les résidus de pesticides dans une culture, on peut sélectionner et analyser seulement quelques plants. Dans
ce contexte, le sous-échantillonnage constitue simplement un autre niveau dans un système d'échantillonnage à plusieurs
degrés. De plus amples informations sont fournies dans la partie relative au sous-échantillonnage (voir page 65).
62 J . S h e r i n g t o n e t I . G r a n t
LA GESTION DES DONNÉES
De nombreux projets consacrent beaucoup de temps et d'argent à toutes les activités décrites précédemment dans ce chapitre
et ignorent la gestion des données collectées. L'absence de données de bonne qualité peut rendre une recensement ou un
programme de surveillance inutile.
Une base de données telle que Excel ou Access devrait être utilisée pour gérer et stocker les données; c'est encore plus
important pour les données destinées à être distribuées à d'autres sites, à l'intérieur d'un même pays ou à l'étranger. Il est
extrêmement important de conserver des copies originales de la base de données sur un site et de s'assurer que d'autres sites
ne puissent pas les modifier.
ESTIMATION, PRÉCISION ET TESTS STATISTIQUES
La statistique est une science qui porte sur la variabilité et l'incertitude. Pour des essais et recensements simples, la moyenne
des données de l'étude est utilisée pour estimer la moyenne "vraie". Cependant, la variation aléatoire et la variabilité de
l'échantillonnage signifient que si une recensement ou un essai est répété plusieurs fois, il en résultera des estimations de
moyenne ou des pourcentages légèrement différents à chaque fois.
Il est donc utile de prévoir la précision avec laquelle l'échantillon estimera la valeur "vraie". Pour ce faire, la meilleure méthode
consiste à calculer l'erreur-type (SE) de l'estimation (par ex., la moyenne), qui peut alors être interprétée à l'aide d'un intervalle
de confiance.
Dans le cas simple de l'utilisation d'une moyenne calculée à partir d'un échantillon ou d'un essai simple, l'erreur-type de la
moyenne est estimée par:
où SD est l'écart-type des données et n le nombre d'unités expérimentales utilisées pour estimer la moyenne.
Comparaison de deux moyennes
Pour comparer deux moyennes, on peut aisément calculer la différence entre les moyennes pour estimer la différence ‘vraie’.
L'erreur-type de la différence (SED) est donnée par:
où n1 et n2 correspondent au nombre d'unités expérimentales utilisées pour calculer les deux moyennes. SD est alors l'écart-
type moyen (‘global’, égal à la racine carrée de la moyenne résiduelle au carré, à partir d'une analyse de la variance).
Intervalles de confiance
Les intervalles de confiance peuvent être utilisés lors de la comparaison de deux groupes (par ex., des traitements) chacun
ayant une moyenne estimée. La différence entre les moyennes peut être aisément estimée par:
différence = moyenne 1 - moyenne 2
Pour des données ayant une distribution presque "normale", un intervalle de confiance de 95% pour la différence est donné
par:
différence± t.SED
No t i o n s d e S t a t i s t i q u e : P r o b l èm e s e t Mé t h o d e s 63
où la valeur t est lue dans des tables statistiques (et dépend des ‘degrés de liberté’ utilisés lors de l'estimation de l'écart-type).
Pour des expériences ou recensements de grande envergure (plus de 25 unités), t est environ égal à 2. Pour des échantillons
plus petits, t sera plus grand.
Par exemple, si dans un essai de grande envergure (> 30 échantillons), le nombre moyen de nymphes d'éphémères pour deux
sites situés dans une rivière est 10,12 et 11,20 avec un SED de 0,22, alors l'intervalle de confiance de 95% pour la différence
entre les deux moyennes sera environ de 1,08 ±2*0,22 = 0,64 à 1,52. Remarque: les données de dénombrement comme
celles-là sont rarement "normales" et doivent être transformées avant de faire des tests statistiques; voir la transformation des
données dans la partie suivante (page 64).
Dans un tel cas, on peut dire que la différence entre le nombre de nymphes d'éphémères sur les deux sites est statistiquement
significative (au seuil de 5%) parce que l'intervalle de confiance de 95% ne contient pas zéro. Ce concept de signification
statistique ne doit pas être confondu avec la signification pratique ni avec la signification biologique. La signification statistique
d'une différence signifie simplement que la différence entre deux moyennes est plus grande que celle que l’on attendrait si elle
relevait uniquement du hasard; elle est donc ‘vraie’.
Probabilités (valeurs de P)
De nombreux programmes informatiques de statistiques fourniront des probabilités de signification. Une probabilité est un
chiffre compris entre 0 et 1 qui mesure les chances qu'un événement se produise. Elle est aussi parfois exprimée en
pourcentage. Une probabilité de 1 (qui correspond à 100%) implique une certitude absolue - l'événement se produira. Une
probabilité de 0 implique une impossibilité totale. Une probabilité de 0,5 (50%) signifie qu'un événement a autant de chances
de se produire que de ne pas se produire, par exemple, lorsqu'on tire à pile ou face, il y a une probabilité de 0,5 de tomber sur
"face".
L'interprétation d'une probabilité de signification qui émerge d'un test statistique est précise et complexe. Globalement, plus la
probabilité est faible, plus la preuve d'une différence vraie ou d'un effet vrai est solide. Une probabilité de 0,05 correspond à la
notion dépassée de ‘signification au seuil de 5%‘. Si la différence entre les moyennes de deux traitements a, par exemple, une
probabilité de signification de 0,013 (1,3%), l'interprétation exacte sera la suivante: s'il n'y a pas de différence "vraie" entre les
traitements, alors le résultat obtenu lors de cette expérience se produira dans moins de 1,3% des expériences.
Ainsi, plus la probabilité est faible, moins il y a de chances de ne pas être en présence d'une différence ‘vraie’ (plus il y a de chances d'être
en présence d'une différence ‘vraie’).
Plus l'erreur-type est faible, plus l'estimation de la différence "vraie" par la différence expérimentale sera précise. D'après la
formule ci-dessus, on voit que plus la taille des échantillons est grande (n1, n2, …), plus l'erreur-type est petite et meilleure est
la précision. Il est utile de remarquer ici qu'il existe une limite pratique à la taille des échantillons: être précis au point de
détecter des différences trop petites pour être significatives du point de vue pratique ou biologique représente un gaspillage
de ressources.
Attention, toutes ces affirmations dépendent des éléments suivants:
(i) les unités expérimentales/de recensement doivent être correctement définies et, en conséquence, la quantité de variation
aléatoire et le degré correspondant de répétition doivent être corrects. Globalement, on doit avoir un point de données
par unité expérimentale. Si les données proviennent de sous-échantillons de l'unité ou de mesures répétées dans le temps
de la même unité, alors des analyses plus complexes à plusieurs degrés doivent être envisagées. En général, on peut utiliser
une statistique résumant les données (par ex. la moyenne ou le total) pour réduire l'analyse à un seul degré conventionnel.
Ce type d'approche suffira, dans la plupart des cas, pour toutes les analyses où une estimation de la variance n'est pas
nécessaire;
(ii) les données doivent avoir (approximativement) une distribution ‘normale’ ou symétrique;
(iii) l'écart-type doit être le même pour tous les traitements.
64 J . S h e r i n g t o n e t I . G r a n t
Si les conditions (ii) et (iii) ne sont pas remplies, il y a cinq options possibles:
• transformer les données;
• utiliser un modèle linéaire généralisé (logistique ou linéaire-logarithmique, etc.);
• utiliser des tests numériques, tels que les tests de permutation ou les "bootstrapping";
• utiliser un test non paramétrique qui peut être moins puissant;
• ne pas faire d'analyse formelle mais utiliser des statistiques élémentaires et des méthodes graphiques.
Des exemples de deux de ces approches sont fournis dans les fiches méthodologiques, à savoir la transformation avant un test
t de Student et un test U de Mann-Whitney (test non paramétrique).
Transformation des données
On peut envisager de transformer des données pour leur donner une distribution symétrique (la transformation est
habituellement justifiée lorsqu'elle rétablit la condition de constance de la variance, qui est plus importante que la normalité).
Cette transformation est souvent nécessaire pour des données de dénombrement d'animaux terrestres ou aquatiques.
Il s'avère souvent que si une mesure, par exemple, un dénombrement, a une distribution asymétrique, alors √ (dénombrement)
ou log (1+dénombrement) aura une distribution symétrique. Une analyse statistique paramétrique standard peut ensuite être
faite sur cette base. Cependant, cela pose des problèmes au niveau de la présentation des résultats. Il sera probablement
nécessaire de transformer de nouveau les moyennes pour revenir à l'unité de mesure d'origine. Cette nouvelle transformation
ne peut pas être faite sur les erreurs-types, mais sur les limites de confiance. On doit utiliser une transformation log (x+1) pour
les dénombrements qui comprennent la valeur zéro.
Tests non paramétriques
Les tests non paramétriques sont utiles car ils n'imposent aucune condition (ou alors des conditions très accessibles)
concernant les données. Ils n'imposent pas les conditions (ii) et (iii) ci-dessus relatives aux distributions symétriques et à la
constance des écarts-types. De nombreux tests non paramétriques reposent sur le tri des données par ordre de grandeur et
n'utilisent que le classement qui en résulte. Pour classer les données, la valeur la plus petite doit être affectée du rang 1, la
suivante du rang 2, etc. Les valeurs identiques doivent être prises en compte et affectées d'un rang intermédiaire, par exemple,
s'il y a deux valeurs identiques pour les rangs trois et quatre, elles seront toutes deux affectées du rang 3,5. Le principal
inconvénient des tests non paramétriques est qu'ils n'existent que pour des situations relativement simples, qu'ils ne peuvent
être généralisés et qu'ils peuvent perdre en puissance à cause du classement des données qui élimine certaines informations.
Pour comparer deux groupes, on utilise le test U de Mann-Whitney (Sprent, 1989). Dans ce test, toutes les données sont triées
et affectées de rangs pour voir si ceux d'un groupe tendent à être inférieurs à ceux de l'autre groupe. La somme des rangs du
groupe inférieur est comparée à des valeurs tabulaires: si elle est inférieure à la valeur tabulaire, on aura démontré que les deux
groupes sont significativement différents (voir fiche méthodologique).
LA TAILLE DES ÉCHANTILLONS
La partie précédente a décrit comment la précision est liée à la variation aléatoire et à la taille des échantillons: si l'on connaît
à l'avance la valeur estimée de la variation aléatoire (écart-type), on peut prévoir la précision des résultats pour une taille
d'échantillon donnée.
Par exemple, si la moyenne de 20 échantillons de résidus de pesticide dans le foie de poisson est de 5 µg kg-1, avec une variance
de 6,27, l'intervalle de confiance de 95% de la moyenne sera de 3,6 à 6,1 µg kg-1 (2SE = 2SD/√n = 1,12). De même, la moyenne
de 100 échantillons aurait un intervalle de confiance de 95% de 4,5 à 5,5 µg/kg-1. En fonction de la précision souhaitée, on peut
estimer une taille d'échantillon appropriée. Des méthodes exactes pour déterminer la taille des échantillons sont fournies dans
de nombreux manuels de statistique (par ex., Mead et al., 1993).
Le degré de précision nécessaire dépend des objectifs de l'étude (et, de manière réaliste, des ressources disponibles). Si l'on a
besoin de détecter uniquement des effets importants (par ex., une réduction de 50% du nombre d'insectes), alors une précision
basse sera acceptable et une petite étude peut suffire pour y arriver. En revanche, si l'on doit détecter des différences minimes,
alors une étude précise (et probablement de grande envergure et coûteuse) sera nécessaire.
No t i o n s d e S t a t i s t i q u e : P r o b l èm e s e t Mé t h o d e s 65
Le sous-échantillonnage: informations supplémentaires
Comme on l'a vu précédemment, le sous-échantillonnage est utilisé lorsqu'il est impossible ou inutile de mesurer l'unité
d'échantillon entière ou l'unité expérimentale entière. Les échantillons sont prélevés dans chaque unité élémentaire pour
estimer la moyenne de l'unité toute entière.
Cette distinction est d'une importance cruciale pour l'analyse statistique.Toutes les estimations de variance, d'erreur-type, etc.
doivent porter sur les unités expérimentales et non sur les sous-unités. Si les données sont enregistrées à partir de sous-unités
ou de sous-échantillons, elles doivent être résumées en valeurs (par ex., moyennes ou totaux) portant sur des unités
expérimentales avant toute analyse (ou avant d'utiliser un modèle statistique complexe).
Les analyses statistiques doivent porter sur la valeur pour un échantillon élémentaire ou une unité expérimentale élémentaire
et non sur les données issues de chaque sous-échantillon. En conséquence, on doit faire une moyenne des données issues des
sous-échantillons de manière à obtenir une valeur pour chaque unité expérimentale afin de procéder à l'analyse statistique. La
question qui revient souvent est de savoir combien de sous-échantillons sont nécessaires.
Pour y répondre, il faut connaître la variation aléatoire à deux niveaux: au niveau de l'unité expérimentale et au niveau des sous-
échantillons à l'intérieur d'une même unité expérimentale.
La variance par unité expérimentale s2 dépend de ces deux niveaux de variation et du nombre de sous-échantillons, comme
suit:
s2 = Varu + Vars/ns
où
Varu est la variance entre les unités si la valeur "vraie" pour l'unité entière est connue
Vars est la variance entre les sous-échantillons à l'intérieur d'une même unité expérimentale
ns est le nombre de sous-échantillons par unité
Remarque: dans la formule de s2, si ns devient infini (c.-à-d. que la valeur de l'unité entière est connue), alors s2 = Varu.
L'avantage d'un sous-échantillonnage intensif dépend de la valeur des deux variances Varu et Vars. Si la variation entre les sous-
échantillons est petite par rapport à la variation entre les unités, l'augmentation du nombre de sous-échantillons ne présente
pas un grand avantage. En revanche, si la variation entre les sous-échantillons est grande par rapport à la variation entre les
unités, l'augmentation du nombre de sous-échantillons peut avoir un effet plus important sur la variance globale.
Le nombre optimal de sous-échantillons dépend également des coûts relatifs des sous-échantillons et des unités
expérimentales. Si le sous-échantillonnage revient moins cher que des unités supplémentaires, alors l'augmentation du sous-
échantillonnage peut être financièrement intéressante. C'est le cas lorsque les déplacements vers des zones éloignées sont
coûteux: prélever des sous-échantillons une fois sur place n'engendre pas de surcoûts importants. En revanche, si la mesure
réelle de sous-échantillons est coûteuse par rapport au coût des unités, alors prélever plus d'un sous-échantillon ne vaut peut-
être pas la peine. C'est le cas lorsque des tests en laboratoire sur des plantes sont coûteux: il vaut mieux disposer d'un
maximum de plantes et n'effectuer qu'un test de laboratoire par plante.
Si les coûts ne sont pas pris en compte et que le nombre total de mesures autorisées est fixé, la meilleure stratégie théorique
est de prendre un maximum d'unités expérimentales avec un sous-échantillon par unité.
Pour estimer Varu et Vars, il faut disposer des données enregistrées à partir des sous-échantillons avec plus d'un sous-
échantillon par unité.
Lorsque les deux variances sont connues (ou estimées) et les coûts relatifs des sous-échantillons et des unités sont connus,
une stratégie optimale de sous-échantillonnage peut être envisagée.
66 J . S h e r i n g t o n e t I . G r a n t
Les échantillons groupés
Dans certains cas, on recommande de mélanger un certain nombre d'échantillons pour former un échantillon groupé à analyser.
Cette pratique peut être risquée si elle détruit la répétition qui a été utilisée dans une expérience ou un système
d'échantillonnage. Cependant, si des sous-échantillons sont mélangés, cela n'aura généralement pas d'effets néfastes sur l'analyse
statistique étant donné qu'il faudra de toutes façons faire la moyenne des sous-échantillons. Les sous-échantillons de sol et d'eau
sont souvent mélangés pour déterminer, par exemple, les résidus de pesticides ou la densité du plancton.
TENDANCES ET RELATIONS
Une autre utilisation courante des statistiques dans la recherche est l'étude des relations et des tendances. Par exemple, l'action
d'une enzyme donnée ou d'un insecticide donné peut être liée à la température ou un résidu de pesticide peut se dégrader au
cours du temps. La première étape dans la manipulation de données pour déterminer les relations et les tendances est de
tracer un graphique (de dispersion). Ce type de graphique permet de voir s'il existe une relation évidente entre deux variables.
La forme mathématique la plus simple pour une relation entre deux variables X et Y est une ligne droite (voir Figure 2.3).
La formule de cette droite est:
Y = a + bX
où les paramètres a et b sont habituellement estimés à partir des données en utilisant la régression linéaire.
La Figure 2.3 illustre la relation entre l'épaisseur des coquilles d'œufs chez l'autour africain et le taux de résidus de DDE dans
les œufs. Elle est donnée par:
Épaisseur de la coquille (mm) = 0,24 + (-0,00018 x DDE).
Dans cet exemple, b (appelé coefficient de régression ou pente) a la valeur -0,00018. Cela montre qu'une augmentation de 100
ppm du contenu de DDE dans les œufs donne lieu à une diminution de l'épaisseur des coquilles d'œufs de 0,018 mm . Le
paramètre a (appelé constante ou ordonnée à l'origine), qui est de 0,24, est l'épaisseur (théorique) des coquilles d'œufs lorsque
le résidu de DDE dans les œufs est égal à zéro. L'équation entière donne des résultats qui sont corrects sur la fourchette des
données, ce qui permet de prévoir l'épaisseur des coquilles d'œufs pour un taux de résidu de DDE donné dans les œufs (ou
l'inverse) en lisant la ligne droite du graphique. Par exemple, un taux de DDE de 100 ppm en poids sec donnera probablement
lieu à une épaisseur des coquilles d'environ 0,22 mm; à un taux de 50 ppm, l'épaisseur sera d'environ 0,23 mm.
Le calcul du coefficient de régression est décrit dans la fiche méthodologique sur la corrélation et la régression linéaire.
Les erreurs-types peuvent être calculées pour les coefficients de régression estimés et utilisées pour déterminer les intervalles
de confiance pour ces valeurs estimées.
Avant de tracer une ligne droite sur les données, tracer un graphique montrera s'il s'agit d'une bonne procédure, c.-à-d. si elle
permet d'obtenir un bon ajustement. Si la relation est plus compliquée qu'une simple ligne droite, des relations plus complexes
peuvent être établies (modélisées) en utilisant la régression non linéaire.
No t i o n s d e S t a t i s t i q u e : P r o b l èm e s e t Mé t h o d e s 67
0,26
0,25
0,24
0,23
0,22 pente = -0,00018
0,21 Interception = 0,24
0,20
0,19
0 50             100 150 200 250
DDE ppm poids sec
Figure 2.3: Relation entre l'épaisseur des coquilles d'œufs chez l'autour africain et le taux de résidu de
DDE dans les œufs
L'une des conditions de l'analyse de la régression (comme pour de nombreuses autres analyses simples) est que les
observations soient statistiquement indépendantes les unes des autres. Une attention particulière est nécessaire lorsqu'on
étudie les tendances au cours du temps. Par exemple, si un même échantillon est mesuré chaque semaine, le résultat d'une
semaine dépendra de celui de la semaine précédente. Une simple analyse de la régression avec, mettons, 10 échantillons,
chacun étant mesuré à huit reprises, peut aboutir à des résultats trompeurs.
La corrélation entre deux variables mesure le degré d'association (linéaire) entre elles. Le coefficient de corrélation linéaire r
est compris entre -1 et +1. La valeur 0 indique qu'il n'y a pas de relation linéaire entre les variables; les valeurs +1 et -1
indiquent une parfaite corrélation positive et négative, respectivement. En d'autres termes, toutes les données se situeront
exactement sur une ligne droite. (Une corrélation négative signifie que lorsqu'une variable augmente, par ex. la DDE, l'autre
diminue, par ex. l'épaisseur des coquilles.)
La corrélation non paramétrique
Le coefficient de corrélation ci-dessus (appelé coefficient de Pearson) suppose une relation linéaire et, pour les tests de
signification, suppose une distribution normale à deux variables, c.-à-d. qu'une normalité conjointe des deux variables est
nécessaire. Le coefficient de corrélation de rang de Spearman constitue une alternative non paramétrique qui ne requiert pas
ces conditions. Il peut être calculé en changeant les données en rangs (c.-à-d. 1ère, 2e, 3e plus élevée, etc.) pour chaque
variable et en calculant le coefficient de corrélation de Pearson à partir de ces données. Une méthode de calcul alternative
(lorsque qu'il n'y a pas de liens) est fournie dans la fiche méthodologique. La valeur de la corrélation de rang de Spearman
peut ensuite être testée et confrontée aux tables pour lui attribuer une signification.
CORRÉLATION ENTRE CATÉGORIES
Souvent, dans les études écologiques, les observations portent sur des catégories plutôt que sur des valeurs numériques.
L'objectif d'une analyse est généralement de déterminer s'il existe une corrélation entre deux variables catégorielles.
épaisseur de la coquille d’oeuf (mm)
68 J . S h e r i n g t o n e t I . G r a n t
Dans les exemples qui suivent, on a étudié un certain nombre de perchoirs de lézards. Ils étaient classés selon qu'ils se
situaient à plus ou moins 3 m de hauteur et selon le traitement appliqué au sol de la zone (c.-à-d. pas d'application, deux
applications ou plus de deux applications). Dans cette étude, le traitement du sol couvrait les arbres jusqu'à 3 m de hauteur,
d'où la classification en fonction de la hauteur des perchoirs. Les données sont fournies dans le Tableau 2.3 ci-dessous.
La zone colorée du tableau contient les données de base du tableau de contingence – dans le cas présent, un tableau 3 x 2
(3 rangs x 2 colonnes). Dans un tableau de contingence, il est important que chaque unité ne figure qu'une seule fois. Dans
cet exemple, 428 perchoirs ont été enregistrés et chaque perchoir figure dans l'une des cellules colorées du tableau.
Tableau 2.3 Comparaison de perchoirs de lézards situés à plus ou moins 3 m de hauteur dans
des zones traitées et non traitées
Nombre Nombre total de Nombre de perchoirs Nombre de perchoirs Pourcentage de perchoirs
d'applications du perchoirs de lézards < 3 m ≥ 3 m ≥ 3 m
traitement
Aucune 197 190 7 3,6
Deux 105 99 6 5,7
Plus de deux 126 110 16 12,7
Total 428 399 29 6,8
Le test du χ2 est utilisé pour savoir s'il existe une corrélation entre la hauteur des perchoirs et la fréquence des traitements.
Des explications à ce sujet sont fournies dans la fiche méthodologique. Les calculs reposent sur la comparaison des valeurs
observées avec les valeurs estimées en absence de corrélation. Par exemple, en absence de corrélation, on estimerait à 6,8%
les perchoirs ≥3 m, sans tenir compte des traitements.Ainsi, sans traitement, on estimerait que 6,8% des 197 perchoirs (soit
13,3 perchoirs) se situent à plus de 3 m de hauteur. Ce pourcentage est comparé à la valeur observée qui est de 7. La valeur
du χ2 est donnée par:
Observée - Estimée
Estimée
où les valeurs de toutes les cellules du tableau sont additionnées.Avec les données du Tableau 2.3, la valeur du χ2 est 10,5.
Elle est comparée aux valeurs critiques de la table du χ2. Les degrés de liberté (d.f.) sont donnés par (r-1)x(c-1) où r et c
correspondent au nombre de rangs et de colonnes, respectivement. Dans notre exemple, r = 3 et c = 2, d'où un d.f. = 2. La
valeur correspondante dans les tables (voir page 85) au seuil de signification de 5% est de 5,99. Étant donné que la valeur
calculée (10,5) est supérieure à la valeur tabulaire, les valeurs observées sont significativement différentes des valeurs
estimées; cela prouve que la hauteur des perchoirs est affectée par la fréquence des traitements.
ANALYSE DE LA VARIANCE
C'est la méthode la plus utilisée pour tester les différences significatives entre plusieurs (plus de deux) populations. L'analyse
de la variance détermine la part de la variation due aux différences entre les traitements des populations et la part de la
variation due à la variation aléatoire. Elle peut être utilisée pour des expériences ou des recensements spécialement conçues
pour comparer les effets de ces traitements. Cette méthode ne peut être utilisée qu'avec des variables qui présentent une
distribution normale, portant sur des observations indépendantes et les variances issues des échantillons pour les différents
traitements doivent être égales.
L'analyse de la variance, ou ANOVA, la plus simple porte sur des plans expérimentaux complètement randomisés; cependant,
toute une gamme de plans expérimentaux plus complexes est possible: par exemple, ceux qui utilisent la technique des blocs
ou divers facteurs ou traitements (voir chapitre 1, Exemple concret). L'utilisation de l'ANOVA est mieux illustrée à travers
un autre exemple concret (voir page 71).
No t i o n s d e S t a t i s t i q u e : P r o b l èm e s e t Mé t h o d e s 69
RÉFÉRENCES
MEAD, R., CURNOW R.N. and HASTED,A. (1993) Statistical Methods in Agriculture and Experimental Biology. Second Edition.
London: Chapman and Hall.
NEAVE, H.R. (1981) Elementary Statistical Tables. London: George Allen and Unwin.
PEARSON, E.S and HARTLEY H.O. (1966) Biometrika Tables for Statisticians. Cambridge: Cambridge University
Press.
SPRENT, P. (1989) Applied Nonparametric Statistical Methods. London: Chapman and Hall.
POUR EN SAVOIR PLUS
CAMPBELL, R.C. (1974) Statistics for Biologists. Second edition. Cambridge: Cambridge University Press.
Sites web et livrets
http://www.rdg.ac.uk/ssc/dfid/booklets.html
Une série de livrets sur l’analyse quantitative dans les sciences naturelles, financée par le Department for International
Development (DFID), Royaume-Uni, dont l’auteur est le Département de statistique appliquée de l’Université de Reading,
Royaume-Uni. Des publications papier sont disponibles sur simple demande auprès du département.
http://www.statsoft.com/textbook/stathome.html
Livre statistique électronique donnant beaucoup de détails.
http://www.stat.ufl.edu/vlib/statistics.html
Liste mondiale des départements de statistique.
70 J . S h e r i n g t o n e t I . G r a n t
RÉSUMÉ DES MÉTHODES DE BASE
Analyse souhaitée Paramétrique1 Non-Paramétrique
Comparaison de deux groupes Test t-de Student2 (page 80) Test U de Mann-Whitney2 (page 79)
Comparaison d'échantillons appariés Test t pour échantillons appariés3 Test de Wilcoxon3
Comparaison de plus de deux groupes Analyse de la variance2 (pages 71 à 74) Test de Kruskal-Wallace3
Comparaison de plus de deux groupes (en Analyse de la variance3 Test de Friedman3
blocs)
Expérience avec plan de traitement Analyse de la variance4 (pages 36 à 44) Aucune
factoriel (si possible non équilibré)
Expérience/recensement avec variables Analyse de la covariance3 Aucune
explicatives supplémentaires
Tableau de contingence Modèles linéaires logarithmiques3 Test χ2 (see page 84)2
Relation entre deux variables Régression linéaire2 et corrélation2 (pages Corrélation de rang de Spearman2 (page
81 et 82) 83)
Régression non linéaire3 Test Tau de Kendall3
Relation entre une variable et deux autre Régression multiple3 Aucune
variables au moins
1 Étant donné que la plupart des procédures paramétriques énumérées ici (tests t, analyse de la variance, régression linéaire et multiple et analyse de la
covariance) relèvent toutes de modèles linéaires généraux (GLM), elles fournissent une approche unifiée et puissante pour analyser les données. Cependant,
elles requièrent des conditions qui ne seront peut-être pas toujours remplies.
2 Ces méthodes sont décrites dans le présent chapitre.
3 Voir les références pour une description des autres méthodes.
4 Un exemple d'analyse de la variance à deux critères est fourni dans l'Exemple concret du chapitre 1.
No t i o n s d e S t a t i s t i q u e : P r o b l èm e s e t Mé t h o d e s 71
EXEMPLE CONCRET
ANALYSE DE LA VARIANCE A UN CRITÈRE
Le développement d'une hypothèse sur l'impact probable d'un insecticide organophosphoré utilisé à proximité d'un cours
d'eau a été illustré au chapitre 1, Figure 1.1. L'hypothèse nulle était l'hypothèse selon laquelle l'organophosphoré ne modifiait
pas l'abondance des invertébrés benthiques dans le cours d'eau. Supposons qu'un exercice de suivi ait été conçu, qui consiste
à prélever cinq échantillons quantitatifs (échantillons cylindriques de 0,05 m2) sur quatre sites situés dans le cours de la
rivière Mahaddi. L'un des sites (Site 1) se situe en amont de la source de pollution, un autre immédiatement en aval (par ex.,
la Zone d'Impact dans la Figure 9, chapitre 9) et les deux derniers (Sites 3 et 4) se situent bien plus loin en aval dans la Zone
de récupération. Tous les échantillons ont été prélevés le même jour.
Pulvérisation
Site 1 Site 2 Rivière Mahaddi Site 3 Site 4
Éléments répétés 1 à 5
Les échantillons ont été triés, identifiés et dénombrés, et les résultats ont été présentés sous forme de tableau. Les espèces
sensibles aux organophosphorés ont été identifiées au cours de l'analyse. Elles comprenaient notamment les éphémères
(Ephemeroptera). La densité des dénombrements et des moyennes d'une espèce de la famille des éphémères, dénommée
Baetidae, indique que: (i) l’espèce (Centroptilum sp.a) est distribuée par contagion dans le substrat; et (ii) son abondance
diminue en aval de la source de contamination.
Dénombrements des nymphes de Centroptilum sp.a à partir de cinq échantillons (éléments
répétés) prélevés sur quatre sites d'échantillonnage
Site Description Dénombre- Dénombre- Dénombre- Dénombre- Dénombre- Moyenne Variance
ment 1 ment 2 ment 3 ment 4 ment 5
1 En amont de la 102 93 21 223 69 101,6 5592
pollution
2 En aval de la 10 13 15 25 48 22,2 239
pollution
3 Plus loin en aval 60 33 14 51 15 34,6 431
4 Plus loin en aval 92 14 23 19 88 47,2 1538
Remarque: lorsque les variances sont supérieures aux moyennes, cela indique que la dispersion spatiale est contagieuse.
Récapitulation Statistique
Moyenne 51,4
Médiane 29,0
Variance 2609,0
Centroptilum sp.a a été choisie pour le test statistique, c.-à-d. l'analyse de la variance à un critère (ANOVA), pour accepter ou
rejeter l'hypothèse nulle. L'utilisation de ce test paramétrique suppose que les échantillons sont prélevés dans la même
population à distribution normale; les dénombrements ci-dessus suggèrent d'emblée un groupement (probablement une
distribution par contagion). Cependant, ils doivent être transformés pour obtenir une distribution normale et établir
l'indépendance de la variance par rapport à la moyenne.
72 J . S h e r i n g t o n e t I . G r a n t
Les transformations logarithmiques sont normalement adaptées à des échantillons de petite taille à partir d'une distribution
par contagion. (Étant donné que le log de zéro n'existe pas, les échantillons dont le dénombrement est égal à zéro sont
transformés en utilisant log (x+1), une variante qui doit être appliquée à tous les dénombrements.)
Dénombrements transformés par Log10 des nymphes de Centroptilum sp.a
Site Description Dénombre- Dénombre- Dénombre- Dénombre- Dénombre- Moyenne Variance
ment 1 ment 2 ment 3 ment 4 ment 5
1 En amont de la 2,0086 1,96385 1,3222 2,3483 1,8389 1,890 0,139
pollution
2 En aval de la 1 1,1139 1,1761 1,3979 1,6812 1,274 0,073
pollution
3 Plus loin en aval 1,7785 1,5185 1,1461 1,7076 1,1761 1,465 0,086
4 Plus loin en aval 1,9638 1,1461 1,3617 1,2788 1,9445 1,539 0,150
Remarque: toutes les variances sont supérieures aux moyennes.
Récapitulation Statistique
Moyenne 1,544
Médiane 1,458
Variance 0,148
La relation entre la moyenne et la variance dans les dénombrements non transformés est claire (à droite). Bien qu'il n'y ait
que quatre points, l'indépendance de la moyenne par rapport à la variance est visible dans le graphique des dénombrements
transformés (ci-dessous): la pertinence de la transformation est donc validée. (Des tests non paramétriques peuvent être
appliqués lorsque ces statistiques ne sont pas indépendantes.)
Moyenne et variance transformées Moyenne et variance non transformées
1 10000
0,1 1000
0,01 100
1 10 10 100 1000
Moyenne Moyenne
Les valeurs du tableau des dénombrements transformés peuvent maintenant être entrées dans un programme de statistique
pour effectuer l'analyse de la variance. La forme des données entrées dans les tableaux varie selon les programmes; il n'y a
pas de format standard.
La façon dont les données ci-dessus ont été entrées dans Genstat figure ci-après. Seules les données relatives aux sites et aux
dénombrements transformés ont été utilisées pour l'ANOVA. La variable y représente les dénombrements transformés de
Centroptilum sp.a et les traitements représentent les Sites.
Variance
Variance
No t i o n s d e S t a t i s t i q u e : P r o b l èm e s e t Mé t h o d e s 73
L'analyse de la variance peut être calculée manuellement, mais cela demande beaucoup de temps et c'est particulièrement
décourageant lorsque les données sont nombreuses. La plupart des gens utilisent des logiciels spécialisés.
ANOVA manuelle
Site Dénombrements Nombre de Total Moyenne
1,2,3,4,5,etc. dénombrements
1 n1 T1 x1
2 n2 T2 x2
3 n3 T3 x3
4 n4 T4 x4
Total n =∑n i ∑T1=∑x x=∑x
N
Somme des carrés totale: moyenne globale Saisie de données dans le programme 
informatique
Site     Dénombrement   Transformé
Sommes des carrés entre les échantillons
Somme des carrés: variation résiduelle
Carré moyen:
entre les échantillons      résiduel test F (v.r.)
i = nombre de sites (4)
n = nombre de dénombrements (5)
N = nombre total de dénombrements (20)
Analyse de la variance à un critère, sans blocs
Source de variation d.f. Somme des carrés Carré moyen v.r. prob. F
Entre les sites 3 1,0201 0,3400 3,04 0,05
Entre les échantillons (résiduelle) 16 1,7898 0,1119
Total 19 2,8098
d.f.= degrés de liberté; v.r.= rapport des variances; prob. F = probabilité de la statistique F.
74 J . S h e r i n g t o n e t I . G r a n t
L'ANOVA des observations des dénombrements de Centroptilum sur les sites de la rivière est présentée ci-dessous. Les
estimations de la variance (le carré moyen) sont testées en utilisant le test du rapport de la variance (test F) pour établir si
les échantillons aléatoires de Centroptilum à chaque site sont issus des mêmes populations à distribution normale (mêmes
moyennes et variance). Si les variances sont significativement différentes, alors la probabilité F montrera que ce n'est pas le
cas et on pourra en conclure que la pollution de l'eau par l'insecticide en est probablement la cause. La colonne prob. F
fournit la probabilité du v.r. calculé (3,04) d'être dû au hasard. Dans ce cas, la probabilité P est égale à 0,05, ce qui signifie qu'il
y a une chance sur 20, soit 5% de chances, que la différence de moyennes au sein de la population soit due au hasard.Ainsi, il
y a une différence statistiquement significative de l'abondance de Centroptilum sp.a entre les sites d'échantillonnage.
L'hypothèse nulle, selon laquelle l'insecticide organophosphoré dans l'eau n'affecte par l'abondance des éphémères, est
rejetée. Des seuils de signification plus élevés tels que P<0,01 ou P<0,001 augmenteraient les chances à 1 sur 100 et à 1 sur
1000, respectivement, et renforceraient la conclusion selon laquelle les organophosphorés ont un impact. (À ce stade, on a
accepté le fait qu'il n'y a aucune autre source de pollution le long de cette étendue de rivière.)
Dans l'ANOVA manuelle, on regarde la valeur tabulée de F à différents seuils de probabilité (P) dans une table (par ex.,
Pearson et Hartley, 1966). Les degrés de liberté (v1) entre les sites sont de 3, et ceux (v2) entre les échantillons sont de 16.
Le chiffre tabulaire est comparé avec la valeur calculée (v.r.). Si le chiffre tabulé est inférieur au chiffre calculé, l'hypothèse
nulle est rejetée au seuil de signification tabulée.
Les conclusions à tirer de ce suivi et des séries ultérieures (étant donné qu'on s'intéresse à la durée de l'impact dans le
temps) font appel à des analyses statistiques permettant de rendre compte, avec certitude:
• des effets observés;
• de la vitesse de récupération;
• de la signification biologique globale de l'utilisation de l'insecticide.
Ces informations et ces données aideront à faire des hypothèses sur le fait que l'impact (ou les impacts) observé est
acceptable ou non.
No t i o n s d e S t a t i s t i q u e : P r o b l èm e s e t Mé t h o d e s 75
FICHE DE TRAVAIL POUR DES STATISTIQUES UTILES
Échantillonnage aléatoire
Ces méthodes se basent sur l'utilisation de tables de nombres aléatoires. Des méthodes identiques
sont utilisées si les nombres aléatoires sont générés par une calculatrice ou par un ordinateur.
L'exemple utilise la table ci-contre et commence en haut à gauche de la table des nombres aléatoires.
Dans la pratique, un point de départ doit être sélectionné au hasard.
Pour sélectionner des coordonnées aléatoires dans une zone, on peut choisir des paires de nombres
aléatoires.
Différentes méthodes Exemple
1. Pour sélectionner un échantillon dans une population Pour sélectionner un échantillon de 10 unités dans une
comptant jusqu'à 100 unités, il suffit de choisir des population de 65 unités, choisir des paires de chiffres en
paires de chiffres (avec 00=100), en laissant de côté les laissant de côté les nombres > 66.
nombres trop grands. Pour sélectionner un
échantillon dans une population comptant jusqu'à La séquence est 3 2 1 6 6 4 3 5 6 9 0 3 1 5 2 2 8 1 6 5 6 8
1000 unités, choisir des triplets de chiffres à affecter à 1 7 7 8 9 0 6 0 9 4 ...
l'échantillon.
Les unités échantillonnées sont 32, 16, 64, 35, (laisser de
côté 69), 3, 15, 22,(laisser de côté 81), 65, (laisser de côté
68), 17, 60.
2. Pour éviter de "gaspiller" trop de chiffres, la méthode Pour sélectionner un échantillon dans une population de
au point 1 ci-dessus peut être modifiée. 175 unités, le nombre arrondi maximum, à savoir 200 (ou
400, 600, 800), peut être soustrait des triplets supérieurs à
Si la taille de la population est inférieure à 200 unités, 200.
on peut soustraire 200 et choisir un nombre entre 1
et 200 (au lieu de le choisir entre 201 et 400). De Les triplets en séquence sont 321 664 356 903 152 281 656
même pour les choix entre 401 et 600, ou entre 601 817 789 060 944…
et 800, ou encore entre 801 et 1000.
Les unités échantillonnées sont 121 64 156 103 152 81 56
Si la taille de la population est inférieure à 300 unités, 17 (laisser de côté 789 et 189) 60 144...
on peut soustraire 300 ou 600 et choisir un nombre
entre 1 et 300 (au lieu de le choisir entre 301 et 600
ou entre 601 et 900). Les choix entre 901 et 1000
sont laissés de côté.
Conseil: Copiez les méthodes de l’ “Échantillonnage aléatoire” et de l’“Allocation aléatoire des traitements” à droite du livre si vous
utilisez une table des nombres aléatoires sur le terrain.
76 J . S h e r i n g t o n e t I . G r a n t
Table des nombres aléatoires
(les deux premier rangs correspondent à l'exemple de la page suivante)
No t i o n s d e S t a t i s t i q u e : P r o b l èm e s e t Mé t h o d e s 77
Allocation aléatoire des traitements
Les deux premières méthodes ci-dessous se basent sur l'utilisation de tables de nombres aléatoires.
Des méthodes identiques sont utilisées si les nombres aléatoires sont générés par une calculatrice ou
par un ordinateur. Les exemples commencent en haut à gauche des tables de nombres aléatoires dans
les méthodes d'"Échantillonnage aléatoire".
Dans la pratique, un point de départ doit être sélectionné au hasard.
Méthodes différentes Exemple
1. Pour une allocation aléatoire de huit traitements, on La séquence est 3 2 1 6 6 4 3 5 6 9 0 3 1 5 2 2 8;1
choisit un chiffre aléatoire à la fois, en laissant de côté L'allocation est 3 2 1 6 - 4 - 5 - - - - - - - - 8 7;1
0 et 9, ainsi que toutes les répétitions.
(Le signe - indique que le chiffre est laissé de côté car il
correspond à la répétition d'un traitement déjà choisi ou à
0 ou 9. Le 7 en fin de série peut être choisi étant donné que
c'est le dernier traitement restant.)
2. Pour une allocation aléatoire de trois traitements, la La séquence est 3 2 1 6; 6 4 3; 5 6 9; 0 3 1 5
méthode au point 1 ci-dessus peut être modifiée pour L'allocation est 1- - 2 3; 2 - 1 3; 2 - 3 1; - 1 - 2 3;
éviter de "gaspiller" trop de chiffres. Les chiffres 1, 2 et
3 donnent le traitement 1; les chiffres 4, 5 et 6, le (Le signe - indique que le chiffre est laissé de côté car il
traitement 2; les chiffres 7, 8 et 9, le traitement 3. Le correspond à la répétition d'un traitement déjà choisi ou à
chiffre 0 est laissé de côté. Remarquez qu'un même 0. Le dernier traitement de chaque groupe peut être choisi
nombre de chiffres doit être alloué à chaque sans utiliser les nombres aléatoires étant donné que c'est le
traitement. dernier traitement restant.)
3. Cette méthode alloue n traitements en utilisant une Pour allouer cinq traitements, on a généré les cinq nombres
feuille de calcul sur un ordinateur (ou une calculatrice). aléatoires suivants:
Générez n nombres aléatoires dans la colonne 1,
l'autre colonne comportant les nombres de 1 à n.Triez .321.166 .435 .690 .315
les deux colonnes et les nombres de 1 à n se 1 2 3 4 5
retrouveront dans un ordre aléatoire.
Le tri donne:
.166 .315 .321 .435 .690
2 5 1 3 4,
le dernier rang correspondant à l'ordre d'allocation des
traitements aux unités.
78 J . S h e r i n g t o n e t I . G r a n t
Calcul de l'écart-type (SD)
L'écart-type est une mesure de la variation aléatoire. De nombreuses calculatrices scientifiques
effectueront ce calcul statistique sans passer par les étapes décrites ci-dessous. (Le bouton
correspondant sur la calculatrice est souvent affecté du symbole s ou s or s(n–1) or SD(n–1).)
Les données représentent le nombre de larves de lépidoptères échantillonnés (sur neuf sites).
Site Nombre de larves Site Nombre de larves
A 13 F 68
B 13 G 86
C 10 H 6
D 9 I 44
E 45
La formule de l'écart-type est:
moyenne
où x est une valeur des données, n le nombre d'unités et ∑ le signe de sommation (addition). Une formule alternative,
peut-être plus facile à calculer est:
Le calcul de SD utilisant la seconde formule est présenté ci-dessous.
é
Calculer
Calculer
Calculer
Calculer la variance
Calculer
No t i o n s d e S t a t i s t i q u e : P r o b l èm e s e t Mé t h o d e s 79
Test U de Mann-Whitney pour comparer deux
échantillons
Les données suivantes représentent le nombre de larves de lépidoptères sur neuf sites non traités et
sept sites traités. Ces données ne remplissent pas les conditions nécessaires pour utiliser un test
statistique paramétrique standard; la variance des échantillons pour les deux traitements, par exemple,
est différente.
Traités 10 2 10 1 0 4 7
Non traités 13 13 10 9 45 68 86 6 44
é
Trier toutes les données,
en marquant (soulignant)
celles provenant des sites traités.
Affecter des rangs aux
données (par ex. 1ère, 2e, 3e, etc.)
Additionner les rangs soulignés ( = S)
Calculer
où n1 est la taille de l’échantillon
pour l’échantillon souligné (traité)
Déterminer U en tant que la valeur la et
plus petite de U1 et (n1 x n2) - U1 (où  n2
est la taille de l’échantillon pour 
l’échantillon non souligné). donc
Comparer la valeur avec les tables Les valeurs tabulées pour n1 = 7 et n2 = 9 sont de 12
(voir page 86) (niveau de signification de 5%). La valeur calculée, 
U = 6 est inférieure à ce chiffre, ce qui indique une
différence significative entre les deux groupes (P<0,05).
Interpréter les résultats Il existe une différence significative entre
l’abondance de larves de lépidoptères dans
les sites traités et non traités, un moins grand
nombre étant capturé dans les sites traités.
80 J . S h e r i n g t o n e t I . G r a n t
Test t de Student pour comparer deux échantillons
Les données de cet exemple sont les mêmes que celles utilisées pour le test U de Mann-Whitney, sauf
qu'elles ont été transformées en utilisant le log e (1 + nombre de larves) afin d'obtenir les mêmes
écarts-types pour les deux groupes et des distributions symétriques. Par exemple, un dénombrement
de 10 larves devient loge (1 + 10) = loge (11) = 2,40
Traités 10 2 10 1 0 4 7
Dénombrements
Non traités 13 13 10 9 45 68 86 6 44
Traités 2.40 1.10 2.40 0.69 0.00 1.61 2.08
Dénombrements
transformés Non traités 2.64 2.64 2.40 2.30 3.83 4.23 4.47 1.95 3.81
Méthode Exemple
Calculer les moyennes (m et m ) et 
1 2
les écarts- types (SD et SD ) pour
1 2
chaque groupe.
Calculer l’écart-type moyen.
Calculer la différence entre les é
deux moyennes (m – m ).
1 2
Calculer l’erreur type pour la 
différence
Calculer                      et (en ignorant (en ignorant le signe moins)
tout signe moins) comparer avec la Cette valeur est plus grande que la valeur 
valeur tabulée, t0,05 pour n + n - 2) d.f. tabulée pour 14 d.f. (t0,05 = 2,14; t0,01 = 2,98) 
1 2
(voir page 85) par conséquent, la différence est significative du
point de vue statistique (P<0,01).
Interpréter les résultats à l’aide Un intervalle de confiance de 95% pour la ‘vraie’
d’un intervalle de confiance différence est -1,67 ± (2,14 x 0,468), c’est ± dire
(différence ± t0,05  x SED) -2,67 ± -0,67. Par conséquent le nombre de larves 
dans les sites traités est inférieur d’environ 
1,67± 1,00* (sur une échelle logarithmique) au 
nombre de larves dans les sites non traités.
*L'interprétation de ce chiffre lorsque les données sont de nouveau transformées pour retrouver l'échelle d'origine est difficile. Mais les
moyennes 1,47 et 3,14 peuvent être de nouveau transformées pour donner 3,3 et 22,1 larves, respectivement. Les intervalles de confiance
peuvent aussi être "de nouveau transformés".
No t i o n s d e S t a t i s t i q u e : P r o b l èm e s e t Mé t h o d e s 81
Corrélation et régression linéaire
Le coefficient de corrélation r mesure l'association linéaire entre deux variables. De nombreuses
calculatrices scientifiques effectueront ce calcul statistique sans passer par les étapes décrites
ci-dessous. La régression linéaire estime la "meilleure" ligne droite (Y = a + b.X) correspondant à la
relation.
Les données sont issues d'une étude sur la relation entre le taux de DDE présent dans les œufs d'oiseaux et l'épaisseur de
leurs coquilles.
Taux de résidu de 0 10 20 33 40 65 69 70 83 90 91 140 151 175 190 240
DDE (X) (ppm en
poids sec)
Épaisseur des .25 .225 0,23 0,238 0,241 0,223 0,227 0,23 0,225 0,23 0,233 0,208 0,2 0,218 0,21 0,195
coquilles (mm) (Y)
Il existe des programmes informatiques et des calculatrices qui permettent d'éviter le recours au calcul manuel. Les
colonnes contenant des statistiques de base ci-dessous ont été générées par MS Excel.
Méthode des moindres carrés
1. Tracer un graphique à l'aide des données pour vérifier si l'hypothèse d'une ligne droite est raisonnable.
2. Calculer les moyennes de X et de Y; les écarts par rapport à la moyenne
x = X - X y= Y- Y
et les carrés et produits croisés des écarts (x2, y2 and xy).
DDE mm Écart par rapport à la Carré des écarts Produit des
moyenne écarts
X Y x y x2 y2 xy
0 0,250 -91,6875 0,0260625 8406,597656 0,000679254 -2,389605469
10 0,225 -81,6875 0,0010625 6672,847656 1,12891E-06 -0,086792969
20 0,230 -71,6875 0,0060625 5139,097656 3,67539E-05 -0,434605469
33 0,238 -58,6875 0,0140625 3444,222656 0,000197754 -0,825292969
40 0,241 -51,6875 0,0170625 2671,597656 0,000291129 -0,881917969
65 0,223 -26,6875 -0,0009375 712,2226563 8,78906E-07 0,025019531
69 0,227 -22,6875 0,0030625 514,7226563 9,37891E-06 -0,069480469
70 0,230 -21,6875 0,0060625 470,3476563 3,67539E-05 -0,131480469
83 0,225 -8,6875 0,0010625 75,47265625 1,12891E-06 -0,009230469
90 0,230 -1,6875 0,0060625 2,84765625 3,67539E-05 -0,010230469
91 0,233 -0,6875 0,0090625 0,47265625 8,21289E-05 -0,006230469
140 0,208 48,3125 -0,0159375 2334,097656 0,000254004 -0,769980469
151 0,200 59,3125 -0,0239375 3517,972656 0,000573004 -1,419792969
175 0,218 83,3125 -0,0059375 6940,972656 3,52539E-05 -0,494667969
190 0,210 98,3125 -0,0139375 9665,347656 0,000194254 -1,370230469
240 0,195 148,3125 -0,0289375 21996,59766 0,000837379 -4,291792969
Somme 1467 3,583 72565,4375 0,003266938 -13,1663125
Moyenne 91,6875 0,224
Racine 269,379732 0,057157677
carrée
82 J . S h e r i n g t o n e t I . G r a n t
3. Calculer b (la pente)
,
,
,
4. Calculer a (l'ordonnée à l'origine) d'après Y = a + b.X ,
, ,
(Voir Figure 2.3.)
5. Calculer le coefficient de corrélation linéaire simple r en utilisant la formule
{r = (13,1663125/269,379732 * 0,057157677) = -0,855}
La valeur -0,86 de r étant proche de -1, les résidus de DDE dans les œufs et l'épaisseur des coquilles
d'œufs chez l'autour africain sont solidement et négativement corrélés - plus le taux de résidu est élevé,
plus l'épaisseur des coquilles diminue.
No t i o n s d e S t a t i s t i q u e : P r o b l èm e s e t Mé t h o d e s 83
Corrélation de rang de Spearman
Le coefficient de rang de Spearman ne requiert pas la condition de normalité, qui est nécessaire pour
la validité des tests de signification dans le calcul du coefficient de corrélation paramétrique de
Pearson. La méthode fournie ci-dessous pour calculer le coefficient de corrélation de rang de
Spearman utilise certaines données sur le taux de résidu de DDE et sur l'épaisseur des coquilles d'œufs
de l'autour africain précédemment utilisées (voir la fiche de travail Corrélation et régression linéaire
et page 81).
Données: corrélation entre le taux de résidu de DDE dans les œufs et l'épaisseur des coquilles d'œufs chez l'autour africain.
DDE (X) (ppm)
dans les œufs 0 20 40 70 90 140 190
Épaisseur des 0,250 0,230 0,241 0,230 0,230 0,208 0,210
coquilles d'œufs (Y)
(mm)
Méthode Exemple
Affecter un rang séparément aux 
variables X et Y. Rang Rang
Pour chaque unité, calculer la différence 
entre les deux rangs (d) et élever ces 
différences au carré (d2).
Somme
Calculer la somme de
d2 , T= Ed2
Calculer la corrélation de Spearman
T
n3-n
Comparer avec les valeurs du pour
coefficient de corrélation dans les pour
tables et interpréter les résultats. (Nombre de paires = 7)
Significatif à un niveau de 5%
84 J . S h e r i n g t o n e t I . G r a n t
Test du χ2 pour les tableaux de contingence
Les données de cet exemple sont issues d'une étude sur l'effet d'un traitement du sol (jusqu'à 3 m de
hauteur) sur la hauteur des perchoirs de lézards (voir Tableau 2.3). 
Nombre Nombre total Nombre de Nombre de Pourcentage de
d'applications de perchoirs de perchoirs < 3 m perchoirs ≥ 3 m perchoirs ≥ 3 m
du traitement lézards
Aucune 197 190 7 3,6
Deux 105 99 6 5,7
Plus de deux 126 110 16 12,7
Total 428 399 29 6.8
Les principales données sont contenues dans un tableau de contingence 3 x 2 correspondant à trois fréquences
de traitement et à deux hauteurs, ce qui donne six "cellules" avec les valeurs observées dans la zone colorée du
tableau.
2
(Observé - Estimé)
χ2
La formule pour un test du χ2 est: =∑  
                   Estimé
où les valeurs estimées sont calculées en supposant que le nombre d'applications du traitement n'a pas d'effet,
et les valeurs des six cellules sont additionnées.
Méthode      Exemple
Calculer la valeur probable pour chaque Valeur probable, c'est-à-dire Pas de traitement, ≥3 m
cellule suivant la formule suivante: = 197 x 29/428 = 13,3 (= 6,8% de 197)
Estimé Les valeurs pour les 6 cellules sont 183,7 13,3
=  total de la rangée x total de la colonne  97,9 7,1
                        total global  117,5 8,5
Calculer (Observé - Estimé) pour Les valeurs pour les 6 cellules sont  6,3 -6,3
chaque cellule.  1,1 -1,1
 -7,5 7,5
Calculer    = 6,32/183,7 + (-6,3)2/13,3 + 1,12/97,9 +
Observé - Estimé (-1,1)2/7,1 + (-7,5)2/117,5 + 7,52/8,5
Estimé = 10,5
Comparer      avec la valeur des tables La valeur de la table pour 2 d.f. (= (3-1) x (2-1))
(voir page 85) (avec (r - 1) x (c-1) degrés au niveau de probabilité de 5% est    0,05= 5,99 ;    0,01= 9,21
de liberté, où r et c sont le nombre de La valeur calculée de 10,5 est plus élevée que ces valeurs, par 
rangées et de colonnes, respectivement.) conséquent, l'association entre la hauteur des perchoirs et le 
nombre de traitements est significatif du point de vue 
statistique (P<0,01).
Interpréter les résultats. La proportion de perchoirs de lézards au-dessus de 3 m 
s'accroît avec un nombre accru de traitements.
No t i o n s  d e  S t a t i s t i q u e : P r o b l èm e s  e t  M é t h o d e s 85
ANNEXE DES TABLES STATISTIQUES
Test t de Student et test du χ2 Coefficients de corrélation de Pearson et de Spearman
Degrés Test t de Student Test du χ2 Nombre
de de paires Pearson  (normale) Spearman (rangs)
liberté P = 0.05 P = 0.01 P = 0.05 P = 0.01 P = 0.05 P = 0.01 P = 0.05 P = 0.01
1 12.71 63.66 3.84 6.63 1 - - - -
2 4.30 9.92 5.99 9.21 2 - - - -
3 3.18 5.84 7.81 11.34 3 0.997 1.000 - -
4 2.78 4.60 9.49 13.28 4 0.950 0.990 - -
5 2.57 4.03 11.07 15.09 5 0.878 0.959 1.000 -
6 2.45 3.71 12.59 16.81 6 0.811 0.917 0.886 1.000
7 2.36 3.50 14.07 18.48 7 0.756 0.875 0.786 0.929
8 2.31 3.36 15.51 20.09 8 0.707 0.834 0.738 0.881
9 2.26 3.25 16.92 21.67 9 0.666 0.798 0.700 0.833
10 2.23 3.17 18.31 23.21 10 0.632 0.765 0.649 0.794
11 2.20 3.11 19.68 24.73 11 0.602 0.735 0.618 0.755
12 2.18 3.05 21.03 26.22 12 0.576 0.708 0.587 0.727
13 2.16 3.01 22.36 27.69 13 0.553 0.684 0.560 0.703
14 2.14 2.98 23.68 29.14 14 0.532 0.661 0.539 0.679
15 2.13 2.95 25.00 30.58 15 0.514 0.641 0.521 0.654
16 2.12 2.92 26.30 32.00 16 0.497 0.623 0.503 0.635
17 2.11 2.90 27.59 33.41 17 0.482 0.606 0.488 0.618
18 2.10 2.88 28.87 34.81 18 0.468 0.590 0.472 0.600
19 2.09 2.86 30.14 36.19 19 0.456 0.575 0.460 0.584
20 2.09 2.85 31.41 37.57 20 0.444 0.561 0.447 0.570
25 2.06 2.79 37.65 44.31 25 0.396 0.505 0.398 0.511
30 2.04 2.75 43.77 50.89 30 0.361 0.463 0.362 0.467
35 2.03 2.72 49.80 57.34 35 0.334 0.430 0.335 0.433
40 2.02 2.70 55.76 63.69 40 0.312 0.403 0.313 0.405
45 2.01 2.69 61.66 69.96 45 0.294 0.380 0.295 0.382
50 2.01 2.68 67.50 76.15 50 0.279 0.361 0.279 0.363
60 2.00 2.66 79.08 88.38 60 0.254 0.330 0.255 0.331
70 1.99 2.65 90.53 100.43 70 0.235 0.306 0.234 0.307
80 1.99 2.64 101.88 112.33 80 0.220 0.286 0.220 0.287
90 1.99 2.63 113.15 124.12 90 0.207 0.270 0.207 0.271
100 1.98 2.63 124.34 135.81 100 0.197 0.257 0.197 0.257
86 J . S h e r i n g t o n  e t  I . G r a n t
Test U de Mann-Whitney: valeurs seuils de U pour un test bilatéral avec P = 0,05
No t i o n s  d e  S t a t i s t i q u e : P r o b l èm e s  e t  M é t h o d e s 87
Plus de nombres aléatoires 
PRÉCAUTIONS D'UTILISATION ET DE
MANIPULATION DES PESTICIDES ET DES 3
RÉACTIFS CHIMIQUES
John R. Cox1
Natural Resources Institute, University of Greenwich at Medway, Central Avenue,
Chatham Maritime, Kent ME4 4TB, Royaume-Uni.
INTRODUCTION
Les chapitres de ce manuel traitent des techniques utilisées pour évaluer l'impact des pesticides sur la faune sauvage et les
autres composantes de l'environnement, et ils mentionnent l'utilisation de diverses substances chimiques pour nettoyer le
matériel d'échantillonnage ou pour conserver les échantillons recueillis. Il faut garder à l'esprit que la plupart de ces pesticides
et un grand nombre de ces substances chimiques sont des produits dangereux qui doivent être traités comme tels. Ce chapitre
fournit des conseils élémentaires sur les propriétés d'une liste de substances chimiques (Tableau 3.1) sur les procédures à
respecter pour une utilisation sûre, et aussi sur la manipulation soit des pesticides eux-mêmes soit des matériaux contaminés.
Certains de ces réactifs sont utilisés seuls ou en mélange pour préparer des réactifs portant un nom, par ex. le liquide de
Gilson. Lorsqu’on manipule ces substances chimiques (ou d'autres produits), il faut toujours porter une blouse de laboratoire,
une combinaison ou d'autres vêtements de protection et ne pas manger, fumer ni boire pendant l’opération.
Tableau 3.1 Produits chimiques autres que les pesticides dont l'emploi est suggéré dans ce
manuel
Solvants Acides Réactifs généraux
Éthanol Nitrique Chlorure de mercure
Acétone Acétique Formol (solution de formaldéhyde)
Xylène Picrique Lactophénol
Méthanol Glycérol
Gel de silice
Liquide de Gilson
SOLVANTS
• L'éthanol, le méthanol, l'acétone et le xylène sont tous des produits inflammables et doivent être tenus éloignés de flammes
nues ou d'autres sources d'ignition à la vapeur.Ne fumez pas lorsque vous manipulez ces produits.
• Les vapeurs émanant de ces solvants peuvent être nocives et ne doivent pas être inhalées. Les opérations dans lesquelles
interviennent des solvants doivent se dérouler dans des zones bien aérées ou à l'extérieur. Il est à noter que l'utilisation
du xylène requiert des précautions particulières car c'est une substance potentiellement cancérigène.
• Il faut éviter de renverser ces produits sur la peau et porter des gants résistants aux solvants (en caoutchouc nitrile)
lorsqu'on les manipule. Le xylène est particulièrement nocif quand il est absorbé par la peau et toutes les zones touchées
doivent être immédiatement lavées à fond au savon et à l'eau.
• Si des émanations de solvants atteignent les yeux, ou si les yeux reçoivent des éclaboussures de solvants, rincez bien avec
de l'eau. En cas d'éclaboussure, consultez un médecin.
1Adresse: 42 Boughton Lane, Maidstone, Kent ME15 9QP, R-U. john_coxuk@btopenworld.com
90 J . C ox
AVERTISSEMENT
L'éthanol et le méthanol ont des propriétés toxiques notoires et, sous leur forme concentrée, ils peuvent être
particulièrement nocifs. Conservez l'éthanol et le méthanol sous clé pour empêcher tout mésusage.
LESACIDES
• L’acide acétique et l’acide nitrique sont des liquides: l'acide acétique glacial en principe est pur à plus de 99 %; l'acide nitrique
concentré l’est en principe à 68-72%.
• Tous deux sont des substances corrosives qui peuvent provoquer des brûlures sur la peau; utilisez toujours des gants
résistants à l'acide (caoutchouc nitrile) lorsque vous manipulez ces produits. Les yeux sont particulièrement vulnérables
s'ils reçoivent des éclaboussures; il faut porter des lunettes de protection dans la mesure du possible.
• L'acide picrique est un solide, qui doit être conservé humide en toutes circonstances; sec, il peut devenir
explosif.
• La solution d'acide picrique est également corrosive et nocive pour les yeux, et elle passe à travers la peau qui l'absorbe.
Portez toujours des gants de caoutchouc nitrile lorsque vous manipulez cette substance et portez aussi des lunettes de
protection ou des lunettes à coques.
• Quels que soient les acides, la peau atteinte doit être immédiatement rincée à fond à l'eau. Les vêtements touchés doivent
être ôtés et trempés dans l'eau.
• Les émanations d'acide acétique et d’acide nitrique sont irritantes et si le système respiratoire y est exposé, il peut en
résulter des lésions; n'utilisez ces produits que dans une zone bien aérée ou à l'extérieur.
• En cas d'ingestion par inadvertance, boire de l'eau en abondance et consulter un médecin immédiatement.
• L'acide renversé sur les plans de travail doit être soigneusement traité à grande eau; son mélange à du sable ou de la terre
peut également aider à le contenir. Lorsque de grandes quantités d'acide sont renversées, on peut les neutraliser en y
ajoutant du carbonate de sodium en poudre solide.
• Lors des préparations de solutions d'acide dilué, ajoutez toujours l'acide à l'eau, jamais l'eau à l'acide.
LES RÉACTIFS GÉNÉRAUX
La solution de formaldéhyde
• La solution de formaldéhyde (formol) contient généralement 37 à 41% de formaldéhyde et 11-14% de méthanol. C'est une
solution inflammable dont la vapeur est irritante pour les yeux et le système respiratoire.Tout produit renversé sur la peau
doit être traité à l'eau courante; si les yeux sont atteints par des émanations, il faut les rincer à l'eau. La solution de
formaldéhyde doit être utilisée dans une zone bien aérée. Attention à ne pas inhaler de vapeurs directement. Elle est
également cancérigène et par conséquent, il faut prendre toutes les précautions possibles lorsqu'on l'utilise.
• En cas d'ingestion de cette solution, il faut boire de grandes quantités d'eau et consulter un médecin.
• C'est une solution irritante pour la peau, sur laquelle elle a un effet durcissant. Il faut donc porter des gants résistants aux
solvants (caoutchouc nitrile) lorsqu'on en manipule.
Le liquide de Gilson
Le liquide de Gilson est composé de 100 ml d'éthanol à 80%, de 880 ml d'eau distillée, de 15 ml d’acide nitrique à 80%, de 18
ml d'acide acétique glacial et de 20 g de chlorure de mercure. Il faut faire attention lorsque l'on prépare ce réactif, car il est
corrosif, toxique et irritant; les propriétés de chacune des substances chimiques qui entrent dans sa préparation sont abordées
dans une autre partie de ce chapitre.
P r é c a u t i o n s d ' u t i l i s a t i o n e t d e m a n i p u l a t i o n d e s p e s t i c i d e s e t d e s r é a c t i f s c h i m i q u e s 91
Le chlorure de mercure
• Les sels demercure sont un poison et doivent être traités avec la plus grande précaution. Il faut éviter la contamination
de la peau et des yeux, et les endroits atteints doivent être immédiatement rincés à l'eau courante. On veillera à éviter de
respirer la fine poussière qui se dégage du produit sec.
• En cas d'ingestion de solution de sel de mercure, il faut boire de grandes quantités d'eau et consulter un médecin de toute
urgence.
• Dans la mesure du possible, on s'abstiendra de se débarrasser des déchets solides du produit sur le terrain, par exemple
en les enfouissant; l'élimination des déchets de mercure et de sels de mercure doit toujours être confiée à des entreprises
agréées.
Le gel de silice
• Le gel de silice est d'une manipulation relativement sûre mais pas avec des mains mouillées; il faut toujours éviter aussi d'en
inhaler de la poussière. Le port d'un masque facial est recommandé.
Le glycérol
• Le glycérol est un composé relativement inoffensif mais comme pour toutes les substances chimiques, on veillera à éviter
le contact avec la peau ou l'ingestion de cette substance.
Le lactophénol
• Le lactophénol est un composé toxique qui doit être manipulé avec d'infinies précautions. Utilisez-le dans une zone bien
aérée et portez des gants jetables lorsque vous manipulez ce produit.
LESVÊTEMENTS DE PROTECTION
Généralités
Dans l'introduction de ce chapitre, nous avons insisté sur le fait que lors de la manipulation des substances chimiques figurant
dans la liste, le port d'une blouse de laboratoire, d'une combinaison ou d'autres vêtements de protection était de rigueur. Des
gants résistants aux solvants et à l'acide (des gants de caoutchouc nitrile peuvent servir pour les deux types de produits) sont
également recommandés pour la manipulation de ces substances.On utilise parfois des masques faciaux mais il faut se souvenir
que la plupart ne sont guère que des masques antipoussières ou antiparticules (Figure 3.1); ils n'ont pas grand effet pour
empêcher l'inhalation de solvants ou de vapeurs d'acide. Pour assurer une protection contre les solvants ou les émanations des
pesticides, il faut porter des masques filtrants spéciaux ou des masques à gaz (Figure 3.2);
Figure 3.1: Masque facial
92 J . C ox
Figure 3.2: Masque à gaz
Mais les normes ou les références des modèles de masque diffèrent selon les fabricants et il n'est pas facile de donner des
recommandations spécifiques. La plupart des fournisseurs ont des catalogues détaillés avec des listes de masques bien
particuliers destinés à des usages précis, où l'on trouvera les renseignements nécessaires. En l'absence de catalogues, ces
entreprises devraient normalement fournir les informations recherchées par téléphone/fax.
Les pesticides
Au cours d'exercices de suivi écotoxicologue, il se peut qu'il faille procéder à un échantillonnage dans des zones qui viennent
juste d'être traitées ou sur lesquelles une pulvérisation est en cours; dans ce cas, il faudra décider du moment où on pourra à
nouveau pénétrer dans la zone. Il s'agira de l'intervalle de temps qui devrait s'écouler entre l'application et la pénétration dans
la zone traitée et le laps de temps pendant lequel le plus gros des dépôts de pesticide sur la culture est absorbé, ou bien n'est
plus retenu à la surface des végétaux. Le moment d’accès autorisé ne doit pas être confondu avec l'intervalle de récolte, période
entre le moment de l'application du traitement et celui auquel la plante qui a été cultivée peut être manipulée et consommée
en toute sécurité.Ces périodes d’accès autorisé peuvent être spécifiées par le fabricant du produit, mais dans la
plupart des cas, elles vont de 1 à 3 jours.
En pratique, la durée de cette période dépend de nombreux paramètres, comme la nature et la toxicité du produit, son taux
d'application, les conditions météorologiques et la nature de la culture traitée. S'il est nécessaire de pénétrer dans une zone
traitée avant la fin de la date limite définie par la période d’accès autorisé, il faut alors porter des vêtements de protection
appropriés. Leur type dépendra de la toxicité et du mode d'action du pesticide appliqué. Dans certains cas, une combinaison
et des gants pourront suffire, et dans d'autres cas, une protection pour la tête, le visage et les voies respiratoires pourra être
essentielle. Les informations sur l'étiquette des produits indiquent généralement le niveau de protection requis. Dans les pays
tropicaux, le port de ces vêtements peut être déplaisant en raison de la chaleur. L'emploi de tenues en coton fabriquées selon
le modèle du GIFAP (aujourd'hui CropLife International) est recommandé, sauf lorsque ces vêtements risquent de devenir
particulièrement mouillés (dans ce cas, le produit de traitement passera à travers et trempera la peau) et il faudra alors porter
des tenues du type Tyvek® (figure 3.3). Lorsque l'on porte des vêtements de protection, il faut aussi mettre des
bottes en caoutchouc avec les pantalons recouvrant les bottes, et non l'inverse, comme on le voit parfois.
N.B.: dans le doute, et si l'on n'a pas facilement accès aux conseils d'un professionnel, il faut toujours faire preuve de prudence
et porter plutôt davantage de vêtements de protection que trop peu.
P r é c a u t i o n s d ' u t i l i s a t i o n e t d e m a n i p u l a t i o n d e s p e s t i c i d e s e t d e s r é a c t i f s c h i m i q u e s 93
Figure 3.3: Personnel de suivi d'une application de traitement et d’écotoxicologie, portant des combinaisonsTyvek® en
coton et s'apprêtant à travailler dans une zone récemment traitée
Nettoyage et entretien des vêtements de protection
Les vêtements de protection portés sur le terrain nécessitent des lavages réguliers pour réduire l'accumulation des résidus
susceptibles d'entraîner une contamination par transmission ou, dans des cas extrêmes, une contamination corporelle et
éventuellement des maladies. De plus, le contrôle fréquent et l'entretien des vêtements de protection est indispensable à une
protection des individus. Il est recommandé d'instaurer une routine et de prévoir que les différents éléments de la tenue de
protection qui peuvent se laver sans équipements spéciaux (par ex. les bottes, les gants, les protections pour le visage, etc.)
soient nettoyés avant de quitter le site d'échantillonnage et qu'on se débarrasse des eaux de rinçage sur ce site.Un opérateur
qui travaille à un échantillonnage ne pourra sous aucun prétexte être admis à bord d'un véhicule sans avoir
d’abord ôté sa combinaison, ses bottes et ses gants. Une fois enlevées, les combinaisons portées doivent être mises
dans un sac en plastique pour empêcher toute contamination du véhicule. En outre, il est conseillé que les articles
éventuellement contaminés que l'on s'apprête à jeter soient endommagés ou détruits pour éviter que d'autres personnes
soient tentées de les prendre pour les utiliser elles-mêmes ou que des enfants les trouvent et s'amusent avec.
Tenues/combinaisons en coton
Les tenues en coton doivent être lavées à l'eau chaude contenant un détergent puissant, puis rincées à l'eau claire. Dans les cas
où l’on soupçonne le niveau de contamination d'être élevé, il faut répéter ce lavage à l'eau chaude et au détergent. La personne
chargée de cette lessive devra porter des gants nitriles pendant le lavage. Les eaux usées devront de préférence être jetées
dans un trou creusé à 30-40 cm de profondeur et éloigné de cours d'eau ou de puits.
À noter: les tenues Tyvek® sont destinées à être jetées et doivent être détruites après usage. Dans certains cas, en fonction
du degré de contamination et de la nature du pesticide, il sera possible de remettre la tenue encore une ou deux fois. Mais lors
de l'échantillonnage sur le terrain, on aura porté la tenue en pénétrant dans une zone récemment traitée et lorsque les résidus
du produit seront à leur niveau maximum. Par conséquent, il existe un risque important de contamination croisée des
échantillons et malgré les coûts que cela suppose, il est recommandé pour l'échantillonnage sur le terrain de porter une
nouvelle tenue à chaque fois, obligatoire en tout cas lors des inspections des différentes zones d'échantillonnage. On éliminera
les tenues contaminées en les brûlant dans un feu ardent; on se tiendra à distance des flammes et on veillera à ne pas respirer
les émanations produites par le feu (porter si possible un masque à gaz).
94 J . C ox
Gants
En dehors des cas les plus extrêmes où l'on s'attend à des niveaux élevés de contamination et où il faut porter des gants de
travail, les personnes participant à l'échantillonnage dans des zones contaminées par des pesticides porteront généralement des
gants jetables (latex ou nitrile).Après usage, on les enfermera dans un sac et on les rapportera à la base de travail pour procéder
correctement à leur élimination (en les enfouissant ou en les brûlant). Pour minimiser le risque encouru par d'autres personnes,
il est recommandé de laver les gants jetables à l'eau et au détergent avant de les ôter et de les découper pour que personne
ne puisse les réutiliser. Il faut également nettoyer les gants de travail à l'eau et au détergent avant de quitter le site
d'échantillonnage et jeter les eaux usées dans un trou peu profond qu'on recouvrira de terre.
Bottes en caoutchouc
Les bottes en caoutchouc doivent être ôtées, lavées à l'eau et au détergent et nettoyées à la brosse avant de quitter le site
d'échantillonnage (cela empêche que des produits circulent de la zone traitée au véhicule, etc.). On jettera les eaux usées sur
le site d'échantillonnage; pour cela, creuser un petit trou, y verser l'eau et recouvrir de terre. On vérifiera que les bottes ne
sont pas endommagées après les avoir nettoyées; des déchirures ou des trous peuvent être des voies de contamination pour
les pieds et il faut remplacer les bottes qui sont en mauvais état.
Masques faciaux
Les masques faciaux jetables (contre la poussière et les émanations légères, selon le modèle) doivent être considérés comme
à usage unique et ne doivent pas être réutilisés. On éliminera le masque en le brûlant ou en l'enfouissant après l'avoir coupé
en deux. Si on porte un écran facial, il faudra le laver à l'eau et au détergent avant de quitter le site et jeter les eaux usées dans
un trou peu profond (voir plus haut).
Masques à gaz
Si l'on doit porter des masques à gaz, il faudra ôter les cartouches et laver le masque à l'eau et au détergent puis le rincer à
l'eau claire avant de laisser le site. La durée de vie des cartouches du masque sera spécifiée (par ex. x heures - consulter la
documentation du fabricant fournie avec le produit). Si la date limite est atteinte, la cartouche devra être jetée et remplacée si
le lendemain le masque à gaz s'impose sur un autre site. Les cartouches ouvertes ont une durée de vie réduite et elles doivent
être changées régulièrement même lorsqu’elles n’ont pas été utilisées. La meilleure façon de procéder est d’ouvrir et d’insérer
une cartouche dans le masque juste avant de s'en servir. Les cartouches usagées doivent être rapportées à la base pour y être
convenablement éliminées; dans le cas où l'on ne dispose pas des dispositifs appropriés, on peut les enfouir dans un trou d'au
moins 50 cm de profondeur.
POUR EN SAVOIR PLUS
GIFAP/CropLife International Guidelines and Technical Monographs. Disponibles auprès de CropLife International, Avenue
Louise 143 – B-1050 Bruxelles. On peut se procurer une liste de guides et de monographies par courrier, par courrier
électronique (info@gcpf.org) ou en se rendant sur la page du site CropLife International (www.gcpf.org).
Les fabricants fournissent des fiches de données sur la sécurité des produits avec tous les produits chimiques, qu'il faut lire et
retenir pour s'y référer par la suite. http://www.quickfds.com
TRAITEMENTSAVEC DES PESTICIDES:
MAÎTRISE ET SUIVI 4
Hans Dobson etWilliam King1
Natural Resources Institute, University of Greenwich at Medway, Central Avenue,
Chatham Maritime, Kent ME4 4TB, Royaume-Uni.
INTRODUCTION
Une bonne gestion des pesticides peut améliorer leur efficacité et diminuer leurs effets négatifs sur l'environnement. Les
problèmes soulevés par la gestion des pesticides vont de leur conditionnement, leur étiquetage, leur transport, leur
entreposage, leur manipulation, à leur mélange dans la cuve, jusqu'à leur application, au nettoyage et à l'élimination des eaux de
rinçage et des récipients qui s'en suivent.Mais nombre de ces questions dépassent le cadre de ce manuel et ce chapitre traitera
avant tout des processus d'application des produits, ainsi que des méthodes de suivi nécessaires pour fournir un retour
d'information essentiel sur leur devenir dans l'environnement. Nous mettrons surtout l'accent sur la pulvérisation des
formulations liquides.
Une fois que le choix d'un pesticide est fait - de préférence un produit et une formulation qui soient aussi ciblés que possible
sur un ravageur particulier - le but est de se rendre sur le lieu où ce dernier sévit avec juste la bonne quantité de matière
active pour l'éliminer. Un surdosage et une pulvérisation imprécise risquent plus d'avoir des effets négatifs sur l'environnement.
Par conséquent, il importe de mesurer et d'ajuster la quantité appliquée pour arriver à la dose recommandée; de mener le
traitement de façon à parvenir à une uniformité de dépôt maximale, pour présenter la matière active sous forme de
gouttelettes de la bonne taille (ou de granulés/particules de poudre), de diriger si possible le produit vers le lieu ciblé et de
l'appliquer dans les bonnes conditions météorologiques et de s'assurer qu'il n'y ait pas de pertes excessives de la zone traitée
par dérive, évaporation, lessivage, etc.
La précision lorsqu'on procède à une application est une tâche difficile qui demande une attention continuelle au réglage des
équipements, aux conditions météorologiques, et à des variables dynamiques comme la vitesse d'avancement du pulvérisateur,
sa hauteur et l'espacement entre les passages du véhicule. Une application parfaite est chose peu fréquente. Un manque
d'uniformité dans le dépôt peut entraîner par endroits de forts surdosages (ou sous-dosages,) et des gouttelettes dérivantes
trop petites pour être vues à l'œil nu peuvent continuer à avoir un impact important sur l'environnement. C'est pourquoi il
importe de disposer d'outils pour suivre le devenir des pesticides, tant dans le périmètre de la zone cible qu'à l'extérieur. Ces
outils sont les "yeux" de l'applicateur, puisqu'en pratique, le devenir de ces produits ne se voit pas immédiatement.
L'aptitude à caractériser le devenir d'un traitement, par exemple être capable de dire quelle quantité s'est déposée et à quel
endroit, et quelle quantité on a perdu depuis la zone cible, aidera également à déterminer si des effets observés sur une zone
non cible ont un rapport avec le produit en soi ou s'ils résultent d'un autre paramètre d'application susceptible d'être modifié
lors des opérations par la suite.
TYPES DE FORMULATION DES PESTICIDES
Dans la plupart des activités de lutte contre les ravageurs, des quantités relativement faibles de matière active du produit
doivent être dispersées uniformément sur une zone étendue, par exemple, dans une application d'herbicide sur de la végétation
ou d'insecticide sur le couvert végétal d'une culture sur le terrain. Pour permettre à cette matière active d'être répartie de
manière égale sur la cible par le matériel de pulvérisation et pour la présenter de telle sorte qu'elle ait le plus de chances
d'éliminer le ravageur cible, on la prépare généralement en une formulation. Il s'agit d'associer la matière active à divers agents
inertes liquides ou solides, ainsi qu'à d'autres matériaux lui conférant des propriétés utiles telles que l’allongement de la durée
de conservation, l’aide à la dispersion lorsqu'on la mélange à de l'eau ou l’évitement de l’agglutination (pour les granulés). Le
type de formulation peut avoir une incidence sur la toxicité d'un produit, sa rémanence dans l'environnement et la vitesse à
laquelle il se répand dans l'environnement depuis le site où il s'est déposé.
Adresse: Omega, Mill Lane, Hartlip, Sittingbourne, Kent ME9 7TB, Royaume-Uni. wk5346@yahoo.co.uk
96 H .D o b s o n e t W. K i n g
Concentration d'un produit
La quantité de matière active d'une formulation, proportionnellement à la quantité des autres composés, peut être exprimée
de plusieurs façons. Pour les solides, elle s'exprime en général en pourcentage du poids (% m/m) ou en grammes pour 100 g.
Pour les liquides, il y a plusieurs possibilités:
• en pourcentage du poids, % m/m
• en g pour 100 g
• en pourcentage par volume, % m/v
• en g par 100 cm3
• en g par litre, g l-1
Pour les liquides ayant une gravité propre de 1,0, le m/m et le m/v sont identiques, mais c'est assez rare et d'habitude il est
essentiel de faire la différence entre les deux expressions. Par exemple, une formulation de fénitrothion à 98% w/v contient
plus de 1,2 kg de matière active par litre. C'est la raison pour laquelle on préfère l'expression g l-1, car elle risque moins de
prêter à confusion.
Types de formulations
Solutions
La plupart des pesticides sont insolubles dans l'eau et il faut des solvants organiques pour les dissoudre. Ces solvants doivent
être fournis sous forme de produits chimiques en vrac, être sans danger, ils ne doivent pas altérer l'insecticide, le récipient ou
le matériel de pulvérisation et ils doivent dissoudre des concentrations élevées d'insecticide. Les solvants les plus couramment
utilisés sont les hydrocarbures aromatiques.
Les solutions de pesticides constituent le type de formulation le plus simple, par ex. la formulation d'endosulfan à ultra bas
volume (UBV). Les concentrations vont généralement de 200 g l-1 à 500 g l-1. En plus de la matière active et du solvant, les
formulations peuvent également contenir des huiles à faible volatilité pour réduire l'évaporation des gouttelettes pulvérisées,
ainsi que des stabilisants pour empêcher la décomposition chimique. Les solutions s'emploient généralement à bas volume (50-
200 l ha-1) ou à des doses d'application en UBV (0,5 à 3,0 l ha-1). Pour des raisons de coût et de sécurité, elles ne sont pas
utilisées à des doses plus élevées.
Les concentrés émulsionnables
Les concentrés émulsionnables (CE) sont constitués d'une matière active dissoute dans un solvant avec des agents émulsifiants
(des matières semblables aux détergents). Ceux-ci permettent à l'insecticide de former une émulsion laiteuse opaque lorsqu'on
l'ajoute à de l'eau, constituée de toutes petites gouttelettes de solution insecticide en suspension dans l'eau. Dans les
formulations de moyenne qualité, il arrive que ces gouttelettes se déplacent vers le haut ou vers le bas pour former une couche
distincte (plissement) ou bien qu'elles fusionnent pour donner une couche d'huile (rupture). En principe, les concentrés
émulsionnables sont dilués dans de l'eau pour former des solutions à 1-5% qui sont appliquées à des doses de moyen volume
ou de volumes élevés (>200 l ha-1), mais la tendance actuelle est à la réduction des volumes.
Les poudres dispersables dans l'eau ou poudres mouillables
Les poudres mouillables (PM) contiennent de fines particules d'insecticide solides ou des particules d'un support absorbant
inorganique inerte (par ex. du talc) capable de porter une matière active liquide, plus des agents de surface actifs (surfactants),
qui favorisent le mouillage et la dispersion dans l'eau. Ces poudres peuvent contenir jusqu'à 85% de matière active. La taille des
particules doit être suffisamment petite pour maintenir la vitesse de sédimentation dans la cuve de pulvérisation à un niveau
acceptable, et les PM ne doivent pas faire de grumeaux (s'agglutiner) lors du stockage. Les poudres mouillables s'appliquent aux
mêmes doses et aux mêmes concentrations que les concentrés émulsionnables.
Autres formulations
D'autres formulations ont été mises au point pour des usages précis, comme les liquides miscibles dans l'eau, les suspensions
liquides, les poudres, les granulés, les aérosols, les fumigants et les capsules.
Tra i t em e n t s a v e c d e s p e s t i c i d e s : m a î t r i s e e t s u i v i 97
Normes de formulation
L'Organisation mondiale de la santé (OMS, 1992) et l'Organisation des Nations Unies pour l’alimentation et l’agriculture (FAO,
non daté) ont publié des normes de formulations d'insecticide qui détaillent le type et la quantité de matière active, ses
propriétés physiques, des remarques sur sa stabilité et ainsi de suite. Ces normes sont conçues pour garantir aux acheteurs
d'insecticides qu'ils en auront pour leur argent et, aspect capital, que les caractéristiques des formulations resteront inchangées
d'un produit à l'autre. Il faut toutefois garder à l'esprit que deux formulations répondant à la même norme peuvent ne pas être
identiques pour tous leurs ingrédients, car le type précis d'émulsifiant, le solvant, le mouillant etc. peuvent varier en fonction de
leur disponibilité ou de leur coût.
Observations sur le terrain concernant la qualité des formulations
Les ressources dont dispose un laboratoire de pesticides bien équipé sont essentielles pour le genre d'analyse requis afin de
déterminer si un échantillon de produit donné est ou non conforme aux exigences fixées par les normes. Mais il est possible
de mener quelques tests simples sur le terrain avant d'utiliser un lot de produit et, étant donné que celui-ci peut se détériorer
si les conditions de transport ou de conservation ne sont pas satisfaisantes, il vaut mieux procéder à ces tests pour éviter des
difficultés en cours d'application, ou de mauvais résultats suite à cette application.
Il faut examiner les formulations de solution pour s'assurer que la matière active ne s'en est pas échappée; les CE doivent
s'émulsionner facilement dans l'eau et, si une couche crémeuse se forme, elle doit se former lentement et se ré-émulsionner
facilement lorsqu'on l'agite. Les poudres mouillables ne doivent pas comporter de grumeaux ni contenir de particules
grossières, et elles doivent se mouiller facilement et ne pas sédimenter ni floculer (former des grumeaux dans le mélange de
pulvérisation). Certains effets inacceptables par exemple sont des dépôts cristallisés sur les buses de pulvérisateurs, une
corrosion des éléments du pulvérisateur et la détérioration des récipients et de leurs revêtements.
Compatibilité des formulations
Il peut parfois être souhaitable d'appliquer deux produits en même temps, en mélange. Les fabricants fournissent parfois ces
mélanges (par ex. le carbaryl-endosulfan et l'endosulfan-triazophos sont des mélanges qui s'utilisent parfois pour traiter les
cultures) et lorsqu'ils sont disponibles, il ne devrait pas y avoir de problème. En général, on peut mélanger deux insecticides
différents ayant la même formulation, par exemple deux PM ou deux CE. Cependant il faut toujours mélanger de petites
quantités pour confirmer leur compatibilité avant de fabriquer un lot important de mélange. Il risque plus facilement d'y avoir
des problèmes lorsqu'on mélange deux formulations différentes, par exemple une poudre dispersable dans l'eau (WDP) et un
CE. En général, cette pratique est déconseillée,mais si c'est nécessaire, n'oubliez pas de la tester d'abord sur une petite quantité.
Si ça a marché avec un lot de produits chimiques, on ne doit pas supposer que ça marchera avec d'autres; il se peut que des
changements dans les composants de la formulation (dont il a déjà été question plus haut) aient une incidence sur la
compatibilité des formulations. Certains insecticides interagissent parfois avec comme résultat des effets négatifs sur leurs
performances biologiques. Si cela se produit, on dit qu'ils sont incompatibles.
MATÉRIEL D'APPLICATION
Les buses de pulvérisation
Buses hydrauliques
Les buses hydrauliques sont conçues de manière à ce qu'un liquide propulsé par pression dans l'ouverture de la buse, ou orifice,
forme une très fine nappe qui se désagrège en gouttelettes de différentes tailles. Le spectre de gouttelettes produites par les
buses hydrauliques se situe généralement dans une fourchette de diamètre médian de volume (DMV) de 200 µm à 400 µm.
Une pression de liquide plus élevée produit des gouttelettes plus fines. Les buses hydrauliques sont courantes en raison de leur
construction simple et de leur prix peu élevé et on les trouve le plus souvent sur les rampes de tracteurs et les pulvérisateurs
à dos à pression entretenue actionnés par levier. Une caractéristique importante des buses hydrauliques est qu'elles confèrent
aux gouttelettes pulvérisées une vélocité qui facilite leur transport et leur dépôt. En général, les buses hydrauliques sont
constituées d'un corps, d'un écrou, d'un filtre et d'une pointe de buse. L'écrou s'adapte sur le corps de la buse pour maintenir
la pointe de buse et le filtre en place. Les buses ne sont pas toujours équipées de filtres mais étant donné que le liquide de
pulvérisation peut être contaminé par de la poussière susceptible de bloquer, voire d'endommager la pointe, il vaut mieux en
prévoir. Les pointes de buse peuvent être en cuivre, en plastique, en acier inoxydable ou en céramique. Les matériaux les plus
courants pour le corps et l'écrou de buse sont le cuivre ou le plastique. Le cuivre et le plastique, lorsqu'ils sont utilisés pour la
pointe de buse, sont sensibles à l'abrasion et s'endommagent assez facilement, à la différence des pointes en acier et en
céramique, plus aptes à résister à une détérioration, mais plus coûteuses.
98 H .D o b s o n e t W. K i n g
On utilise couramment divers types de buses hydrauliques.
Buse à miroir
La buse à miroir (Figure 4.1), parfois appelée buse inondante, possède un orifice relativement large par lequel passe le liquide
qui vient percuter à grande vitesse une surface lisse se trouvant en face de la sortie de l'orifice. Le liquide est défléchi à un
angle qui évoque un éventail. Les gouttelettes produites ont des tailles de toutes grosseurs. Ce type de buse est utilisé
généralement à faible pression et pour des doses d'application à volume élevé afin de produire de grosses gouttelettes (qui ne
risquent pas de dériver) dans le cadre d'une application d'herbicide. Le large orifice réduit la fréquence des obstructions, mais
il existe toutefois des buses à miroir (conçues pour des applications à faible volume) qui ont de petits orifices.
Croquis reproduit avec
l'autorisation de Zeneca
Figure 4.1: Buse à miroir
Buse à fente
La forme des buses à fente est conçue de telle sorte que lorsque le liquide de pulvérisation sort de l'orifice, il forme une nappe
plate qui se désintègre ensuite en gouttelettes. En principe, plus l'angle de la nappe de liquide est large, plus la taille des
gouttelettes est petite. Ce type de pulvérisation donne normalement un dépôt moins important sur les côtés, en raison de la
forme de l'orifice mais il existe des buses à fente à jet plat uniforme dont le jet produit une pulvérisation plus homogène (Figure
4.2). Lorsqu'on se sert de buses à fente normales sur une rampe, il est important de s'assurer qu'elles ont bien toutes le même
angle de pulvérisation et que leurs émissions se chevauchent légèrement pour compenser le dépôt moins important aux bords
de l'éventail. On parvient de cette manière à un dépôt plus uniforme. Il faut que chaque "éventail" soit disposé de manière à ce
que son axe long soit orienté à environ 5° de l'axe de la rampe afin de garantir qu'il n'y ait ni interférence ni fusion dans les
zones de chevauchement. Les buses à fente sont les plus indiquées pour le traitement de surfaces "planes" comme le sol ou
des murs. La buse à fente à jet plat uniforme s'utilise pour les traitements par bandes, par exemple lorsqu'une buse unique
applique une discrète bande d'herbicide entre les rangées d'une culture.
Tra i t em e n t s a v e c d e s p e s t i c i d e s : m a î t r i s e e t s u i v i 99
Buse à fente standard
Buse à fente à jet plat uniforme
Croquis reproduit avec
l'autorisation de Zeneca
Figure 4.2: Buse à jet plat
Buse à turbulence
L'architecture interne d'une buse à turbulence précipite le liquide à travers des fentes en angle disposées sur une hélice, ce qui
confère au liquide un mouvement circulaire dans la chambre de turbulence (Figure 4.3). Le liquide sort ensuite par l'orifice
circulaire de la buse. Si les fentes sont pratiquées seulement sur le bord de l'hélice, la pulvérisation prend la forme d'un cône.
Et si du liquide passe également par le centre de l'hélice, c'est alors un cône solide qui se forme, dont les gouttelettes sont
normalement plus grosses que celles du cône creux.
Plus la pression à laquelle on opère est élevée, plus le volume délivré par la buse est important, et plus les gouttelettes produites
sont fines. Il est possible de recourir à n'importe quelle combinaison de tailles d'orifices, de quantités et de tailles des fentes
de l'hélice afin de disposer d'une gamme étendue de volumes délivrés, de tailles de gouttelettes et d'angles de pulvérisation. Les
buses à turbulence produisent une pulvérisation multidirectionnelle, qui offre une meilleure couverture que les buses à fente
sur une cible complexe telle que du feuillage.Ces buses sont rarement utilisées sur des surfaces "planes" comme les murs, étant
donné qu'elles donnent un dépôt plus important sur les bords et que le chevauchement des dépôts n'est pas un moyen
d'obtenir un dépôt plus homogène.
Plat de noyau
ou de remous
Embout de gicleur
Croquis reproduit avec
l'autorisation de Zeneca
Figure 4.3: Buse à turbulence
100 H .D o b s o n e t W. K i n g
Buse à jet bâton
Il s'agit d'une buse qui n'a pas de chambre de turbulence et qui produit un jet continu de liquide (dit "jet bâton") plutôt que
des gouttelettes. Elle s'utilise principalement dans les applications localisées d'herbicides et dans les applications de pesticide
sur des cours d'eau ou des canaux d'irrigation.
Divers
On trouve d'autres types de buses hydrauliques, notamment des buses à débit variable (celles qui se trouvent souvent sur les
petits pulvérisateurs à main dont se servent les jardiniers amateurs) et des buses à jet d'air qui servent à produire des
gouttelettes à inclusion d'air.Quoique plus légères que les gouttelettes de liquide pures, les grosses gouttelettes que produisent
ces types de buses ont prouvé qu'elles dérivaient moins.
Buses au gaz
Buses pneumatiques
Du liquide se déverse d'un tuyau ou d'un tube dans un flux d'air qui diffuse le liquide en gouttelettes à travers l'action cisaillante
du jet d'air. Ces buses sont souvent utilisées sur des nébuliseurs à dos et sur de gros atomiseurs à air comprimé montés sur
véhicule. On peut introduire le liquide de pulvérisation dans le jet d'air soit à l'intérieur soir à l'extérieur du tube d'air
comprimé. La forme la plus simple d'énergie gazeuse se trouve dans le pistolet ‘Flit’, dans lequel de l'air qui passe sur un tube
de siphon crée une pression négative (connue sous le nom d'effet venturi), qui fait monter le liquide du réservoir et qui le
cisaille en gouttelettes.
Les pulvérisateurs à air comprimé plus rapides produisent des gouttelettes plus fines. L'effet venturi joue aussi quand l'orifice
de sortie du liquide se trouve à l'intérieur du corps de la buse,mais ici, le débit de liquide qui arrive dans la buse est plus souvent
réglé au moyen de restricteurs.Ce type de buse s'adapte d'ordinaire à des nébuliseurs à dos motorisés. La taille des gouttelettes
est fonction d'un rapport air/force de débit du liquide. Une augmentation de la force du débit du liquide ou une réduction de
l'air comprimé donne lieu à la formation de gouttelettes plus grosses, alors qu'une baisse du débit du liquide ou un
accroissement du débit d'air produit des gouttelettes plus fines.
Les nébuliseurs à dos motorisés maintiennent un débit d'air constant, ce qui signifie que la taille des gouttelettes est déterminée
par la force du débit du liquide.
Buse à énergie thermique
Ce type de buse fonctionne sur un principe très similaire à la buse au gaz. L'orifice par lequel sort le liquide se trouve à
l'intérieur de la tuyère, mais l'air ou le gaz qui passe par l'orifice est brûlant, d'une température supérieure à 500 °C. Le liquide
de pulvérisation se transforme en gouttelettes par l'action cisaillante du jet de gaz, puis en vapeur par la chaleur du gaz. La
vapeur est emportée dans l'atmosphère par le jet de gaz et se condense au contact de l'air froid, formant un brouillard de
gouttelettes extrêmement fines, d'un diamètre généralement inférieur à 15 µm.Avec ce type de buse, il ne faut pas que la force
du débit du liquide soit trop élevée, sinon la vaporisation complète ne se produit pas.
Le pulvérisateur monté sur échappement est un type de buse où la propulsion est fournie par les gaz d'échappement que
produit le véhicule de pulvérisation. Il est possible d'obtenir de petites gouttelettes (40-200 µm de DMV) avec ce type de
pulvérisateur, mais le spectre de gouttelettes reste assez large et, par conséquent, ce type d'atomiseur n'est pas efficace pour
un traitement en UBV.
Atomiseurs rotatifs (disques rotatifs, coupelles et cages)
Avec ce type de buse, l'alimentation en liquide de pulvérisation se fait sur une surface en rotation, généralement à proximité
du centre, et se propage vers le bord par la force centrifuge. Sur le bord, à faible débit, le liquide est éjecté de la surface sous
forme de gouttelettes simples ou bien, à des débits plus élevés, sous forme de longs fils ou ligaments courbes, qui se désagrègent
en gouttelettes à cause de la tension de surface. La surface rotative de la buse centrifuge peut être un disque plat ou une surface
en forme de coupelle, ou encore une cage ou un panier pivotant. La taille des gouttelettes est déterminée par la force du débit
du liquide et la vitesse de rotation de la surface de la buse, c'est-à-dire que plus la rotation est rapide, plus les gouttelettes sont
fines.
Tra i t em e n t s a v e c d e s p e s t i c i d e s : m a î t r i s e e t s u i v i 101
Les gouttelettes produites simplement par une combinaison de la force du débit et de la vitesse de rotation sont comprises
dans une étroite fourchette de tailles. Certains disques sont munis d'une surface interne rainurée qui offre une meilleure
maîtrise du débit sur la surface du disque, et d'un bord denté pour lui donner des points de sortie et améliorer l'uniformité de
la taille des gouttelettes du spectre. D'autres atomiseurs rotatifs possèdent des cages ou des cylindres pivotants et, bien que le
spectre des gouttelettes ne soit souvent pas aussi bon qu'avec des disques rotatifs, ils arrivent à traiter des débits plus élevés
et peuvent être plus robustes (résistants et fiables) sur le terrain que les disques. Les atomiseurs rotatifs sont couramment
utilisés pour les applications de produits en UBV, autant depuis des équipements au sol que de pulvérisateurs portés sur
aéronefs.
ÉTALONNAGE DU PULVÉRISATEUR
L'étalonnage est l'opération qui consiste à faire coïncider les pièces qui composent le pulvérisateur avec un mode d'utilisation
permettant de parvenir au niveau de résultat désiré de manière efficace et en toute sécurité. Il est indispensable quel que soit
le type de matériel d'application et de pesticide. Les principes de l'étalonnage sont exactement les mêmes pour les
pulvérisateurs portés, sur véhicule et sur aéronefs. Si on néglige l'étalonnage, il se peut que la quantité de matière active
appliquée (la dose) soit trop élevée: non seulement c'est du gaspillage et c'est coûteux, mais cela peut résulter en des niveaux
de résidus inacceptables dans les denrées produites ou en un impact négatif sur l'environnement. Ou bien la dose risque aussi
d'être trop faible et de ne pas éliminer le ravageur ciblé. De plus, il est possible que le dépôt ne soit pas uniforme et donne lieu
par endroits à des surdosages ou des sous-dosages se traduisant par la suite par une efficacité inégale et à une probabilité
accrue d'affecter des organismes non cibles. Il faudra peut-être ensuite répéter le traitement, entraînant une perte d'argent et
de temps, ce qui fera peser sur la zone cible un nouveau fardeau de produits chimiques. Faute de calibrer correctement les
pulvérisateurs, les produits appliqués risquent aussi de rater leur cible, exposant l'utilisateur, l'environnement et la population
en général à un risque hors du périmètre de la cible.
L'étalonnage est souvent négligé (généralement à cause d'une mauvaise compréhension des raisons qui le justifient et des
méthodes à suivre) ou relégué au rang de tâche accessoire au moment où il faut procéder à des vérifications urgentes. Il n'y a
pas de règle en matière de fréquence de l'étalonnage, mais plus souvent on le fait, mieux c'est. Pour vérifier rétrospectivement
l'étalonnage, il faut prendre suffisamment de notes sur les traitements effectués, de façon à ce que les doses d'application de
volume et les doses de matière active puissent être calculées à la fin de chaque journée ou de chaque semaine en divisant les
volumes et les quantités de produit utilisés par la superficie traitée.
Les dégâts potentiellement occasionnés par les applications de pesticides peuvent être réduits à condition de prendre en
compte un ensemble de facteurs d'étalonnage avant le début de chaque traitement. Trois facteurs sont importants dans
l'étalonnage: la taille des gouttelettes, la hauteur d'émission et la dose de matière active.
La taille des gouttelettes
Le diamètre des gouttelettes se mesure d'ordinaire en micromètres ou ‘microns’, ce qui s'écrit µm. Un micromètre est égal à
1 millionième de mètre (0,000001 m). Une gouttelette de 100 µm de diamètre peut se voir à l'œil nu; des gouttelettes d’un
diamètre inférieur sont difficiles à voir. La taille d'une gouttelette est importante, parce qu'elle détermine ce qui suit.
• Le volume de pesticide dans la gouttelette et, par conséquent, la quantité de matière active qu'elle contient. Il existe une
relation cubique entre le diamètre de la gouttelette et son volume. Par exemple, si on réduit de moitié le diamètre des
gouttelettes dans un nuage de pulvérisation, on diminuera le volume de chacune des gouttelettes (et la quantité de matière
active) d'un facteur de 8.
• La quantité de gouttelettes produites par un volume de liquide donné. Il existe une relation cubique inverse entre la taille
des gouttelettes d'un nuage de pulvérisation et le nombre qui en est produit à partir d'un volume donné de liquide de
pulvérisation. Par exemple, si l'on réduit de moitié le diamètre des gouttelettes d'un nuage de pulvérisation, on augmente
leur nombre d'un facteur de 8. La distance entre les gouttelettes déposées sera moindre, augmentant d'autant la probabilité
d'un dépôt sur un insecte ravageur ou d'un contact avec lui.
• Le comportement de la gouttelette, c'est-à-dire l'endroit où elle est emportée et l'endroit où elle se dépose le cas échéant.
On peut ajuster la taille des gouttelettes produites par la plupart des pulvérisateurs. Il est essentiel de vérifier que le
pulvérisateur est réglé pour produire une taille de gouttelettes qui donneront une bonne répartition de la pulvérisation
sur la zone cible et une élimination efficace des ravageurs. Il n'y a pas beaucoup d'études sur la taille optimale de
gouttelettes pour différentes cibles mais l'état de la réflexion actuelle sur les meilleures pratiques est illustré par les
exemples suivants.
102 H .D o b s o n e t W. K i n g
• Une fourchette étroite, comprise entre 15 µm et 30 µm pour des insectes comme les moustiques et les mouches tsé-tsé,
en vol ou posés dans la végétation. Des gouttelettes de cette taille doivent être libérées dans des conditions d'inversion,
de manière à dériver pendant longtemps sans être emportées vers le haut par la convexion. On peut se servir de
brumisateurs et de certains atomiseurs rotatifs pour produire des gouttelettes de cette taille.
• Une fourchette étroite comprise entre 50-100 µm de diamètre pour l'élimination en UBV des ravageurs migrants,
acridiens, sauteriaux ou chenilles défoliantes, afin d'avoir une bonne dispersion sur la zone cible. Seuls les atomiseurs rotatifs
peuvent produire efficacement des gouttelettes d'aussi petite taille.
• Un spectre plus large de tailles moyennes, entre 150 et 300 µm, pour les traitements aqueux d'insecticides et de fongicides.
Elles constituent un bon compromis, car elles sont suffisamment fines pour produire une certaine dérive par endroits ainsi
qu'un mélange du nuage de pulvérisation une fois que sa vitesse d'émission s'est dissipée, mais sans être fines au point de
s'évaporer rapidement ou de produire une dérive excessive hors de la zone. Elles sont généralement générées par les buses
hydrauliques au gaz.
• Des gouttelettes plus grosses, d'une taille comprise entre 250-400 µm pour les applications d'herbicides aqueux. Elles
retombent rapidement et réduisent les risques de dégâts dûs à une dérive vers d'autres cultures ou sur la végétation
alentour. Elles sont généralement produites par des buses à miroir ou des buses à fente à basse pression. Il faut toutefois
éviter les pulvérisations excessivement grossières car les grosses gouttelettes rebondissent ou s'écrasent lors de l'impact
et les feuilles des adventices ne les retiennent pas.
Il faut garder à l'esprit qu'il n'existe aucun pulvérisateur du commerce capable de produire des gouttelettes qui aient toutes le
même diamètre - il y a toujours une fourchette de tailles, que l'on appelle le spectre de gouttelettes. Ceci est souvent
représenté synthétiquement par un histogramme donnant le pourcentage de gouttelettes pour chaque catégorie de taille de
diamètre. Il est difficile de mesurer la taille des gouttelettes d'une pulvérisation émise, et il se peut que certains fabricants aient
des graphiques ou des illustrations des spectres produits par leurs équipements qui ne soient pas précis. La plupart des chiffres
cités s'appliquent à de l'eau, ce qui ne donne pas forcément le même spectre de gouttelettes qu'une formulation de pesticide.
Pour ces spectres, on utilise souvent deux types de médiane pour décrire la fourchette des tailles de gouttelettes. Le diamètre
médian du volume (DMV) est le diamètre tel que la moitié du volume total de pulvérisation se retrouve en gouttelettes plus
petites et que la moitié se retrouve en gouttelettes plus grosses; le diamètre médian du nombre (DMN) est le diamètre tel que
la moitié du nombre total de gouttelettes présentes a un diamètre plus petit et l'autre moitié a un diamètre plus large (voir
Figure 4.4).
Le rapport entre le DMV et le DMN (qu'on appelle souvent le rapport ‘R’) fournit une mesure brute de l'homogénéité ou de
l'uniformité du spectre des gouttelettes; plus il s'approche de 1,0, et plus le spectre des gouttelettes est uniforme. Plus la valeur
de R est importante, plus le spectre des tailles de gouttelettes est étendu.
Les valeurs que l'on a en général pour le rapport ‘R’ sont:
• la buse hydraulique, par ex. pulvérisateur à dos à pression entretenue actionné par levier: 2,7
• le pulvérisateur à disque rotatif, par ex. l'ULVA ou l'Herbi: 1,5
• le pulvérisateur à cage rotative, par ex.. pulvérisateurs Micronair: 1,9
• buse à air comprimé, par ex. atomiseurs motorisés: 2,3
Mesure de la taille des gouttelettes
Des outils d'analyse au laser peuvent déterminer les tailles des gouttelettes de pulvérisations aériennes et il existe des appareils
d'analyse par image pour mesurer l'importance du dépôt. Les deux coûtent cher. Des lames enduites d'oxyde de magnésium
ou d'autres surfaces de collecte calibrées peuvent servir à obtenir la taille des gouttelettes, ainsi que le DMV et le DMN, de
leur spectre. Il faut garder à l'esprit que ceci ne donnera que la taille au niveau du dépôt, et non de l'émission. En pratique,
plutôt que de mesurer chaque gouttelette séparément, il est plus commode (quoique légèrement moins précis) de les ranger
par catégories de taille: par ex. une gouttelette pourra tomber entre les limites de catégories de 50 µ et 71 µM. Le réticule
Porton (voir fiche méthodologique) possède une échelle très fine gravée sur une lentille plane qui s'adapte à un microscope
oculaire. Sa surface est délimitée en catégories de taille, et chaque limite de catégorie est supérieure à celle qui la précède d'un
facteur de 1,414 ( qui est la racine carrée de 2, de sorte que l'on dit du réticule qu'il a une progression de racine 2). Par exemple,
on a une catégorie de taille qui englobe les diamètres de 75 µm à 106 µM: ainsi, toutes les gouttelettes comprises entre ces
limites (disons 83, 90 ou 106 µm) seront réparties dans cette catégorie, tandis que les gouttelettes de diamètre 107 µm
relèveront de la catégorie suivante.
Tra i t em e n t s a v e c d e s p e s t i c i d e s : m a î t r i s e e t s u i v i 103
Diamètre médian du volume (DMV) 
DMV
Moitié du volume Moitié du volume
diamètre médian du nombre (DMN)
DMN
Moitié du nombre Moitié du nombre
Figure 4.4: Diamètre médian du volume et diamètre médian du nombre
Hauteur du point d'émission
La hauteur à laquelle les gouttelettes de pulvérisation sont lâchées aura une incidence sur la largeur de l'andain, c'est-à-dire la
distance du pulvérisateur sur laquelle il y a un dépôt significatif, ainsi que la proportion de produit déposé sur la zone cible. En
général, plus la hauteur d'émission est importante, plus l'andain est large. Si le point d'émission est trop élevé, les gouttelettes
risquent de ne pas retomber dans la zone cible voulue: elles constitueront alors un risque de dérive. La pulvérisation d'un gros
volume dépend généralement de la vélocité initiale de la pulvérisation pour l'emporter jusqu'à sa cible: processus connu sous
le nom de traitement localisé. En conséquence, si la hauteur d'émission est trop importante, la vélocité se sera dissipée avant
que la pulvérisation n'atteigne la cible et c'est l'influence du vent qui commencera à prendre le dessus. Par contre, les
pulvérisations en UBV ont peu de vélocité initiale et la technique dépend du vent pour les disperser au-dessus de la zone cible
- un processus connu sous le nom de dérive de pulvérisation. Cela rend les pulvérisations en UBV très sensibles à la hauteur
d'émission: par exemple un pulvérisateur à main en UBV dont la hauteur d'émission est d'environ 1 m peut donner un andain
d'environ 25 m de large, comparé à un aéronef volant à 10 m de hauteur qui pourra couvrir une largeur d'andain de 250 m. La
fiche méthodologique indique un procédé pour vérifier la largeur des andains couverts depuis les pulvérisateurs UBV, afin
d’aider les opérateurs à mieux comprendre les caractéristiques des dépôts sous le vent qui ne sont pas visibles à l'œil nu.
104 H .D o b s o n e t W. K i n g
Dosage de pesticide
Il s'agit de la quantité de matière active (composé toxique du liquide de pulvérisation) appliquée par hectare ou par une autre
unité de surface. Le fabricant recommande normalement une dose pour chaque combinaison de pesticide/culture pour laquelle
il est homologué. Ces dosages sont le résultat d'essais d'efficacité menés pendant la procédure d'homologation. Certains
opérateurs les modifient en fonction de leurs propres essais de terrain ou de leur expérience personnelle. Les
recommandations de certaines formulations en CE sont exprimées en volume de pesticide concentré par hectare (voir plus
loin les méthodes pour calculer les réglages de ces différents types de recommandations).
Quelle que soit la dose requise, la méthode pour l'ajuster lorsqu'on pulvérise n'est pas directe puisqu'on applique des liquides,
et non des solides. Pour parvenir à la dose souhaitée, il faut prendre en compte deux facteurs distincts, à savoir la concentration
de la formulation (la quantité de matière active par litre de liquide de pulvérisation) et le volume d'application (VA), c'est-à-dire
le volume de liquide de pulvérisation appliqué par hectare.
Concentration du liquide de pulvérisation
Les formulations en ultra bas volume sont fournies prêtes à l'emploi et la concentration est indiquée sur l'étiquette.Toutefois,
les pesticides conçus pour être pulvérisés en gros volumes sont fournis en formulations concentrées qui sont mélangées à de
l'eau avant utilisation en traitement. Ce processus de mélange est une étape importante car c'est lui qui détermine la
concentration de matière active dans le liquide de pulvérisation et qu'il faudra ajuster en même temps que leVA pour parvenir
à la dose souhaitée. Certains fabricants font des recommandations d'étalonnage sous la forme de conseils sur la quantité de
concentré à mélanger à 10 litres d'eau (ou une autre quantité).
Dose d'application
Après avoir recommandé une concentration de mélange extemporané, il se peut alors que le conseil en matière d'application
soit de pulvériser de façon à couvrir le feuillage de la culture; ou bien il peut aller jusqu'à conseiller une quantité de volume
d'application (VA) sur une culture donnée. Par exemple, certains fabricants recommandent pour les pulvérisateurs à dos à
pression entretenue sur le coton un VA de 200 l ha-1, mais en pratique il est difficile de descendre aussi bas. Pour les
pulvérisations UBV, le VA requis est parfois indiqué sur l'étiquette du pesticide; mais lorsque ce n'est pas le cas, il peut être
calculé à partir de la dose recommandée et de la concentration de la formulation UBV.
Même dans les cas où il n'y a pas de VA recommandé pour une opération donnée, il est recommandé que les opérateurs en
déterminent un eux-mêmes, car il n'existe pas d'autre façon de maintenir un dosage constant. Si l'opérateur n'est pas sûr du
VA à utiliser, il peut faire un essai de pulvérisation sur sa cible avec de l'eau d'une façon qu'il juge satisfaisante, et mesurer leVA
réel qu'il utilise. Les réglages du pulvérisateur peuvent ensuite se faire à partir de ce VA et on peut par la suite mener toutes
les opérations de manière à le répéter.
Une fois qu'on connaît leVA pour parvenir à la dose recommandée, les réglages du pulvérisateur et les paramètres d'application
pour parvenir à ce VA (et à cette dose) dépendent de trois variables du traitement, à savoir: l'espacement entre les passages,
la vitesse de déplacement et le débit.
Tra i t em e n t s a v e c d e s p e s t i c i d e s : m a î t r i s e e t s u i v i 105
Facteurs affectant le volume d'application
Espacement entre les passages
L'espacement entre les passages est la distance entre les passages successifs du pulvérisateur, soit au sol, soit dans l'air. Dans les
cultures en rangées traitées avec des pulvérisateurs portés, l'espacement entre les passages est habituellement un nombre de
rangées déterminé.Dans les cultures semées à la volée, comme les céréales ou les herbages traités par tracteur ou par aéronef,
on le mesure en mètres. Sa valeur est importante lorsqu'on calcule le VA et la dose et qu'on les ajuste. Dans les traitements
localisés à gros volume, la pulvérisation se dépose idéalement juste en dessous des buses de sorte que la largeur d'andain est
presque identique à l'espacement entre les passages que l'on utilise. Cependant, dans les traitements en UBV, la dérive de
pulvérisation ne se dépose pas uniformément sur la largeur de l'andain: le dépôt commence à un niveau faible, il augmente et
atteint son maximum à une brève distance de l'arrière du pulvérisateur, puis il décroît peu à peu sur une distance croissante
du pulvérisateur. Cette longue ‘traîne’ contient une quantité importante de pesticide mais qui n'est pas forcément suffisante
pour éliminer le ravageur cible. Pour compenser, et pour arriver à une plus grande uniformité de dépôt sur la zone cible, on
fait délibérément se chevaucher chaque andain en réduisant nettement l'espacement du passage par rapport à la largeur de
l'andain, généralement entre la moitié et le tiers de la largeur de l'andain. Le dépôt cumulé de ces andains qui se chevauchent
est bien plus uniforme (voir Figure 4.5), et si le pulvérisateur a été correctement calibré, cela constituera une dose suffisante
pour éliminer le ravageur.
Des contraintes pratiques régissent l'espacement entre les passages.On peut le déterminer d'avance en lui assignant des limites
étroites, par exemple la largeur d'une rampe de tracteur ou le nombre de rangées qu'un opérateur peut traiter sans se fatiguer.
Dans les pulvérisations en UBV, il sera déterminé par la force du vent et la distance à laquelle il peut emporter le produit.
Vitesse de progression du pulvérisateur
La vitesse de progression est principalement déterminée par la vitesse à laquelle le pulvérisateur peut avancer. Il faut que cela
soit une vitesse qui puisse se maintenir sans fatigue et sans risque, par exemple la vitesse à laquelle un homme peut marcher
sans se fatiguer est d'environ 1,5 m s-1 ou 5 km h-1, la vitesse à laquelle un véhicule peut avancer sans risque sur terrain accidenté
est généralement de 7 à 10 km h-1, et la vitesse normale de vol d'un aéronef est habituellement entre 140 km h-1 et
200 km h-1. Il faut donc vérifier la vitesse du pulvérisateur en convenant d'une distance et en utilisant un chronomètre, avant
de procéder à des calculs. Pour les traitements par voie aérienne, on peut consulter le pilote pour savoir à quelle vitesse il a
l'habitude de voler lorsqu'il traite.
Dépôt total
Dépôt des passages individuels
Passage 5 Passage 4 Passage 3 Passage 2 Passage 1
Vent
Distance sous le vent
Espacement entre les passages
Largeur de l'andain
Figure 4.5: Constitution d'un dépôt relativement uniforme à partir d'andains de pulvérisation UBV
Dépôt
106 H .D o b s o n e t W. K i n g
Débit
Le débit est généralement le facteur le plus facile à ajuster et il est déterminé de façon à ce que lorsqu'on utilise l'espacement
entre les passages et la vitesse de progression choisis, on applique le bonVA (et la bonne dose).
Il existe diverses méthodes pour calculer les réglages du pulvérisateur de manière à ce qu'en plus de la vitesse de progression
et de l'espacement entre les passages définis pour l'opération de traitement, on applique le bon volume et la bonne dose de
pesticide. Certaines différences entre ces méthodes sont dues au fait qu'une pulvérisation aqueuse doit composer avec l'étape
supplémentaire que constitue la dilution adéquate de concentré; d'autres viennent des différentes formes que prennent les
conseils d'étalonnage sur l'étiquette du pesticide. On trouvera dans les fiches méthodologiques des procédés pour résoudre la
plupart des problèmes qui se posent couramment aux opérateurs. Les contrôles de débit doivent être faits avec la formulation
du produit insecticide lui-même, étant donné que l'eau, le carburant et même différents pesticides ont des viscosités différentes
(mesure de l' "épaisseur" du liquide) et différentes tensions de surface et tous ont des débits différents. Les principes qui sous-
tendent les mesures de débit sont les mêmes pour tous les types de pulvérisateurs. Mais un traitement par aéronef peut être
plus facile (s'il est équipé d'un débitmètre électronique) ou plus difficile (s'il a une pompe de traitement actionnée par hélice).
Certains pulvérisateurs fonctionnent de façon à permettre à l'opérateur de récupérer le liquide émis et de le mesurer sur une
certaine durée: par exemple, cette technique de "récupération" peut être employée avec un pulvérisateur à dos et un
pulvérisateur à disque rotatif dont le disque ne bouge pas. Elle est plus difficile avec d'autres pulvérisateurs, par ex. un
pulvérisateur à air comprimé, étant donné que le jet sort avec l'air et ne peut pas être récupéré facilement. Dans ces cas, la
méthode la plus facile est de mesurer la quantité qui manque dans la cuve au bout d’un certain temps: c'est la technique de la
‘perte’.
Les méthodes de réglage du débit varient d'un pulvérisateur à l'autre. On peut ajuster le débit en adaptant un té de restriction
différent, ou une nouvelle buse, en modifiant le réglage d'un robinet à pointeau ou la pression de la pompe à insecticide.
Consultez les manuels des fabricants pour connaître le détail exact.
Instructions de dosage
Les dosages sont généralement indiqués sur l'étiquette du produit et peuvent être exprimés de l'une des nombreuses façons
suivantes:
• Dose de matière active: indique le poids de matière active par hectare. Par exemple, on pourra lire sur une étiquette:
"Utilisez 400 grammes de matière active par hectare (400 g m.a. ha-1)". Ce type d'instruction n'est pas très courant pour
des pulvérisations aqueuses, parce que la plupart des agriculteurs et des opérateurs la trouvent difficile à mettre en œuvre.
• Dose de produit concentré: indique le volume (ou le poids) de pesticide concentré à appliquer par hectare. Par exemple,
"utilisez 1 litre de produit à l'hectare (1 l ha-1). C'est un peu plus facile à comprendre, mais il faut faire des calculs pour
savoir quelle quantité de pesticide et d'eau on doit mélanger.
• Dose dans la cuve: il s'agit du volume (ou du poids) de pesticide concentré à ajouter pour 10 litres d'eau (correspondant
au volume que contiennent certains pulvérisateurs à dos). Par exemple: "utilisez 20 ml de produit par 10 litres d'eau (20
ml /10 l)". Cette "dose dans la cuve" est la méthode la plus simple pour recommander une dose, bien qu'il faille faire des
calculs élémentaires pour les cuves faisant plus ou moins de 10 litres.
Lorsque la dose dans la cuve est indiquée, certaines étiquettes mentionnent également la superficie que doit couvrir chaque
charge d'un réservoir de pulvérisateur à dos, ou encore un volume indicatif à appliquer sur une superficie donnée, le VA. La
méthode de la dose dans la cuve présuppose un certainVA, et la dose de matière active par superficie n'est correct qu'à ceVA.
PULVÉRISATION
Les instructions de base destinées aux opérateurs de traitement concernant leur cible (c'est-à-dire les ravageurs, les cultures,
les superficies) et les conditions environnementales sont résumées ci-dessous.Vues sous l'angle du suivi, elles peuvent servir de
contrôle du bon respect des procédures (contrôles de sécurité et contrôles techniques) et aider à mettre au point des
dispositifs de suivi biologique.
Tra i t em e n t s a v e c d e s p e s t i c i d e s : m a î t r i s e e t s u i v i 107
Caractéristiques de la cible et météorologie
L'opérateur doit avoir connaissance de toutes les conditions de culture susceptibles d'avoir une incidence sur l'opération de
pulvérisation. Par exemple, si la surface de feuillage de la culture paraît plus importante que celle d'une culture typique du même
genre, il pourra décider d'augmenter le VA. Si des maladies ou des ravageurs n'affectent la culture que partiellement, par
exemple le dessus de tous les plants, ou qu'ils n'y sont que par endroits et discrètement, l'opérateur pourra alors décider de
diviser le traitement en strates (de ne pulvériser qu'une seule couche) ou de traiter de façon localisée (en ne pulvérisant que
les parties atteintes). De la même façon, l'opérateur devra s'efforcer d'atteindre correctement la cible, par exemple en dirigeant
le jet vers le haut pour les ravageurs qui se trouvent surtout sur l'envers des feuilles.
Il faut aussi que l'opérateur tienne soigneusement compte de divers facteurs météorologiques.
Précipitations
Vérifier l'étiquette du produit pour voir s'il y a des recommandations à propos de la pluie. Ne jamais pulvériser s'il pleut ou si
la pluie est imminente, parce que cela peut lessiver une partie de produit de la végétation.On trouvera sur l'étiquette du produit
des informations sur l'application des pesticides qui sont facilement emportés par la pluie ou qui ont besoin d'un certain temps
pour être absorbés par la plante.
Vent
Il est important de comprendre l'incidence du vent sur le genre de pulvérisation qu'on s'apprête à entreprendre. Il ne faut pas
procéder à une pulvérisation lorsqu'il n'y a pas de vent, parce que les jours de chaleur sans vent, des courants de convexion
sont susceptibles d'emporter la pulvérisation dans des directions imprévisibles, notamment vers l'opérateur. Ceci concerne
aussi bien les pulvérisations en UBV et de gros volumes. Les vitesses minimales du vent pour ces deux types de pulvérisations
sont une légère brise de 1 à 2 m s-1.Toutefois, les limites les plus élevées de vitesse du vent diffèrent beaucoup entre ces deux
techniques. En général, on ne doit pas procéder à une pulvérisation de gros volumes par des vents dont la vitesse dépasse 3 m
s-1, au risque qu'une dérive incontrôlée et éventuellement dangereuse se produise. Par contre, une pulvérisation en UBV dépend
du vent pour disperser le nuage de pulvérisation et peut se faire à une vitesse de vent allant jusqu'à 10 m s-1 (lorsqu'il semble
que la poussière et les feuilles tourbillonnent - voir l'échelle de Beaufort sur la fiche méthodologique pour connaître les
méthodes météorologiques), à condition qu'on prévoie d'augmenter la largeur d'andain à des vitesses de vent plus élevées. Il
faut toujours commencer un traitement au bord du champ situé sous le vent pour que la dérive éventuelle soit emportée dans
le sens opposé à l'opérateur qui se déplace contre le vent dans la végétation non traitée (ou dans l'air non traité dans le cas
d'un aéronef).
Ensoleillement
Un vif ensoleillement comporte un risque de brûlures pour les feuilles à travers les gouttelettes de pesticide. Encore une fois,
il faudra regarder sur l'étiquette pour voir s'il y a des recommandations sur la conduite à tenir en cas de fort ensoleillement.
Ne jamais pulvériser lorsque de l'air chaud s'élève du sol (convexion) à cause du soleil qui chauffe le sol et l'air en contact avec
celui-ci. La convexion a généralement lieu pendant les après-midi de chaleur mais elle peut aussi se produire vers la fin de la
matinée. Elle se détecte par de fortes variations de force du vent et de direction. Le meilleur moment pour traiter est
généralement entre 8h et 11h. Un traitement efficace avant 8h est possible si la direction du vent est constante et il devrait
également être possible après 11h quand le temps est couvert et relativement frais (moins de 30°C). Une pulvérisation peut
aussi avoir lieu après 16h si le temps s'est suffisamment rafraîchi et si la direction du vent reste stable.
DÉPÔT DES GOUTTELETTES DE PULVÉRISATION
Plusieurs facteurs interviennent dans le processus de dépôt. Les comprendre permet à l'opérateur d'être plus efficace sur le
plan biologique et de réduire le risque d'un effet négatif sur l'environnement. La nature du dépôt et l'endroit où se déposent
les gouttelettes dépend fortement de leur taille. Il n'existe pas dans le commerce de pulvérisateur capable de produire des
gouttelettes de diamètre uniforme - il y a toujours une fourchette de tailles, qu'on appelle le spectre des gouttelettes. Comme
nous l'avons vu plus haut, le diamètre d'une gouttelette est important car c'est lui qui détermine le volume ou le poids de
pesticide dans la gouttelette, le nombre de gouttelettes produites par litre ainsi que leur comportement et leur devenir.
108 H .D o b s o n e t W. K i n g
Comportement d'une gouttelette
Transport de la gouttelette
Il y a plusieurs facteurs qui influencent le transport des gouttelettes après qu'elles aient été émises mais avant qu'elles aient
une chance de se déposer.
Vélocité initiale de la gouttelette
Le processus d'atomisation par pulvérisation d'une buse donne aux gouttelettes une vélocité initiale qui décroît
progressivement au fur et à mesure qu'elles sont ralenties par la traînée d'air qui s'opère sur leur surface, relativement élevée.
Cette traînée est tout d'abord moins prononcée avec les grosses gouttelettes, qui retiennent plus longtemps leur inertie initiale,
après quoi l'effet de la pesanteur prédomine. Avec des gouttelettes plus grosses, la vélocité conférée lors du processus
d'atomisation peut être significative, et des vélocités allant jusqu'à 20 m/s produites avec des buses hydrauliques peuvent arriver
à réaliser la totalité du processus de transport depuis le pulvérisateur jusqu'aux feuilles avoisinantes. Pour couvrir des arbres à
l'aide de petites gouttelettes, il faut qu'elles soient portées par un courant d'air, et la distance qu'elles franchissent est dictée
par la distance que parcourt le courant d'air avant qu'il ne soit dispersé en se mélangeant avec l'air immobile.
Vitesse du vent
La vitesse du vent (u), la vélocité de chute (v), et la hauteur de l'émission (h) affectent le déplacement sous le vent (s) des
gouttelettes de pulvérisation, selon l'équation s = hu/v (Johnstone, 1971). Mais tandis que cette simple relation peut donner une
approximation du mouvement général du nuage de pulvérisation, et donc de la largeur de l'andain, l'étendue réelle des distances
sera plus importante en raison des turbulences d'air (décrites ci-dessous). Pour des gouttelettes fines, dont la vélocité de chute
est bien inférieure à la vitesse du vent dominant (voir ci-dessous), la vitesse du vent domine leur mouvement. Pour de grosses
gouttelettes, c'est la pesanteur qui domine. C'est pourquoi on applique les herbicides en traitement contenant de grosses
gouttelettes; l'effet est de minimiser la dérive sur la végétation voisine. La vitesse du vent a également un effet important sur le
dépôt de la gouttelette par chute inertielle, également décrite ci-dessous.
Turbulence
Lorsque l'air se déplace sur le sol ou au-dessus de la végétation, il est affecté par la traînée produite par les inégalités de surface,
qui font que différentes parties du flux d'air se déplacent dans différentes directions. C'est ce qu'on appelle les effets de
turbulence, qui font tourbillonner l'air et qui le mélangent de telle sorte que les gouttelettes en suspension se déplacent d'une
façon qui ajoute une composante verticale aux processus intervenant dans la dispersion de la pulvérisation. Plus la vitesse du
vent est élevée, moins les surfaces sont lisses et plus la turbulence est prononcée. On pourrait s'attendre à ce que ces
conditions accroissent la composante de dérive sous le vent lorsque de fines gouttelettes sont utilisées. Mais il est prouvé que
dans certains cas, la turbulence aide le dépôt sur la végétation au point de diminuer la dérive de pulvérisation.
Dépôt
Le processus de dépôt d'une gouttelette pulvérisée sur une surface naturelle ou une surface d'échantillonnage artificielle peut
être influencée principalement par trois processus, à savoir: la chute inertielle, la sédimentation et les effets électrostatiques, la
chute inertielle et la sédimentation étant les plus importants. Leur importance relative dépend de la taille des gouttelettes, de
la vitesse du vent et des dimensions de la cible.
Sédimentation
Toutes les gouttelettes sont plus lourdes que l'air et (à moins de s'évaporer) finissent par retomber sur le sol. Toutefois,
certaines retombent plus vite que d'autres. On appelle “vélocité terminale de chute” la vitesse à laquelle les gouttelettes
tombent dans de l'air immobile et, pour toutes les gouttelettes, elle est régie par un équilibre entre les forces de la pesanteur
et celles de traînées d'air turbulentes qui traversent l'air dans un mouvement descendant. Le diamètre de la gouttelette a un
effet prononcé sur cette vélocité de chute; les gouttelettes fines tombent bien plus lentement que les grosses, comme le montre
le Tableau 4.1.
Tra i t em e n t s a v e c d e s p e s t i c i d e s : m a î t r i s e e t s u i v i 109
Idéalement, toutes les gouttelettes qui tombent devraient se déposer sur leur cible, qu'il s'agisse de végétation ou d’insectes
ravageurs, ce qui donne une efficacité de récupération de sédimentation de 100.Toutefois, il existe quatre processus qui font
que ce transfert parfait est rarement atteint:
• les vents de travers, qui donnent une composante horizontale à la trajectoire des gouttelettes de pulvérisation, ce qui
déplace leur dépôt sous le vent éventuellement hors cible;
• la turbulence, déjà citée, engendrée par de l'air qui se déplace au-dessus d'une surface plus ou moins lisse et confère une
composante verticale autant qu'horizontale au mouvement de la gouttelette, ce qui signifie que certaines gouttelettes
s'abattent plus vite alors que d'autres restent soutenues plus longtemps dans le vent de travers;
• les gouttelettes, qui rebondissent souvent des surfaces si elles sont trop grosses ou trop fines, en raison des propriétés
élastiques de leur tension de surface;
• les gouttelettes les plus grosses, qui souvent fusionnent après leur dépôt, puis s'écoulent de la végétation pour se déverser
sur le sol en dessous. La rétention d'une gouttelette par la cible peut également être fonction de la surface de la cible elle-
même, qui peut être cireuse ou difficile à ‘mouiller’, ou qui ne se tient pas à l'horizontale.
Tableau 4.1 Effets de la taille des gouttelettes sur la vitesse de chute
Diamètre des gouttelettes (µm) Vélocité terminale (cm s-1) Temps de chute 1,0 m (s)
300 115 0,8
100 27,8 3,6
50 7,3 13,7
20 1,2 83,3
Chute inertielle
Lorsqu'une gouttelette qui se déplace en direction d'une surface verticale continue sa trajectoire et entre en contact avec sa
cible sur son parcours à cause de son énergie cinétique, on nomme ce phénomène “chute inertielle”.Toutes les gouttelettes
n'y parviennent pas, car certaines sont déportées autour de la cible par les courants d'air. Lorsque cela se produit, on dit que
les gouttelettes ont une efficacité de récupération de moins de 100%. Il est particulièrement important de prendre en compte
l'efficacité de récupération, car pour les petites gouttelettes, elle peut être inférieure à moins de 1% sur les cibles de grande
dimension à une faible vitesse du vent. Plus les gouttelettes sont grosses, plus la vitesse par rapport à la cible est élevée et moins
la taille de la cible est importante, et plus la probabilité de chute est forte. La Figure 4.6 illustre ces tendances.
OBSERVATION DU DÉPÔT DE PULVÉRISATION
Plusieurs raisons peuvent justifier que l'on échantillonne une pulvérisation:
• à des fins de formation: comprendre les principes qui entrent en jeu lors d'un traitement
• aux fins d'évaluer les capacités de nouveaux types de pulvérisateurs ou de nouvelles techniques
• à des fins de contrôle de la qualité des opérations existantes: recherche éventuelle d'échecs de traitement
• à des fins de suivi écotoxicologique: évaluer la quantité réelle de produit déposé dans une zone donnée
110 H .D o b s o n e t W. K i n g
Les grosses gouttelettes chutent facilement sur les objets
Vent modéré qui se trouvent sur leur passage
Les gouttelettes fines ne chutent pas; 
elles suivent les courants d’air autour des obstacles, mais…
Vent modéré
plus l’obstacle est de petite taille et plus il est probable 
que les gouttelettes fines chutent et...
Vent modéré
plus la vitesse relative de la gouttelette est grande et
plus l’obstacle est important (généralement déterminé
Vent fort par la vitesse du vent), et plus elles risquent de chuter.
Figure 4.6: Facteurs jouant un rôle dans la chute inertielle des gouttelettes
On pourra soit échantillonner les gouttelettes sur des surfaces, c'est-à-dire leur dépôt, puisque c'est ce qui indique la quantité
de pesticide qui reste réellement sur la zone étudiée; ou bien dans l'air, c'est-à-dire qu'on échantillonnera le flux, puisque les
gouttelettes qui sont en l'air peuvent encore chuter sur la cible et avoir un effet sur elle et les espèces non-cibles, même si en
principe elles ne se seraient pas déposées sur les surfaces de la zone cible.
Il y a trois facteurs à prendre en compte pendant l'échantillonnage d'une pulvérisation:
• le nombre de gouttelettes
• la taille de ces gouttelettes qui, en plus de leur nombre, fournit le volume et la quantité de matière active; ces deux premiers
facteurs se combinent lorsqu'on a recours à une analyse fluorimétrique et colorimétrique des résidus de pesticide comme
méthode d'analyse de résidus
• la répartition de ces gouttelettes à l'intérieur et à l'extérieur de la zone cible.
Lorsqu'on procède à l'échantillonnage de traitements agricoles, il est préférable de prendre la cible elle-même comme surface
d'échantillonnage parce que, par rapport à des cibles de traitement artificielles, il peut y avoir des différences de dépôt comme
de rétention sur les feuilles des plantes ou sur d'autres parties végétales.Toutefois, comme cela n'est pas toujours possible ni
commode (voir ci-dessous), il est utile de disposer d'échantillonneurs artificiels pour faire des comparaisons de dépôt ou de
flux résultant d'opérations de traitement à l'aide de paramètres différents.
Le choix du matériel et de la méthode d'échantillonnage demande du soin, car les propriétés des gouttelettes (vélocité, densité
et diamètre), et les dimensions de la cible influencent fortement les chances de chute et de rétention. En général, les grosses
gouttelettes sont plus faciles à échantillonner et les petites sont plus insaisissables. Par exemple, des surfaces artificielles
d'échantillonnage de traitement maintenues en position horizontale à l'intérieur ou au-dessus de la culture peuvent donner de
bons résultats pour échantillonner de grosses gouttelettes en cours de sédimentation; mais elles n'auraient pas grand intérêt
pour échantillonner les fines pulvérisations utilisées dans les traitements en UBV (ou une dérive produite par une pulvérisation
classique) en raison de la faible efficacité de récupération qu'ont les surfaces horizontales pour les petites gouttelettes
transportées par le vent. Des brins de fil, comme de la laine ou une fibre synthétique composée de nombreux filaments fins
qui se hérissent à la surface, ont une efficacité de récupération élevée pour toutes les gouttelettes sauf pour les gouttelettes
extrêmement fines, et ils ont donné de bons résultats quand on les utilise pour observer la dérive d'un traitement (Cooper
et al., 1996) (voir fiche méthodologique sur la manière de procéder). L'efficacité d'un échantillonnage peut également être
améliorée en augmentant la vélocité relative de la gouttelette et la surface d'échantillonnage. Certains types de matériel
d'échantillonnage pour les petites gouttelettes de pulvérisation, tels que les impacteurs en cascade et les échantillonneurs
rotatifs, augmentent la vélocité relative de cette façon, pour augmenter l'efficacité de récupération par chute inertielle.
Tra i t em e n t s a v e c d e s p e s t i c i d e s : m a î t r i s e e t s u i v i 111
MÉTHODES D'ÉCHANTILLONNAGE, DE DÉNOMBREMENT ET DE MESURE DE
LATAILLE DES GOUTTELETTES
Contrairement aux méthodes colorimétriques ou d’analyses de résidus, la plupart des méthodes physiques d'échantillonnage
de gouttelettes sont moins élaborées et donc souvent moins chères et plus commodes. Elles ne dépendent pas de la présence
d'eau ni de solvants propres pour rincer les feuilles des dépôts et il s'agit d'un équipement relativement peu sophistiqué, encore
qu'un microscope puisse être nécessaire dans certains cas. L'emploi de surfaces artificielles révèle l'endroit où la pulvérisation
s'est effectivement déposée sur les feuilles et indique si elle s'est répartie de manière uniforme ou par taches, sur les bords ou
sur la totalité de la surface, sur la partie supérieure ou inférieure du limbe, etc. Ce tableau plus exhaustif de la répartition d'une
pulvérisation peut avoir une importance si un organisme non cible en particulier se trouve habituellement dans un endroit
donné. Le nombre des gouttelettes par centimètre carré, qu'on appelle souvent la densité de gouttelettes, peut également être
important. Une même quantité de produit sur une feuille peut avoir une action différente selon sa répartition. Par contre, les
méthodes chimiques d'échantillonnage révèlent la masse et le volume de produit sur une feuille, mais elles ne fournissent
aucune indication sur la taille et la répartition des gouttelettes déposées.
On peut utiliser toutes sortes de surfaces pour recueillir les gouttelettes d'une pulvérisation. On peut se servir de surfaces
naturelles, insectes, feuilles, mais en général les gouttelettes s'étalent rapidement et peuvent être difficiles à voir. Pour cette
raison, des surfaces artificielles comme du papier à échantillonner servent généralement de substitut, malgré le fait que les
propriétés de leur surface peuvent donner lieu à un dépôt des gouttelettes différent de ce qu'il aurait été sur une feuille, un
insecte ou une plante cultivée. Par exemple, les feuilles velues des orties recueillent et retiennent les gouttelettes d'herbicide
mieux que de nombreuses cibles artificielles, et donc le recours à des cibles artificielles tendrait à donner une idée sous-évaluée
du dépôt sur les feuilles. L'inverse serait vrai de feuilles de chou, qui ont une surface cireuse difficile à mouiller, et sur laquelle
les gouttelettes pulvérisées roulent facilement. La nature plus absorbante des surfaces artificielles pourrait retenir plus de
gouttelettes qu'une surface équivalente de feuilles de chou, et la quantité de produit déposé sur la plante serait surévaluée.
Surfaces à base de papier et de carte: papiers hydrosensibles et oléosensibles
Les papiers oléosensibles réagissent à n'importe quelle huile ou solvant de la formulation pour produire une tache à l'endroit
où l'impact de la gouttelette s'est produit. Ils sont particulièrement utiles pour échantillonner les formulations en UBV.
Cependant, il y a des formulations qui ne laissent pas de marque visible ou permanente sur toutes les sortes de papiers
oléosensibles; il faut donc le tester avant de procéder à l'échantillonnage. Certains papiers d'enregistrement graphique sans
encre ayant une surface micro-encapsulée font apparaître les dépôts de produit parce que la couche supérieure cireuse est
dissoute par la pulvérisation, ce qui révèle le papier de fond, plus sombre, et laisse des marques visibles. Si au début ces marques
se distinguent nettement, il arrive qu'elles s'effacent assez rapidement par la suite et, dans certains cas, les petites gouttelettes
ne se voient pas bien étant donné que leur volume est insuffisant pour perforer complètement la couche de cire par dissolution.
Le papier hydrosensible se fabrique en revêtant ou en imprégnant du papier ou de la carte blancs d'une teinte jaune ou d'un
indicateur de pH qui passe du jaune au bleu en présence d'eau. Il est utile pour échantillonner les pulvérisations aqueuses; mais
ce sont des papiers qui réagissent assez facilement à l'humidité des mains ou de la plante elle-même et donc, lorsque la
température est élevée, il faudra porter des gants pour empêcher la sueur de faire des marques.
Les papiers hydrosensibles et oléosensibles s'achètent par paquet de 50 feuilles ou plus. Chaque feuille mesure environ 5 cm x
8 cm et pour l'échantillonnage des flux on pourra les découper en bandes d'environ 1 cm x 8 cm et les fixer à l'aide d'épingles
ou de gomme à une tige ou à une perche en position verticale, à une hauteur adaptée à l'objet de l'exercice. Le côté sensible
du papier devra être face au vent. Pour évaluer le dépôt sur le sol, placer des papiers au niveau du sol, et pour l'évaluation du
dépôt sur les cultures ou la canopée des arbres, agrafer des papiers aux feuilles à diverses hauteurs. On peut faire flotter de
petits radeaux recouverts de papiers à l'horizontale pour évaluer le dépôt sur les étangs. Le nombre à employer est
généralement déterminé par divers facteurs, tels que l'échelle de l'opération de traitement, la logistique des déplacements sur
les sites que l'on observe et le temps dont on dispose avant que la tache commence à disparaître.
112 H .D o b s o n e t W. K i n g
On peut compter les marques laissées par les gouttelettes ou les taches à l'aide d'une loupe. Il est important de procéder à
plusieurs dénombrements sur chaque carte d'échantillonnage et de les prélever au hasard pour éviter de fausser les données,
sinon le résultat obtenu ne sera pas représentatif. Si on a besoin de connaître la taille des gouttelettes, on peut recourir à un
microscope à réticule spécial, ainsi qu'à des lames à oxyde de magnésium.
Limites Comme pour toutes les techniques d'évaluation du dépôt de pulvérisation, il est sage de tester les méthodes
d'échantillonnage avant utilisation à l'aide de la formulation de traitement réelle. Le recours au papier hydrosensible est
restreint lorsqu'on est en présence de rosée ou d'une humidité élevée, qui empêchent de distinguer les taches faites par les
gouttelettes de produit de l'humidité de fond.
Procédure Un comptage et des mesures sur 5 à 10 papiers par site devraient donner une bonne évaluation du dépôt. Il est
conseillé de dénombrer les gouttelettes et de les mesurer dans les deux heures qui suivent le dépôt pour diminuer le risque
de disparition. Si on cherche à connaître le diamètre des gouttelettes, il faut calculer des facteurs d'étalement. On peut aussi
analyser les surfaces d'échantillonnage automatiquement à l'aide de matériel d'analyse d'image, si on en dispose. Lorsque les
gouttelettes qui se sont déposées sont nombreuses au point d'avoir fusionné - cas fréquent avec les traitements en volume
élevé - il n'est pas possible de dénombrer ou de mesurer les gouttelettes isolément. Dans ce cas, le seul paramètre mesurable
est le pourcentage de zone couverte, une tâche qu'on peut réaliser avec des moyens manuels, mais qui est bien plus facile à
l'aide d'un analyseur d'image.
Données obtenues Le nombre de gouttelettes par centimètre carré, la répartition de la taille des gouttelettes et le volume/masse
déposé.
Matériel Papier du commerce, loupe ou microscope et réticule.
Personnel requis Deux, pour fixer les papiers, les récupérer et les compter.
Surfaces de papier et de carton: carte blanche
Du papier photographique fixé Kromokote, chromolux ou non exposé peut être utilisé avec une formule de pulvérisation à
laquelle a été ajoutée une teinture colorée. Les gouttelettes apparaissent en taches colorées sur le papier blanc. Les techniques
reposant sur la teinture sont utiles dans les essais sur le terrain,mais elles ne sont pas toujours acceptables pour les opérateurs
parce qu'elles peuvent contaminer ou tacher leur outillage, en particulier les teintures qui ne sont pas solubles dans l'eau et qui
ne partent pas facilement au lavage. La carte s'emploie de la même manière que les papiers hydrosensibles et oléosensibles.
Lames enduites d'oxyde de magnésium
L'oxyde de magnésium (MgO) constitue une surface unique, pour laquelle la relation entre le diamètre de la gouttelette et la
taille du trou ou du cratère laissé à la surface lorsque la gouttelette chute est bien établie (May, 1950). On a en effet découvert
que le diamètre du cratère faisait 1,33 fois le diamètre de la gouttelette pour des gouttelettes de 10-15 µm, 1,25 fois pour des
gouttelettes de 15-20 µm et 1,16 fois pour des gouttelettes de 20-200 µm, à condition que l'épaisseur de l'oxyde soit
supérieure au diamètre de la gouttelette. Cette relation est indépendante de la composition de la gouttelette, à la différence
des autres surfaces d'échantillonnage mentionnées plus haut. C'est la raison pour laquelle des surfaces enduites d'oxyde de
magnésium sont couramment utilisées pour obtenir des évaluations physiques précises des pulvérisations. Les lames enduites
d'oxyde de magnésium peuvent servir à déterminer la qualité du traitement réalisé par un pulvérisateur, c'est-à-dire la
répartition de la taille des gouttelettes, ou leur spectre.
Ces lames se fabriquent en faisant se condenser de la fumée d'oxyde de magnésium d'un morceau de ruban de magnésium en
combustion (d'env. 20 cm) sur le dessous d'une lamelle de microscope. La fiche méthodologique indique le procédé de
fabrication de ces lames. Il faut préparer les lames la veille, car la pénétration des gouttelettes dans la couche d'oxyde est plus
nette après que la surface ait "mûri" plusieurs heures. Mais si elles sont trop vieilles, une croûte se forme à la surface qui limite
cette pénétration. Les lames inutilisées doivent être jetées au bout de 3 à 4 jours.Après leur exposition à la pulvérisation, on
peut garder ces lames plusieurs mois sans qu'elles se détériorent. Il faut les manipuler par les extrémités non enduites d'oxyde
de magnésium.
On dépose en principe les lames dans un échantillonneur rotatif fixé à une perche avec du ruban adhésif à environ 1,5 m du
sol. La couche d'oxyde de magnésium est orientée dans la même direction que l'appareil en marche. Le rotor est alimenté par
une batterie. On peut aussi placer les lames enduites d'oxyde de magnésium sur le sol ou les attacher à une tige comme décrit
pour les échantillonneurs papier et carte.
Pour déterminer le diamètre des cratères, on place les lames sur le plateau de chargement d'un microscope éclairé par en
dessous, et on le mesure à l'aide d'un réticule calibré comme le réticule Porton, inséré dans l'oculaire du microscope (voir fiches
méthodologiques sur la mesure des gouttelettes et des DMV et DMN).
Tra i t em e n t s a v e c d e s p e s t i c i d e s : m a î t r i s e e t s u i v i 113
Limites Les surfaces enduites d'oxyde de magnésium sont fragiles et s'endommagent facilement au toucher, et il faut donc les
manipuler avec précaution. Des boîtes spéciales à compartiments sont nécessaires pour conserver les lames enduites d'oxyde
de magnésium et empêcher qu'elles soient endommagées pendant leur transport. Certains utilisateurs ont signalé une
interférence avec des gouttes de rosée due à un usage tôt le matin. En principe, l'échelle d'utilisation est déterminée par le
nombre d'échantillonneurs dont on dispose et la zone à observer.
Procédure Les lames enduites d'oxyde de magnésium peuvent être analysées automatiquement à l'aide de systèmes d'analyse
d'image par ordinateur, qui peuvent dénombrer et mesurer rapidement les gouttelettes, mais ils sont relativement chers.
Matériel Échantillonneur et batterie, boîte à lames, ruban de magnésium, lames de 6 mm, anémomètre et microscope.
Personnel requis Deux ou plus, les lames devant être préparées, installées, ramassées et analysées.
Détermination du facteur d'étalement des surfaces artificielles d'échantillonnage
Les échantillonneurs à papier sensible ont beaucoup servi à observer les dépôts de pulvérisation et à caractériser la qualité du
traitement.Toutefois, si on a besoin de connaître le diamètre des gouttelettes échantillonnées, éventuellement pour calculer le
volume de pulvérisation déposé, il faut déterminer le facteur d'étalement des gouttelettes sur cette surface donnée. Le facteur
d'étalement sur papier varie énormément avec la taille des gouttelettes, et il est donc nécessaire de comparer une fourchette
de diamètres de gouttelettes réelles avec la taille de la tache faite par chacune sur la surface. Pour établir ce facteur, on a besoin
d'avoir le diamètre réel des gouttelettes, et il est commode d'avoir recours aux propriétés connues de l'oxyde de magnésium
pour déterminer cela en exposant simultanément la surface de test et les lames enduites d'oxyde de magnésium à une
pulvérisation monodispersée réalisée par un bon générateur de gouttelettes de laboratoire. La lame enduite d'oxyde de
magnésium sert à trouver le diamètre réel de la gouttelette, que l'on compare ensuite avec le diamètre de la tache sur la surface
de test. Cela permet de découvrir le facteur d'étalement de cette gouttelette en particulier. On répète ensuite la procédure
pour toute une série de tailles de gouttelettes. L'analyse de données peut se faire soit sous forme de graphiques (en répartissant
le diamètre de la gouttelette par rapport au diamètre de la tache) ou, à l'aide d'une calculatrice ou d'un ordinateur, par
régression mathématique. Lorsque la relation entre le diamètre de la tache et le diamètre de la gouttelette a été établie pour
une fourchette de taille de gouttelettes, on peut utiliser le papier pour mesurer la taille des gouttelettes de ce type de
pulvérisation.
Échantillonneurs à fibres
Les échantillonneurs à fibres, comme la laine à tricoter, offrent un moyen facile et efficace pour échantillonner des gouttelettes
dérivantes très fines sur le terrain. On extrait de la laine l'insecticide qui s'y est pris et on l'analyse ou, si une teinture
fluorescente a été ajoutée à la formulation, on l'évalue à l'aide d'un fluorimètre. Il n'y a pas besoin d'alimentation électrique et
le matériau de base, la laine à tricoter, est courant et facile à trouver, et sa norme de fabrication est constante. Chaque
échantillonneur consiste en une pelote de laine, d'environ 1,25 m de long, avec un élastique accroché à une extrémité. Une
petite boucle est nouée à l'autre extrémité.Un segment d’1 m de l'échantillonneur est indiqué par des nœuds faits sur la pelote.
Chaque échantillonneur est conservé dans un sachet plastique autoadhésif.
Limites Il faut faire extrêmement attention à ne pas contaminer la laine pendant la manipulation.
Données obtenues Par exemple, la quantité de pesticide exprimée en µm par mètre de fibre ou autres données quantitatives sur
le flux ou la dérive de pulvérisation.
Matériel Laine à tricoter, gants de chirurgie, crochets, perches et papier d'aluminium. Le laboratoire d'analyses fera le reste.
Personnel requis 2.
Interprétation des données
Il a plusieurs points à reconnaître.
• Il est essentiel de garder à l'esprit que la plupart des échantillonneurs artificiels sont destinés à imiter une surface
d'échantillonnage naturelle, c'est-à-dire le sol, la végétation, ou les insectes. Cependant, les surfaces artificielles de collecte
ne recueillent pas forcément les gouttelettes de la même façon que les cibles naturelles, et donc la quantité et le volume
de produit pulvérisé trouvés par les échantillonneurs ne sera sans doute qu'un guide approximatif de ce qui se passe sur
des surfaces dans la réalité.
• Il y a une variation énorme entre la répartition d'une pulvérisation qui résulte de conditions météorologiques diverses, du
terrain, de la végétation, de la capacité délivrée par le pulvérisateur et du travail de l'opérateur, et le nombre d'échantillons
de produit prélevés est généralement trop faible pour représenter cette variation importante. Les données sur la
pulvérisation obtenues à partir de ces sources ne peuvent être qu'un guide de sa répartition réelle.
114 H .D o b s o n e t W. K i n g
• La conséquence du comportement d'une gouttelette par rapport à sa taille est que le spectre des gouttelettes recueillies
près du pulvérisateur est presque toujours plus important que celui qu'on trouve plus loin sous le vent. Cela peut être dû
à l'évaporation après l'émission, ou le "tri" de la pulvérisation, c'est-à-dire que les grosses gouttelettes tendent à se déposer
plus facilement et que les petites ont tendance à être déportées en dehors de la zone d'échantillonnage. La seule vraie
façon d'obtenir une mesure réelle du spectre de gouttelettes est d'échantillonner à proximité de l'atomiseur, mais c'est
difficile sans saturer la surface d'échantillonnage.
• Si les surfaces d'échantillonnage sont saturées de gouttelettes de pulvérisation, il n'est pas possible de calculer le chiffre
réel du volume et de la dose déposés, pas plus que la taille d'une gouttelette. La meilleure estimation que l'on puisse faire
est "d'un ordre supérieur à un certain chiffre", ou bien le paramètre de couverture de superficie en pourcentage peut servir
comme niveau relatif de dépôt.
• Si on place les échantillonneurs en position verticale sur des supports artificiels, les données fournissent une indication de
la quantité de produit pulvérisé qui est passée à cet endroit, en d'autres termes, c'est le flux du produit qui est déterminé
plutôt que son dépôt. Mais le recours à des surfaces artificielles statiques à la verticale risque de surévaluer la taille des
gouttelettes et de sous-évaluer la dérive de pulvérisation, étant donné que les petites gouttelettes sont moins susceptibles
d'être capturées. On a besoin de facteurs de correction pour compenser le flux. Des données existent sur l'efficacité des
rubans de collecte pour différentes vitesses de vent, tailles de gouttelettes et largeurs de rubans (May & Clifford, 1967) et
les données corrigées sur le flux peuvent être extrapolées à la quantité qui se serait déposée s'il y avait eu une surface
naturelle à cet endroit.
• Si on se sert d'échantillonneurs rotatifs, l'interprétation est plus complexe et fait appel à plusieurs étapes de calcul (Cooper
et al., 1987).
RÉFÉRENCES
COOPER, J.F, DOBSON, H.M. and JOHNSTONE, D.R. (1987) A rotary sampler for coarse aerosol sampling: sampling rate and
impaction efficiency connectors to give a good estimate of airborne drops. pp. 37-40. In: Proceedings First Conference, Aerosol
Society, Loughborough.
COOPER, J.F, SMITH, D.N. and DOBSON, H.M. (1996) An evaluation of two field samplers for monitoring spray drift.
Crop Protection, 15 (3).
FAO (undated) http://www.fao.org/WAICENT/FAOINFO/AGRICULT/AGP/AGPP/Pesticid/Specs/pes_alp1.html.
JOHNSTONE, D.R. (1971) Droplet size for low and ultra-low volume aerial spraying. Cotton Growing Review, 48: 218-233.
MAY, K.R. (1950) The measurement of airborne droplets by the magnesium oxide method. Journal of Scientific Instrumentation,
27: 128-130.
MAY, K.R. and CLIFFORD, R. (1967) The impaction of aerosol particles on cylinders, spheres, ribbons and discs. Annals of
Occupational Hygiene, 10: 83-95.
WHO (1992) WHO Hazard Classification.WHO/PCS/92.14. Geneva:World Health Organization.
POUR EN SAVOIR PLUS
MATTHEWS, G.A (2000) Pesticide Application Methods.Third edition.Ames: CRC Press.
LES PARAMÈTRES ENVIRONNEMENTAUX 5
Ian F. Grant1
Natural Resources Institute, University of Greenwich at Medway, Central Avenue,
Chatham Maritime, Kent ME4 4TB, Royaume-Uni.
INTRODUCTION
Les paramètres environnementaux2 influencent la distribution, l’abondance et l’activité des animaux et des plantes. Les
conditions météorologiques locales, comme la température de l’air, la pluviométrie ou l’ensoleillement modifient le
comportement des organismes terrestres; la vitesse du courant, l’oxygène dissous, les solides en suspension et la topographie
du lit des cours d’eau agissent sur les espèces aquatiques.
Les caractéristiques des pesticides diffèrent également en fonction des conditions environnementales: toute évaluation de
l’impact de pesticides implique la connaissance du type de sol, de l’humidité du sol, du pH de l’eau et du type de sédiments. La
biodisponibilité d’un insecticide conditionne la probabilité d’exposition d’un organisme à une toxine. Certains types
d’insecticides ne pourront pas se lier sur un sol sableux comme ils le font sur un sol argileux: les organismes vivant dans les
sols sableux sont donc particulièrement exposés. L’humidité et le pH du sol modifient fortement le taux de dégradation des
pesticides et donc leur rémanence et leur biodisponibilité dans l’environnement. La mesure des paramètres environnementaux
fait partie intégrante de tout dispositif expérimental visant à observer les modifications survenant dans les populations, les
fonctions et les activités des espèces résultant des pesticides.
Les paragraphes qui suivent décrivent les techniques de terrain permettant de mesurer les paramètres physiques et physico-
chimiques dans l’atmosphère, l’eau et le sol. L’étude des facteurs environnementaux qui ont une influence sur l’abondance des
plantes, comme la concentration des nutriments azotés, phosphorés et potassiques du sol et de l’eau, ne sont pas décrits dans
ce document, car les réactifs chimiques nécessaires sont difficiles à gérer sur le terrain, du moins sur des périodes prolongées.
Les nutriments utiles aux plantes ont également peu d’influence directe sur la faune, principal sujet de ce manuel.
Les méthodes décrites dans ce qui suit sont simples, fiables, peu onéreuses et faciles à utiliser. Quand l’éloignement rend peu
pratique la visite quotidienne des sites d’échantillonnage, il est nécessaire de se munir d’enregistreurs automatiques de données
et, pour les études à long terme, d’un ordinateur portable pour y transférer les données. Ces équipements sont certes onéreux
et, dans certaines circonstances, il peut être plus avantageux, en termes de coût et d’efficacité, d’avoir du personnel à demeure
sur les sites d’échantillonnage éloignés. Ces méthodes ont été testées par toutes les personnes ayant contribué à la rédaction
de ce manuel, principalement pour un usage quotidien s’étalant sur plusieurs mois, voire plusieurs années. Il faut savoir que des
données sont toujours perdues, mais que les pertes sont minimisées par une planification adéquate du travail (ex: produits
consommables ou main d’œuvre) et en tenant les équipements de terrain hors de la vue des personnes et de l’atteinte des
gros animaux, en les protégeant par une clôture si nécessaire. Les biométriciens peuvent combler certaines lacunes, mais
l’obtention de données complètes est recommandée.
DISPOSITIF EXPÉRIMENTAL
Le Tableau 5.1 résume les paramètres environnementaux qu’il est nécessaire d’intégrer dans tout dispositif expérimental.
Certains sont essentiels (), d’autres sont optionnels (). De nombreux paramètres, comme les conditions météorologiques,
sont mesurés par des méthodes semi-continues, toutes les 30 minutes.
D’autres sont échantillonnés moins régulièrement (ex: conductivité et turbidité de l’eau), voire une seule fois quand il s’agit
d’établir des données de référence (texture du sol et capacité de rétention d’eau). Il est parfois indispensable de prendre en
1 Adresse: Cybister Environmental Protection, Oak House, South Street, Boughton, Kent ME13 9PE, R-U. ian.grant@cybister.plus.com
2 Facteurs ou variables
116 I . G r a n t
compte l’influence des variations quotidiennes ou saisonnières sur les biotes: des mesures de la température et de l’oxygène
dissous seront alors prises jour et nuit dans les mares peu profondes et les lagons, si nécessaire pendant la saison sèche et la
saison des pluies. En pratique, la fréquence et la durée d’échantillonnage sont limitées par le niveau technologique des
équipements utilisés, un enregistreur automatique de données peut mesurer la vitesse du vent, l’humidité relative et la
température toutes les 30 minutes, alors qu’un thermomètre à maximum/minimum n’est consulté qu’une fois par jour.
Le positionnement des équipements météorologiques est mentionné dans les chapitres concernés. Il s’agit avant tout d’établir
des données cohérentes avec celles enregistrées par les services météorologiques nationaux, ainsi que des données
comparables entre les stations installées sur le site traité et sur le site non traité, qui peuvent parfois être éloignés de plusieurs
centaines de kilomètres. De simples précautions permettent souvent de normaliser les procédures et d’éviter les effets des
bâtiments, des arbres et de l’ensoleillement direct lors des mesures de la vitesse du vent, de la direction du vent, de la
température et de la pluviométrie. Quand les sites objets du suivi sont distants de 10 à 20 km, il peut s’avérer utile d’installer
plus d’une station météorologique, ce qui a des répercussions sur la gestion des ressources et la fréquence de lecture. Pour
une meilleure efficacité à moindre coût, il est recommandé de faire lire les données par un observateur à des moments donnés,
plutôt que d’acheter des équipements automatiques coûteux et fragiles.
Tableau 5.1 Principales mesures par type d’étude
Paramètre
Étude
Types d’applications    
Résidus de        
pesticides
Transformations         
dans le sol
Invertébrés     
terrestres
Invertébrés        
aquatiques
Poissons        
Reptiles      
Amphibiens       
Oiseaux      
Petits mammifères       
Légende: HR = humidité relative; OD = oxygène dissous; SS = solides en suspension/Turbidité; CRE = capacité de rétention
d’eau;TE = transparence de l’eau (disque de Secchi);  obligatoire;  optionnel.
Température
de l’air/de l’eau
HR
en %
Vitesse du
vent
Pluviométrie
OD/SS/TE
Substrats
aquatiques
Texture du sol
CRE
Humidité
du sol
pH
Conductivité
Couvert
végétal
Ombrage
L e s Pa r amè t r e s e n v i r o n n eme n t a u x 117
MESURES MÉTÉOROLOGIQUES
Le vent
La vitesse et la direction du vent sont des informations utiles permettant de prévoir la route des ravageurs migrateurs, l’origine
des chants d’oiseaux, la direction prise par les gouttelettes d’insecticide et la distance qu’elles peuvent parcourir, ainsi que le
taux d’évaporation et la durée de rémanence des résidus de pesticides sur les surfaces, etc. Les méthodes les plus efficaces de
mesure de la vitesse et de la direction du vent sont semi-continues, particulièrement quand le pesticide est appliqué à grande
échelle. Elles impliquent l’utilisation d’équipement onéreux: plusieurs anémomètres et un enregistreur automatique de données,
pour un total de 2 500 dollars EU (ce qui ne représente cependant qu’une fraction du coût opérationnel de l’application). Une
manière peu coûteuse, mais peu précise, d’estimer la direction du vent est d’utiliser une manche à air, ou un anémomètre à
coupelles ou à palettes, et une boussole. Il existe des instruments mesurant directement la vitesse du vent: par la montée, sous
la pression de l’air, d’une bille de plastique dans des tubes étalonnés ou par la rotation de coupelles fixées à un axe d’un
anémomètre étalonné.
Limites Le coût est le premier facteur limitatif.Toutes ces méthodes requièrent de plus un bon positionnement des instruments
de mesure, car les obstacles comme les habitations, les bois, les chemins et la végétation modifient la vitesse du vent et sa
direction. Il est préférable de placer les instruments dans un large espace découvert, en gardant à l’esprit que le fait d’utiliser
un mât pour éviter un obstacle donne une mesure représentative des conditions à la hauteur atteinte. Les équipements
météorologiques laissés pendant de longues périodes sont exposés aux voleurs et aux animaux. Les installations de suivi à long
terme doivent donc être protégées par une haute barrière en fil de fer, qui n’est cependant pas une garantie contre les éléphants
et les babouins.
Procédure Les instruments manuels sont à lecture directe. Les enregistreurs automatiques de données peuvent être, soit lus
directement, soit nécessiter un logiciel pour calculer les moyennes et autres mesures statistiques.
Données obtenuesVitesse en m s-1. Les données sont ensuite représentées sous forme de tableau ou de graphique.
Période d’échantillonnage La collecte des données s’effectue pendant toute la durée du suivi. Les enregistreurs électroniques
peuvent être réglés pour enregistrer les données toutes les 20 minutes. Les mesures manuelles (anémomètres manuels) doivent
être effectuées deux fois par jour, à la même heure.
Matériel Anémomètre, enregistreur automatique de données, ordinateur portable, boussole et anémomètre à coupelle ou à
palettes.
Personnel requis 1.
La pluviométrie
Les pluviomètres sont indispensables lors de l’interprétation et de la comparaison des informations biologiques et chimiques.
La pluie conditionne la croissance de la végétation, l’activité de la flore microbienne du sol, la présence et le comportement des
organismes non cibles, ainsi que la dissipation, le déplacement et la dégradation des pesticides.Tout récipient à fond plat et à
bords droits (comme une boîte de café) peut être utilisé pour estimer la pluviométrie. Les pluviomètres peuvent être achetés
ou fabriqués à partir d’un entonnoir placé au-dessus d’une éprouvette graduée. Pour une utilisation à long terme, sans
surveillance, il est possible d’enregistrer la pluviométrie à l’aide d’un pluviomètre à augets basculeurs muni d’un compteur
mécanique ou électrique couplé à un enregistreur automatique de données. La hauteur de l’eau dans le récipient est déterminée
sur une courbe qui prend en compte la superficie de l’ouverture du récipient et la convertit en millimètres par unité de temps.
Limites Le positionnement de l’instrument est important pour réduire les effets des abris éventuels (bâtiments, arbres, herbes
hautes, etc.), des éclaboussures et de l’évaporation, qui est rapide dans les climats chauds, particulièrement au début et à la fin
de la saison des pluies. Un dixième de millimètre de pluie s’évapore rapidement si l’appareil n’est pas isolé de la chaleur ou
surveillé régulièrement.
Données obtenues Millimètres de pluie par jour/mois, etc. Les données sont représentées sur un histogramme, avec le temps sur
l’axe des x.
Période d’échantillonnage La collecte des données s’effectue pendant toute la durée du suivi.Vérifier et vider les instruments
quotidiennement (si nécessaire).
Matériel Récipient, entonnoir et éprouvette graduée ou pluviomètre à augets basculeurs.
Personnel requis 1.
118 I . G r a n t
La température
La température de l’air, de l’eau et du sol a une influence significative sur la distribution, le comportement et l’activité des biotes
et des pesticides. Des températures clémentes augmentent l’activité des animaux et ont une forte influence sur les techniques
de piégeage basées sur l’activité (ex: piège de Barber), elles augmentent aussi le risque de contact avec des gouttelettes portées
par le vent et des pesticides déposés sur des surfaces. Les inversions de température au crépuscule et à l’aube modifient la
dispersion des gouttelettes de pesticide et la température ambiante a une influence sur la toxicité des produits en question (de
fortes températures augmentent en général la toxicité, mais des températures plus basses augmentent la toxicité des
pyréthrinoïdes). Les taux de dégradation des pesticides et leur rémanence sont fortement dépendants de la température.
Les thermomètres en verre à mercure donnent une mesure précise des températures de l’air, de l’eau et du sol. Les
thermomètres à maximum/minimum sont particulièrement utiles lors des évaluations des impacts sur les systèmes écologiques
car ils sont peu coûteux, solides et facilement remis à zéro pour des mesures quotidiennes. Les capteurs de température
électroniques et manuels sont également de bons instruments mais ils sont onéreux et nécessitent des piles à longue durée de
vie. La plupart des instruments manuels utilisés pour la détermination du pH, de la teneur en oxygène et de la conductivité
sont équipés de capteurs de température intégrés, donnant la température séparément de leurs fonctions principales. Les
enregistreurs automatiques de données météorologiques ont également une entrée pour connecter un thermistor ou un
thermocouple.
Limites Il faut protéger les thermistors et les thermomètres à mercure de la lumière directe du soleil lors des mesures de
température de l’air (prévoir un écran en bois ou en polystyrène).
Procédure Aucune, sauf le calcul statistique de base (moyenne, plage de variation, maximum-minimum).
Données obtenues Température en ºC, exprimée sous forme de graphiques (la durée sur l’axe des x) ou de tableau, comme
requis.
Période d’échantillonnage La collecte des données s’effectue pendant toute la durée du suivi. Les enregistreurs électroniques
peuvent être réglés pour enregistrer les données toutes les 20 minutes. Les mesures manuelles doivent être effectuées à
l’aube, en milieu de journée et au crépuscule.
Matériel Thermomètres, thermomètres à maximum/minimum ou appareils électroniques à thermistors.
Personnel requis 1.
L’humidité relative
La vitesse de déshydratation de nombreux biotes dépend de l’humidité de l’air environnant. La perte d’eau est rapide par
évaporation cutanée ou au travers de la cuticule quand le taux d’humidité est bas. Ce phénomène est aggravé par de fortes
températures et une vitesse du vent élevée. De nombreuses espèces sont inactives lors de la saison sèche et la présence
d’ombre ou de couvert végétal, même en petite quantité, influe de manière significative sur l’activité des animaux,
particulièrement au niveau du sol. Les conditions locales influencent l’humidité du sol et l’activité microbienne: le taux de
dégradation biologique des pesticides s’accélère en zones humides. Les pesticides à effet de choc sur les invertébrés (ex: les
pyréthrinoïdes) ouvrent les stigmates des insectes, les exposant à un risque de dessèchement lorsque l’humidité relative est
faible.
Le meilleur instrument permettant de mesurer l’humidité est le psychromètre fronde: il est rapide, précis et moins coûteux
que les sondes électroniques. La mesure s’appuie sur la différence de température enregistrée entre deux thermomètres, dont
l’un est sec et l’autre maintenu humide à l’aide d’une mèche trempée dans un réservoir d’eau. En faisant tourner le
psychromètre dans l’air (comme une crécelle), l’eau de la mèche s’évapore en fonction de l’humidité et refroidit le
thermomètre. Plus l’humidité est basse, plus le refroidissement est élevé: la différence entre les deux températures permet de
calculer humidité relative.
Limites Les différences entre les microhabitats modifient l’humidité relative.
Procédure L’écart entre les deux températures est converti en humidité, à l’aide des tables de conversion fournies avec
l’instrument.
Données obtenues Humidité relative en pourcentage, tracée en fonction de la durée ou sur un diagramme radial pour une
représentation spatiale.
Période d’échantillonnage Effectuer les mesures à la même heure tout au long de la période de suivi. Régler l’enregistreur
automatique pour enregistrer l’humidité relative toutes les heures.
Matériel Psychromètre fronde.
Personnel requis 1.
L e s Pa r amè t r e s e n v i r o n n eme n t a u x 119
AUTRES MESURES PHYSIQUES ET PHYSICO-CHIMIQUES
La température de l’eau
Voir les généralités dans le paragraphe ‘Température’ ci-dessus.
La température de l’eau peut varier fortement au cours d’une période de 24 h. À la saison sèche, les masses d’eau peu
profondes, les marais et les lagons, ainsi que les cours d’eau à faible courant peuvent enregistrer une différence de température
de 10 ºC entre le crépuscule et l’aube. L’activité des poissons et des invertébrés est très différente à ces extrêmes et les
procédures d’échantillonnage biologique doivent prendre en compte ce facteur. Lorsque les températures sont hautes, les
poissons et les invertébrés souffrent plus de ce stress dans les eaux peu profondes: la respiration s’accélère, les niveaux
d’oxygène dissous sont bas et la toxicité de pesticides augmente. Dans les mares, les lacs et les cours d’eau plus profonds, les
températures présentent des valeurs moins extrêmes et le facteur de dilution diminue la toxicité aiguë des dépôts de pesticides
(ce n’est pas le cas pour les invertébrés vivant à la surface de l’eau).
Les thermomètres en verre à mercure ou les thermomètres électroniques sont facilement utilisables depuis la berge, à gué ou
d’un bateau. Un thermistor ou un thermocouple lesté, connecté à un câble, permet d’effectuer les mesures de profondeur. Les
électrodes à oxygène dissous sont équipées de thermomètres intégrés et de câbles en général plus longs.
Limites La longueur du câble limite la profondeur à laquelle les mesures peuvent être prises.
Données obtenues Moyenne quotidienne des températures, qui peut être tracée sous forme de courbe en fonction de la durée.
Période d’échantillonnage Dès qu’un poisson ou un invertébré est prélevé dans l’eau. Les enregistreurs électroniques peuvent
être réglés pour enregistrer les températures toutes les 20 minutes.
MatérielThermomètre en verre ou électronique ou thermistor/thermocouple connecté aux électrodes de mesure de l’oxygène
ou de la conductivité.
Personnel requis 1.
L’oxygène dissous
La quantité d’oxygène dissous dans l’eau varie constamment. Elle est naturellement fonction de la température de l’eau, de la
photosynthèse et de la respiration des plantes, ainsi que de la décomposition des matières organiques. La pollution organique
et l’enrichissement en nutriments exposent les organismes aquatiques à une gamme beaucoup plus grande de concentration
en oxygène et les impacts potentiels peuvent donc toucher de très nombreuses espèces qui, pour la plupart, dépendent de
l’oxygène dissous ou y sont sensibles. Dans ces conditions, il est courant de constater des fluctuations quotidiennes passant de
niveaux de sous saturation (5 à 10 %) à des niveaux de sursaturation (150 %), qui tous deux sont des facteurs limitants.
L’oxygène dissous dans l’eau est l’un des paramètres clés que les écotoxicologistes doivent mesurer. Le stress physiologique
induit par l’exposition aux pesticides, combiné à de faibles niveaux d’oxygène dissous, peut être létal pour les organismes
aquatiques.
La mesure de l’oxygène dissous dans l’eau est relativement aisée à l’aide d’un oxymètre portable. Une électrode à oxygène
étalonnée est lentement passée dans l’eau et fournit la mesure de l’oxygène en ppm au bout de 1 à 2 minutes. Les instruments
de mesure et les électrodes sont coûteux et nécessitent un bon entretien, ainsi que des piles à longue durée de vie. La solution
de remplacement, la méthode plus précise de Winkler, est longue, nécessite des réactifs chimiques et n’est pas adaptée à des
essais en continu sur le terrain.
Limites Les électrodes sont fragiles et doivent être étalonnées tous les 1 à 2 jours, bien que, pour la plupart des suivis de terrain,
de l’air saturé d’eau soit suffisant pour vérifier l’étalonnage. La plupart des instruments de mesure ont un système automatique
de compensation de la température, dans certains modèles, en revanche, la température et la pression doivent être corrigées
manuellement. L’enregistrement semi-continu des données n’est pas pratique sur de longues durées: l’eau doit s’écouler sur
l’extrémité de l’électrode et une immersion en continu dans l’eau expose la membrane à la croissance des algues et des
bactéries. Il est conseillé de planifier des visites des sites d’échantillonnage pour s’assurer que les mesures sont prises aux
mêmes heures à chaque visite (pour prendre en compte l’activité photosynthétique). Ce dernier point est difficile à respecter
quand il faut parcourir de grandes distances sur terre ou autour d’un lac.
ProcédureAucune, sauf pour les vieux instruments de mesure qui ne sont pas équipés de système de compensation automatique
de température et de pression lors des calculs du pourcentage de saturation en oxygène.
Données obtenues Oxygène en ppm et pourcentage de saturation en oxygène.
Période d’échantillonnage Effectuer les mesures lors de l’échantillonnage des habitats aquatiques. Il est parfois utile de connaître
la quantité d’oxygène dissous au cours d’une période de 24 h. Les enregistreurs électroniques peuvent être réglés pour
enregistrer les données toutes les 20 minutes.
Matériel Oxymètre portable, électrode à compensation de température et câble.
Personnel requis 1.
120 I . G r a n t
Le pH
L’acidité et l’alcalinité des sols et de l’eau sont estimées à l’aide d’une échelle de pH. Pour le sol, il est nécessaire de préparer
un mélange aqueux ou de pratiquer sur le sol une extraction à l’eau avant la mesure. Le pH du sol varie légèrement avec les
saisons, la chute des feuilles, le lessivage et les pratiques culturales. Le pH de l’eau varie considérablement car l’activité
photosynthétique diminue les quantités d’oxyde de carbone dans l’eau et modifie l’équilibre carbonate-bicarbonate.
L’importance du pH dans les sols s’exprime par son effet sur la disponibilité des nutriments utilisés par les plantes. Pour les
études écotoxicologiques, le pH de l’eau et du sol influencent la toxicité des pesticides et leur taux de dégradation.
Le pH se mesure à l’aide de méthodes colorimétriques ou électriques. Cette dernière méthode est plus sensible et consiste à
immerger deux électrodes (une pour le pH et une de référence) ou une électrode combinée dans une solution de sol ou dans
l’eau, puis de lire directement le pH sur l’instrument de mesure au bout de 1 à 2 minutes. La méthode colorimétrique, moins
onéreuse, mais moins précise, consiste à utiliser des indicateurs, des papiers pH, trempés dans la solution: la couleur qui apparaît
est comparée avec l’échelle fournie.
Limites Les électrodes pH sont fragiles et se cassent facilement sur le terrain. Il faut toujours emporter des électrodes pH et
de référence de rechange, ainsi que des piles. Ces instruments requièrent également un étalonnage régulier (quotidien), ce qui
nécessite d’emporter 2 à 3 solutions tampons et de l’eau distillée. La lecture des papiers pH dépend souvent de l’interprétation
donnée par l’utilisateur.
Procédure Des volumes équivalents d’eau distillée et de sol sont mélangés pendant quelques minutes avant d’immerger les
électrodes ou de tremper les papiers indicateurs.
Données obtenues Unités pH, avec une précision de 0,01 pour une électrode et une précision de 0,5 pour les papiers à échelle
réduite.
Période d’échantillonnage Effectuer les mesures lors de l’échantillonnage des habitats aquatiques.
Matériel Électrodes pH et de référence, pH-mètre et tampons et/ou papiers pH.
Personnel requis 1.
La lumière et l’ombrage
Les mesures de lumière et d’ombrage abordées dans ce manuel servent principalement à classifier les habitats terrestres ou à
décrire des changements diurnes ou saisonniers. Dans ce contexte, l’influence de la lumière et de l’ombrage sur l’activité des
animaux et leurs comportements présente plus d’intérêt que leurs effets sur la croissance des plantes et la photosynthèse, car
les mesures des populations fauniques sont parfois biaisées par les modifications de comportement dues à la lumière. Les
variations de l’intensité lumineuse (de la pleine lumière à la pénombre totale) modifient la rémanence des pesticides sur des
surfaces comme la végétation et le sol, car le rayonnement ultraviolet dégrade les composés organiques.
Il existe de nombreux luxmètres conçus pour mesurer différents types de radiation (ex: irradiation photonique, flux d’énergie
et lux). Pour effectuer de simples comparaisons et enregistrements de niveaux de luminosité dans différents habitats, un
instrument de mesure possédant des unités arbitraires, un instrument permettant de mesurer les RAP (radiations actives dans
la photosynthèse) ou un luxmètre sont suffisants. De nombreux spécialistes de l’environnement enregistrent l’éclairement en
parcourant des transects et, en utilisant une échelle allant de la pleine lumière à la pénombre totale, ils consignent les conditions
dans lesquelles sont observées les espèces d’insectes, de reptiles ou d’oiseaux. Il est aussi utile de rapprocher la mesure de la
lumière du pourcentage de couvert végétal (si applicable). Il est possible d’estimer grossièrement le couvert végétal offert à la
faune par la canopée en zone boisée ou en forêt fluviale en tenant en hauteur un petit quadrat et en notant le pourcentage
occupé par le ciel clair, les nuages, la canopée, etc. Cet ouvrage ne fournit pas de fiche méthodologique pour ces mesures.
Limites Aucune, dans la mesure où les résultats ne sont utilisés que pour effectuer des comparaisons.
Procédure Aucune.
Données obtenues Intensité lumineuse ou estimation de l’éclairage/couvert, présentée sous forme de courbes ou de tableaux.
Matériel Luxmètres et capteur, petit quadrat.
Personnel requis 1.
L e s Pa r amè t r e s e n v i r o n n eme n t a u x 121
La turbidité/transparence de l’eau
La mesure de la pénétration de la lumière dans l’eau accompagne parfois la mesure du comportement du phytoplancton et des
poissons; elle permet aussi d’estimer la réduction de la transparence de l’eau due à l’envahissement d’herbes flottantes. Un
disque de Secchi est un instrument simple qui est largement utilisé dans ce but. Ce disque, peint de secteurs noirs et blancs,
est mouillé jusqu’à ce qu’il disparaisse à la vue de l’opérateur. La profondeur de disparition est notée à l’aide de la ligne de
mouillage du disque. Le mouillage se poursuit, le disque est alors remonté jusqu’à ce qu’il redevienne visible, la profondeur est
de nouveau notée. Cette méthode permet d’effectuer facilement des mesures comparatives dans le temps. Si besoin est, les
mesures sont converties en profondeurs euphotiques (les ouvrages de limnologie fournissent les facteurs de conversion). (Voir
fiche méthodologique « Turbidité » dans le chapitre sur les mesures physico-chimiques dans l’eau.)
Limites Variabilité du fait de l’opérateur. Les modifications des conditions ambiantes de luminosité et les perturbations de la
surface de l’eau (rides, vagues) réduisent la précision de la mesure.
Données obtenues En centimètres ou en mètres. Les données sont aisément représentées sous forme d’histogrammes.
Période d’échantillonnage Effectuer les mesures lors de l’échantillonnage des mares, des lacs et des lagons.
Matériel Disque de Secchi, lest et ligne de mouillage.
Personnel requis 1.
La turbidité/solides en suspension
Les matières organiques et inorganiques en suspension modifient la disponibilité des pesticides dans l’eau. De nombreux
pesticides forment des résidus fortement liés aux particules en suspension, ils sont rapidement emportés en aval de la zone
contaminée. Les rivières de forte turbidité procurent des degrés élevés de protection à la faune locale et la dilution en aval
peut atténuer certains effets toxiques, même pour les espèces se nourrissant par filtration. Les solides en suspension réduisent
la pénétration de la lumière, ce qui a une influence sur le phytoplancton, la visibilité de la faune aquatique et parfois la viabilité
des œufs de poisson. Les analyseurs de turbidité et de solides en suspension sont coûteux. La méthode de terrain la plus simple
et la plus fiable est la détermination pondérale: un échantillon représentatif de l’eau est filtré dans un papier filtre prépesé qui
est ensuite séché à l’étuve ou au soleil, puis repesé. Un disque de Secchi permet de déterminer la turbidité en donnant la
profondeur de l’eau à laquelle il disparaît à la vue.
Limites Les eaux très chargées sont longues à filtrer sans une pompe à vide.
Procédure Aucune.
Données obtenues Les données sont représentées sous forme de graphes ou de tableaux (en ppm).
Période d’échantillonnage L’échantillonnage des eaux pour déterminer les solides en suspension s’effectue une à deux fois par
mois.
Matériel Éprouvette graduée en plastique, entonnoir Hartley ou Buchner et flacon, papiers filtres et balance portable (si le
laboratoire est trop loin).
Personnel requis 1.
La conductivité
La conductivité de l’eau n’est pas un paramètre qui varie beaucoup en conditions naturelles, sauf dans les estuaires et en cas
d’intrusion saline dans des lacs. La concentration ionique des matières dissoutes dans l’eau est mesurée à l’aide d’une sonde,
puis la conductivité est lue sur un instrument de mesure manuel. La mesure de la conductivité n’est pas très pertinente lors
des évaluations des impacts de pesticides, sauf en cas d’intrusion saline dans les masses d’eau, ce qui perturbe la physiologie et
la distribution de la faune.
Limites Aucune, les sondes sont solides et stables.
Procédure Aucune.
Données obtenues Conductivité en Siemens cm-1 (ou ohm-1).
Période d’échantillonnage Effectuer les mesures lors de l’échantillonnage des habitats aquatiques, particulièrement en cas
d’intrusion saline.
Matériel Conductimètre et sonde.
Personnel requis 1.
122 I . G r a n t
La vitesse du courant
Le courant change en fonction de la saison, de la pente et des interventions humaines, tels les lâchers de barrage. La vitesse de
l’eau influe fortement sur les transformations physico-chimiques, la composition des lits des cours d’eau (sable, limons) et la
capacité des invertébrés à s’abriter, respirer et se nourrir. Les invertébrés aquatiques sont particulièrement sensibles aux
pesticides et peuvent se laisser dériver en aval pour les éviter. Il est important de faire la distinction entre les modifications de
la population due à pollution et celles dues à une variation du courant. Des débits variables ont une importance plus grande sur
les populations benthiques que de faibles niveaux de contamination en pesticides. La mesure de débit permet également
d’apparier les sites de suivi dans ou à proximité d’un cours d’eau.
Il existe 3 méthodes simples et largement utilisées:
• Chronométrage d’un objet flottant, souvent un fruit comme une orange, sur une distance connue. C’est une méthode rapide,
répétable pour le calcul des moyennes et qui ne nécessite aucun équipement, à l’exception d’une montre et d’un objet
flottant. L’objet doit être en majeure partie immergé, il est chronométré sur une distance raisonnable, ex: 10 à 20 m.
• Utilisation d’un tube de Gessner, mesurant le temps mis par l’eau pour gonfler un sac.
• Utilisation d’un débitmètre mécanique à hélice. C’est une méthode plus précise, elle est souvent utilisée pour déterminer
les différences de vitesse en fonction de la profondeur (profil vertical). Ces systèmes permettent de mesurer les débits au
travers des filets dérivants, mais ils doivent être adaptés à l’ouverture des filets.
Limites La technique de l’objet flottant est peu précise en raison des obstacles rencontrés dans le cours d’eau, du vent et des
perturbations dues aux courants principaux et périphériques (l’objet suit sa propre route). Les tubes de Gessner ne sont pas
toujours disponibles dans certains pays, mais ils peuvent être fabriqués facilement. Les débitmètres mécanique à hélice sont
coûteux (1 500 dollars E-U).
Procédure Aucune.
Données obtenues Débit en m s-1.
Période d’échantillonnage Effectuer les mesures lors de la pose de filets dérivants et vérifier les débits sur les sites d’échantillonnage
toutes les 2 semaines, voire plus après la pluie ou si le cours d’eau s’assèche.
Matériel Chronomètre, chaîne d’arpenteur, objet flottant ou tube de Gessner.
Personnel requis 1.
La classification des substrats aquatiques
Les invertébrés aquatiques sont associés à des types de substrats précis. Certaines espèces préfèrent les fonds limoneux, d’autres
les graviers ou les pierres. Le type de substrat détermine donc la distribution des invertébrés benthiques et, dans les études de
suivi, il faut tester et apparier des sites de manière aussi précise que possible. En fonction du but recherché, les méthodes de
classification des substrats peuvent être, soit longues, soit rapides. Pour le choix des stations d’échantillonnage, une analyse rapide,
basée sur une estimation visuelle du pourcentage en pierres, cailloux, graviers, sable, limons, argile, végétation flottante ou
enracinée, suffit. Apparier des sites d’échantillonnage peut s’avérer difficile sur les cours d’eaux étendus, car les sédiments se
déposent quand la pente décroît, ainsi que dans les coudes. La vitesse du courant est étroitement liée au substrat, ce sont deux
paramètres fondamentaux lors de la classification des sites. La méthode de classification la plus précise, qui utilise l’analyse
granulométrique et les vitesses de sédimentation des limons et des argiles n’est pas pratique sur le terrain. La fiche
méthodologique fournit une méthode plus générale de séparation des substrats. Un jeu de tamis et une chaîne d’arpenteur sont
les seuls équipements nécessaires (Tableau 5.2).
Estimation du couvert végétal
L’importance de l’emplacement des sites d’échantillonnage terrestres lors des études comparatives de la faune est soulignée dans
le présent ouvrage. Les estimations visuelles du couvert végétal aident à choisir les emplacements des stations d’échantillonnage,
des lignes de pièges ou des transects de recensement. Lorsqu’ils parcourent des sites pouvant mesurer plusieurs centaines de
kilomètres, les spécialistes de l’environnement ont mémorisé des types d’habitats (ou sont munis de photos numériques). Ils
recherchent alors les similitudes en termes de biomasse, couvert végétal, hauteur et distribution en espèces et établissement des
classifications rapides en estimant visuellement le couvert végétal, sur des petites parcelles, comme sur de vastes sites d’étude.
Le test le plus probant démontrant si les sites sont correctement appariés est la variation de la faune, mais l’efficacité de ce test
est améliorée en utilisant les données de référence obtenues sur le couvert végétal.
La méthode de recensement la plus simple sur site est de classer les espèces de végétation selon différents critères: abondant,
fréquent, occasionnel ou rare. La végétation dominante est souvent utilisée comme 5e critère de description de l’habitat (ex: bois
à miombo ou prairie à Cynodon). Cette classification étant parfois sujette à de multiples interprétations, les observateurs doivent
s’entendre sur des pourcentages précis.
L e s Pa r amè t r e s e n v i r o n n eme n t a u x 123
Tableau 5.2 Types de substrats et tailles de particule associées
Nom Classe de taille Taille de tamis standard (États-Unis)
Argiles <3,9 µm
Limons 3,9 à 63 µm
Sables fins 0,02 à 0,25 mm 120
Sables moyens 0,25 à 0,5 mm 60
Sables grossiers 0,5 à 1 mm 35
Graviers 2 à 16 mm 10 à 5
Cailloux 16 à 64 mm
Pierres 64 à 256 mm
Rochers >256 mm
L’échelle de Braun-Blanquet, par exemple, assigne des pourcentages aux différentes catégories. Une quantification plus détaillée
peut être obtenue par la méthode des quadrats, mais à ce niveau d’obtention de données, il est plutôt conseillé de passer du
temps à observer les populations d’animaux pour en estimer les similarités et l’abondance. Les méthodes d’échantillonnage par
quadrat et d’étude de la végétation sont décrites dans l’ouvrage de Grieg-Smith (1983).
Limites L’interprétation subjective du couvert végétal peut parfois conduire à des données inexactes et non homogènes. Les
erreurs dues aux opérateurs sont difficiles à quantifier, ainsi pour réduire les variations, il est recommandé qu’un seul individu ou
qu’une seule équipe soit responsable de toute l’étude. Les données ainsi classées peuvent être utilisées pour un traitement
statistique non paramétrique, mais elles sont peu discriminantes. Ces inconvénients sont compensés par la vitesse à laquelle
s’effectue l’étude.
Procédure Classification de données.
Données obtenues Cartographie des zones visitées avec histogrammes ou représentations par secteurs du couvert végétal.
Période d’échantillonnage Une fois en général, au moment du choix des sites de suivi, mais l’analyse peut être répétée si la période
d’enquête s’étale sur plusieurs saisons.
Personnel requis 2.
La texture du sol
L’évaluation de la texture du sol s’impose pour choisir des sites comparables lors des analyses suivantes: mesure des
transformations microbiennes dans le sol, activité des invertébrés du sol, résidus de pesticides dans le sol, etc. Les méthodes de
laboratoire ne sont pas applicables en zones éloignées, mais il est possible d’estimer la texture du sol au toucher. Cette méthode
nécessite un peu de pratique, mais elle est précise et ne requiert qu’une pelle et de l’eau.
Limites La seule limite est le manque d’expérience qui peut être surmonté en appliquant cette technique sur des sols de
composition minérale connue.Aucun équipement ni procédure ne sont nécessaires. Si un laboratoire peut effectuer les analyses
granulométriques, la fiche méthodologique donne une classification des sols basée sur le pourcentage en sable, limon et argile.
Période d’échantillonnage Une fois en général, au moment du choix des sites.
Personnel requis 1.
124 I . G r a n t
L’humidité du sol
Les méthodes d’estimation sur le terrain de l’humidité du sol et de sa capacité de rétention d’eau sont plus sommaires que les
techniques de laboratoire, mais elles sont suffisamment sensibles pour permettre la normalisation des expériences destinées à
mesurer la nitrification ou la respiration. L’humidité est déterminée en pesant des échantillons de sol fraîchement creusés, puis
en les repesant après séchage: la différence obtenue est exprimée en pourcentage de poids de sol sec.
Limites L’humidité du sol varie en fonction du type de sol (texture, teneur en matières minérales et organiques), du couvert
végétal (ombrage et évapotranspiration) et des conditions météorologiques (heure, nébulosité, pluviométrie et vitesse du vent).
Procédure Aucune.
Données obtenues Pourcentage d’eau dans les sols (en poids sec).
Période d’échantillonnage Jusqu’à 12 h si le sol est séché au soleil.
Matériel Balance portable et tamis de 2 mm pour les déterminations sur le terrain, sacs de polythène et boîtes de Pétri.
Personnel requis 1.
La capacité de rétention d’eau du sol
La capacité de rétention d’eau permet d’estimer l’eau disponible pour la croissance des plantes. Il ne s’agit pas de la capacité sur
le terrain qui est la quantité d’eau retenue par le sol après drainage naturel complet par la pesanteur. Pour l’estimation de la
nitrification sur des échantillons de sol préparés (tamisés), la fiche méthodologique conseille la méthode 1. La méthode 2 de la
fiche méthodologique est simple à effectuer et ne nécessite que du matériel de base.
Limites Il est rarement possible de sécher entièrement un échantillon au soleil, il est donc conseillé de vérifier l’humidité en
passant quelques échantillons à l’étuve au laboratoire. Les mesures quantitatives de la capacité sur le terrain nécessitent des
techniques de laboratoire de base.
Données obtenues Poids ou pourcentage d’eau.
Période d’échantillonnage 1 jour suffit.
Matériel Balance ou balance portable (sur le terrain) et papiers filtres.
Personnel requis 1.
LESAPPAREILS D’ENREGISTREMENT
Les enregistreurs automatiques de données ont révolutionné le suivi des paramètres environnementaux. Ils sont devenus
maniables (portables), fiables et souples: leurs capacités de stockage et leurs possibilité de branchement se sont améliorées et
les données sont téléchargées en temps réel. Ils restent cependant coûteux et attirent la convoitise des voleurs car ils doivent
souvent être laissés dans des endroits éloignés pendant de longues périodes. Les enregistreurs manuels, même de petite taille,
ont une capacité de stockage de centaines de données et offrent de nombreuses fonctions permettant la programmation de
sondes de température, d’oxygène, de conductivité, de pH et d’humidité. Les enregistreurs automatiques de données sont idéaux
pour les suivis météorologiques à long terme, même si le risque de perte de données augmente. Cet inconvénient est supprimé
si le téléchargement régulier des données est possible lors de fréquentes visites ou via une ligne téléphonique. La contrainte
majeure d’une utilisation à distance est la durée des batteries.
Limites Coût et risque de dommages ou de vol si l’appareil est laissé sans surveillance.
Procédure Simple, nombreuses fonctions de programmations et de calculs statistiques.
RÉFÉRENCES
GRIEG-SMITH, P. (1983) Quantitative Plant Ecology. Oxford: Blackwell Scientific Publications.
POUR EN SAVOIR PLUS
DOBERSKI, J. and BRODIE, I. (1991) Techniques in Ecology and Environmental Science. Set A,Terrestrial Organisms and Habitats. Set B,
Aquatic Organisms and Habitats, Data Collection and Analysis. Cambridge: Daniels Publishing.
SUTHERLAND, W.J. (1996) Ecological Census Techniques:A Handbook. Cambridge: Cambridge University Press.
ÉCHANTILLONNAGE ENVUE DE
L'ANALYSE DE RÉSIDUS DE PESTICIDES 6
John R. Cox1
Natural Resources Institute, University of Greenwich at Medway, Central Avenue,
Chatham Maritime, Kent ME4 4TB, Royaume-Uni.
INTRODUCTION
Les pesticides utilisés en agriculture et dans le cadre de programmes de lutte contre les ravageurs pour la santé publique et
l'agriculture peuvent s'introduire dans l'environnement de nombreuses façons, qui varient selon la méthode et la maîtrise des
applications, de manière accidentelle ou par le biais de décharges interdites de pesticides ou de leurs récipients.
Les résidus de pesticides sont constitués des dépôts de matière active (m.a.) du produit, de ses métabolites ou des produits
de sa dégradation, présents dans certains composants de l'environnement après avoir appliqué, renversé ou jeté lesdits
pesticides. L'analyse des résidus permet de mesurer la nature, le taux et la rémanence de toute contamination chimique de
l'environnement. Il est souvent difficile d'établir une corrélation entre les résidus de pesticides dans l'environnement et leurs
effets sur la faune et/ou sur les processus écologiques. Cependant, ils peuvent témoigner de l'exposition d'un animal ou d'un
site à des produits chimiques et permettre de définir les problèmes susceptibles de se présenter. Des programmes
d'échantillonnage peuvent être mis en place pour:
• étudier les taux de résidus de pesticides dans l'environnement, leurs mouvements et leurs taux de dégradation;
• identifier les zones contaminées et/ou les sources de contamination;
• étudier l'assimilation de pesticides par les composants de la chaîne alimentaire;
• déterminer si les pesticides ont constitué une cause de mortalité.
Une fois libérés dans l'environnement, tous les pesticides sont susceptibles d'être dégradés et/ou métabolisés. Les taux de
dégradation et de dissipation varient beaucoup selon les pesticides et les situations. Le but de l'analyse des résidus est
d'identifier les résidus présents au moment de l'échantillonnage; toutes les précautions doivent être prises pour garantir que
les échantillons qui arrivent au laboratoire ne se sont pas détériorés, ce qui invaliderait les résultats. Des pertes et/ou des
changements dans les produits chimiques sont inévitables et varient selon les conditions et la nature des pesticides présents.
Lors de l'échantillonnage en vue de l'analyse des résidus, l'objectif est de minimiser les pertes et donc de maximiser la
corrélation entre les résultats obtenus à partir des échantillons prélevés et le taux de résidus effectivement présent sur le site
d'échantillonnage.
Dans les pays tropicaux, la difficulté à échantillonner des matières biotiques et abiotiques, pour des résidus de pesticides, est
majeure dans les zones situées loin d’installations de stockage appropriées ou des laboratoires d'analyses.Tout délai dans la
conservation des échantillons ou dans l'extraction des résidus de pesticides augmente le risque de dégradation des résidus
présents, ce qui augmente l'incertitude par rapport aux résultats analytiques et à leur interprétation. S'il faut analyser des
composés à durée de vie courte (tels que les organophosphorés ou les carbamates), le risque de perte est important.
Cependant, avec certains pesticides (en particulier avec les pesticides chlorés rémanents et avec certains herbicides), le risque
de perte est mineur. Pour tous les composés, le taux de perte est plus important dans les tropiques que dans les zones
tempérées.
1Adresse: 42 Boughton Lane, Maidstone, Kent ME15 9QP, R-U. john_coxuk@btopenworld.com
126 J . C ox
PROPRIÉTÉS DES PESTICIDES
La connaissance des propriétés et des caractéristiques des pesticides est essentielle pour élaborer un plan d'échantillonnage
en vue de l'analyse des résidus. Bien qu'il soit difficile (et risqué!) de généraliser, cette partie expose brièvement les
caractéristiques environnementales correspondant aux différentes classes de pesticides.
À la suite de chacune des sections suivantes, un bref résumé des données disponibles (issues de l'ouvrage The Pesticides Manual
et des fichiers EXTOXNET – voir la partie ‘Pour en savoir plus’) sur la solubilité dans l'eau, la stabilité des résidus dans le sol et
le métabolisme/excrétion des résidus par les mammifères est fourni pour chaque classe de pesticides. Cela donnera une idée
des caractéristiques générales des classes et de la variation potentielle de leur rémanence dans l'environnement. Il est difficile
de faire des déclarations d'ordre général sur l'interprétation de ces données étant donné que les composés sont très différents
les uns des autres. Cependant, une augmentation de la solubilité dans l'eau indique la possibilité de itmouvement/lessivage
majeur dans le sol (bien que le type de sol de la zone traitée ait son importance ici: par ex. les sols argileux retiennent davantage
l'eau que les sols sablonneux). Les sols à forte teneur en matières organiques retiennent également davantage certains résidus.
Les données de demi-vie (c.-à-d. le temps nécessaire pour que la moitié de la matière active se perde par dégradation ou par
dissipation) sont des indicateurs utiles de la rémanence probable et aident à l'élaboration des programmes d'échantillonnage,
notamment en ce qui concerne les échelles de temps. L'importance des métabolites et des produits de dégradation connus
doit également être prise en compte.
Les pesticides organochlorés
La mobilité des pesticides organochlorés dans le sol est généralement limitée, même si elle est plus importante dans les sols
sablonneux. Ces composés ont tendance à être confinés dans les sols argileux et leur lessivage est limité. Des résidus du
composé d'origine ou des métabolites peuvent rester dans des échantillons de sol, de sédiments ou de végétaux et chez les
vertébrés/invertébrés pendant longtemps. Leur solubilité dans l'eau est faible, bien que des résidus puissent être trouvés dans
des eaux où la contamination est très élevée et, en particulier, dans des matières en suspension dans l'eau.
Des exemples de solubilité dans l'eau, de rémanence dans le sol et d'excrétion par les mammifères sont fournis ci-dessous.
• lindane (isomère gamma de l'hexachlorocyclohexane)
Solubilité dans l'eau: 7,3 mg l-1 (25°C), 12 mg l-1 (35°C). Sa demi-vie est de 15 mois (zone tempérée) lorsqu'il est incorporé
dans le sol; elle est bien inférieure s'il est appliqué sur la surface du sol. Il a une faible affinité pour le sol et peut être mobile
dans certains types de sols. Il est assez rapidement métabolisé par les animaux en pentachlorocyclohexane, 1,2,4-
trichlorobenzène et isomères de trichlorophénols; il est excrété sous forme de dérivés d'acide glucuronique. D'autres
isomères de l'hexachlorocyclohexane peuvent être davantage rémanents.
• dieldrine
Solubilité dans l'eau: 0,19 mg l-1 (25°C). Elle est rémanente dans le sol dans des conditions tempérées; pour une application
conventionnelle (3,1 à 5,6 kg ha-1), on estime qu'il faut 12,8 ans en moyenne pour qu'environ 95% du composé disparaisse.
Exposée à la lumière du soleil, elle peut se transformer en photodieldrine, qui est un produit plus toxique. La dieldrine peut
s'accumuler dans les tissus animaux, en particulier dans les graisses; elle est métabolisée très lentement en produits
hydrosolubles, qui sont ensuite excrétés.
• DDT (isomère p,p')
Il est pratiquement insoluble dans l'eau. Sa demi-vie est de 28 jours (eau de rivière) et de 56 jours (eau lacustre). Les résidus
se perdent par volatilisation, photodégradation, adsorption sur des particules et sédimentation. Dans le sol, le DDT subit
une dégradation chimique et microbienne. Dans les zones tempérées, on a observé une demi-vie de 2 à 15 ans; dans les
zones tropicales, elle est de 5 à 12 mois. Dans les tropiques, la dissipation initiale par volatilisation est rapide. Il est
métabolisé (très lentement) en une gamme de produits saturés et insaturés, par déchloration progressive. Les résidus
s'accumulent dans les tissus adipeux et sont excrétés dans le lait.
É c h a n t i l l o n n a g e e n v u e d e l ' a n a l y s e d e r é s i d u s d e p e s t i c i d e s 127
• heptachlore
Faible solubilité dans l'eau: 0,056 mg l-1 (25 à 29°C). L'heptachlore est rapidement hydrolysé dans l'eau avec le produit, puis
converti en époxyde. Les résidus se perdent par volatilisation, photodégradation et sédimentation. Il est rémanent dans le
sol et sa demi-vie est de 250 jours; des variations substantielles ont été observées en fonction du type de sol. Dans le sol,
il est hydrolysé, puis subit une époxydation microbienne. Sa demi-vie dans le sol (climat tempéré) est de 9 à 10 mois pour
une application agricole. Chez les animaux, l'heptachlore est métabolisé en époxyde, qui est présent dans la plupart des
organes du corps mais qui est accumulé en particulier dans les graisses corporelles.
• endosulfan
Solubilité dans l'eau: 0,32 à 0,33 mg l-1 (22°C). Stable à la lumière du soleil. Dans l'eau neutre de rivière, les résidus
disparaîtront en 4 semaines environ; la rémanence est majeure dans des conditions acides et dans des conditions basiques
(5 mois). Sa demi-vie dans le sol est de 30 à 70 jours et le principal métabolite, le sulfate d'endosulfan, est dégradé plus
lentement, ce qui en fait un métabolite important. La demi-vie dans le sol de l'endosulfan total (les deux isomères et le
métabolite sulfate) est de 5 à 8 mois. Le sulfate d'endosulfan est le principal métabolite dans les plantes; sa demi-vie dans
les plantes est de 3 à 7 jours (elle varie selon les espèces). Il est rapidement métabolisé et excrété par les animaux.
N.B.: Avec les pesticides organochlorés, on observe une variation substantielle dans les données publiées pour les demi-vies
dans le sol; certains auteurs avancent des périodes de plusieurs années au lieu de plusieurs mois. Ces composés peuvent être
très rémanents dans certaines conditions, en particulier dans les climats tempérés d'où provient la majorité des données
disponibles. Dans les climats tropicaux, cependant, la rémanence peut être substantiellement réduite. Les données
susmentionnées, bien qu'elles proviennent de sources sérieuses, ne doivent être considérées qu’à titre indicatif.
Les pesticides organophosphorés
Les pesticides organophosphorés ont une rémanence assez limitée dans l'environnement et leurs résidus, chez les espèces
vivantes, ne sont généralement pas détectés ou détectés uniquement sous forme de métabolites dans certains cas.
Leur solubilité dans l'eau est variable, mais elle est plus élevée que celle des pesticides organochlorés; leurs résidus sont
généralement rapidement dégradés dans l'eau (hydrolyse) et sont rarement détectés, sauf lorsque la contamination est
relativement récente. Les résidus dans le sol ont, de même, une durée de vie courte. Les résidus sont présents pendant 5 à 15
jours après le traitement, sauf dans les zones ombragées ou dans les zones où les concentrations appliquées sont élevées.
Des exemples de solubilité dans l'eau, de rémanence dans le sol et d'excrétion par les mammifères sont fournis ci-dessous.
• fénitrothion
Solubilité dans l'eau: 21 mg l-1 (20°C). Sa demi-vie dans le sol est de 12 à 28 jours,moins dans des conditions de submersion
(4 à 20 jours). Il est rapidement métabolisé et excrété par les mammifères. Les principaux métabolites sont le
diméthylfénitrooxon et le 3-méthyl-4-nitrophénol. Il est métabolisé par les plantes pour donner des produits (et des sous-
produits de décomposition) similaires, avec une demi-vie du composé d'origine d'environ 4 jours.
• fenthion
Solubilité dans l'eau: 4,2 mg l-1 (20°C). Il est rapidement dégradé dans le sol et dans l'eau (sa demi-vie est d'environ 1 jour).
Chez les mammifères, les résidus sont hydrolysés avant d'être excrétés. Les principaux métabolites sont le sulfoxyde de
fenthion, le sulfone et leurs analogues oxygénés. Une dégradation ultérieure de ces métabolites en phénols peut se
produire. Un schéma de dégradation similaire se retrouve dans les plantes.
128 J . C ox
Les carbamates
Les résidus des composés d'origine ne sont généralement pas rémanents dans l'environnement; les métabolites sont
rapidement excrétés par les vertébrés. Leur solubilité dans l'eau est modérée; elle est majeure pour les métabolites. La plupart
des carbamates sont relativement stables dans une eau à pH neutre. Leur stabilité et leur mobilité dans le sol varient selon les
composés. Les résidus sont présents pendant 10 à 20 jours après le traitement, même si dans certains sols et dans l'eau un
suivi prolongé peut être nécessaire.
Des exemples de solubilité dans l'eau, de rémanence dans le sol et d'excrétion par les mammifères sont fournis ci-dessous.
• aldicarbe
Solubilité dans l'eau: 4,93 g l-1 (20°C). Les résidus sont oxydés dans le sol, mais sont rémanents et conservent leur effet
pendant environ 10 semaines. L'aldicarbe est toxique pour les animaux, mais des doses sub-létales sont rapidement
métabolisées et plus de 90% est excrété en 3 à 4 jours. Les principaux métabolites sont le sulfoxyde et le sulfone. Dans les
plantes, le schéma du métabolisme est similaire, mais le sulfoxyde a une action symétrique et il est 10 à 20 fois plus actif
comme inhibiteur de la cholinestérase que le composé d'origine.
• carbaryl
Solubilité dans l'eau: 120 mg l-1 (20°C). Dans le sol, en aérobie, 1 ppm de carbaryl est dégradée avec une demi-vie de 7 à
14 jours dans un terreau sablonneux et de 14 à 28 jours dans un terreau argileux. Chez les mammifères, le carbaryl n'est
pas accumulé et est rapidement métabolisé en substances non toxiques, notamment en 1-naphtol, puis excrété.
• propoxur
Solubilité dans l'eau: 1,9 g l-1 (20°C). Sa mobilité dans le sol est importante,même si sa dégradation est rapide dans plusieurs
types de sols. Chez les mammifères, il est rapidement métabolisé, principalement en 2-hydroxyphényl-N-méthylcarbamate
et en 2-isopropoxyphénol, et éliminé dans les urines.
Les pyréthrinoïdes
Les insecticides pyréthrinoïdes ne sont généralement pas rémanents dans l'environnement, car ils sont rapidement dégradés
lorsqu'ils sont exposés à une lumière forte du soleil. Les résidus sont présents pendant 5 à 7 jours après le traitement, sauf
dans les zones ombragées ou dans les zones où les concentrations appliquées sont particulièrement élevées. Une détection
correcte et précise des résidus requiert un laboratoire spécialisé.
Des exemples de solubilité dans l'eau, de rémanence dans le sol et d'excrétion par les mammifères sont fournis ci-dessous.
• cyperméthrine
Solubilité dans l'eau: 0,004 mg l-1 (20°C).Dans l'eau de rivière, on observe une dégradation rapide (sa demi-vie est d'environ
5 jours). Dans le sol, elle est relativement rémanente, est dégradée par hydrolyse (en environ 16 semaines). Son
métabolisme et son excrétion par les mammifères sont identiques à celles de la deltaméthrine (voir ci-dessous).
• perméthrine
Solubilité dans l'eau: 0,2 mg l-1 (20°C). Elle est rapidement dégradée dans le sol et dans l'eau. Chez les mammifères, elle est
excrétée par hydrolyse et par hydroxylation sous forme de conjugué glucoside. Chez le rat, une dose administrée par voie
orale est complètement éliminée en 12 jours. Le métabolisme de l'isomère trans est plus rapide que celui de l'isomère cis.
• deltaméthrine
Solubilité dans l'eau: <0,2 µg l-1 (25°C). Dans le sol, elle subit une dégradation microbienne en 1 à 2 semaines. Ses résidus
se lient fortement au sol et le risque de lessivage est faible. Chez le rat, elle est pratiquement excrétée du corps en 8 jours
par un métabolisme important.
É c h a n t i l l o n n a g e e n v u e d e l ' a n a l y s e d e r é s i d u s d e p e s t i c i d e s 129
Les régulateurs de croissance des insectes (IGR)
Les IGR benzoyl-urées agissent, en général, par inhibition de la synthèse de chitine et de la mue, en interférant avec la formation
de la cuticule des insectes. Ils sont de plus en plus utilisés pour lutter contre les insectes qui se nourrissent de feuilles
(herbivores mandibulés) en foresterie, pour les plantes ornementales et les arbres fruitiers. Leur faible solubilité dans l'eau et
leur adsorption par le sol réduisent leur impact sur l'environnement et, lors d’une utilisation normale, leurs résidus ne sont
susceptibles d'être détectés que dans le sol. Ils peuvent avoir quelques effets non-cibles mais réduits dans les zones traitées.
Il existe aussi des IGR qui agissent comme des hormones juvéniles, perturbant ou empêchant la maturation des invertébrés
immatures.
• diflubenzuron – IGR benzoyl-urée
Faible solubilité dans l'eau: 0,08 mg l-1 (20°C, pH 5,5). Le diflubenzuron se lie fortement au sol et aux complexes d'acides
humiques; il est pratiquement immobile. Stable à la lumière du soleil. Non systémique et non métabolisé par les plantes.
Chez les mammifères, l'excrétion du diflubenzuron ingéré est relativement rapide, en partie sous forme de composé
d'origine mais également sous forme de métabolites hydrolysés.
• téflubenzuron – IGR benzoyl-urée
Faible solubilité dans l'eau: 0,019 mg l-1 (23°C). Sa demi-vie dans le sol varie de 2 à 12 semaines, selon le type de sol et les
conditions, par dégradation microbienne en 3,5-dichloro-2,4-difluorophényl. Presque aucune absorption ni métabolisme par
les plantes. Chez les mammifères (rats), le téflubenzuron et ses métabolites sont rapidement éliminés dans les fèces et les
urines.
• triflumuron – IGR benzoyl-urée
Faible solubilité dans l'eau: 0,025 mg l-1 (20°C). On ne dispose pas de données concernant sa demi-vie dans le sol, mais elle
serait relativement courte; on n'a pas observé d'accumulation de résidus sur des sols qui ont été traités de manière répétée
pendant 3 ans. Après une application normale, aucun résidu n'a été détecté après quelques mois. Chez les mammifères
(rats), les résidus métabolisés sont rapidement excrétés.
• méthoprène – IGR terpénoïde (analogues de l’hormone juvénile)
Faible solubilité dans l'eau: 1,4 mg l-1 (20°C). Il est rapidement dégradé dans le sol avec une demi-vie d'environ 10 jours.
Dans les plantes, il est dégradé par hydrolyse ester. Chez les mammifères, il est métabolisé sous forme de cholestérol
comme l'un des métabolites secondaires.
• fénoxycarbe – IGR carbamate diphényl ponté (analogues de l’hormone juvénile)
Solubilité dans l'eau: 6 mg l-1 (20°C). Sa mobilité dans le sol est réduite et il est assez rapidement dégradé dans le sol et
l'eau. Il n'est pas sujet à la bioaccumulation. Il est rapidement métabolisé dans les plantes.
Les herbicides
Bien qu'ils soient assez peu toxiques pour les animaux, les herbicides peuvent affecter indirectement de nombreuses espèces
par le biais de l'élimination du couvert végétal. La rémanence dans l'environnement des herbicides varie; certains sont
rapidement absorbés et dégradés par le sol (par ex., le paraquat), alors que d'autres sont davantage rémanents et, ayant une
solubilité dans l'eau relativement grande, sont considérés comme assez mobiles (par ex., les produits contenant de la triazine).
Les résidus qui atteignent (par lessivage) les cours d'eau représentent un problème reconnu. Les résidus dans la faune sauvage
sont généralement transitoires; ils sont rapidement métabolisés et excrétés.
La pertinence des résidus dépend du produit appliqué: par ex., avec le 2,4-D, les résidus disparaissent assez rapidement avec
une demi-vie inférieure à 7 jours dans le sol; avec les herbicides contenant de la triazine ou avec des produits tels que le linuron
ou le diuron, la rémanence est beaucoup plus importante et les résidus peuvent rester présents pendant des mois. La
rémanence des herbicides de sulphonylurée varie, bien qu'aux taux extrêmement bas auxquels ils sont appliqués normalement,
les résidus sont présents en très faible quantité et leur analyse peut s'avérer difficile.
Des exemples de solubilité dans l'eau, de rémanence dans le sol et d'excrétion par les mammifères sont fournis ci-dessous.
• 2-4-D
Solubilité dans l'eau: 46 mg l-1 (25°C), 311 mg l-1 (25°C, pH 1,0). Il est rapidement dégradé dans le sol (par activité
microbienne et avec une demi-vie inférieure à 7 jours). Il est rapidement excrété par les mammifères (sous forme de
composé d'origine), souvent en moins de 24h. La concentration maximum dans les organes est atteinte après environ 12h.
130 J . C ox
• atrazine
Solubilité dans l'eau: 33 mg l-1 (20°C). Dans l'eau, sa demi-vie est plus longue (par ex., 100 à 200 jours dans la nappe
phréatique). Dans le sol, sa demi-vie est de 35 à 50 jours; elle est plus longue dans des conditions de sécheresse et de froid.
Les principaux métabolites sont le déséthylatrazine et l'hydroxyatrazine. Chez les mammifères, le métabolisme complet et
rapide des résidus ingérés s'effectue principalement par désalkylation oxydative des groupes aminés.
• linuron
Solubilité dans l'eau: 81 mg l-1 (25°C). Dans le sol, il subit une dégradation microbienne avec une demi-vie de 2 à 5 mois.
• chlorsulfuron
Solubilité dans l'eau: 27,9 g l-1 (25°C, pH 7,0). Il est hydrolysé dans le sol en 4 à 6 semaines; l'hydrolyse est plus rapide dans
des conditions de forte humidité et de températures élevées. Il subit également une dégradation microbienne.
Les fongicides
Certains fongicides peuvent avoir des effets néfastes sur l'environnement; même s'ils sont largement utilisés sur le terrain pour
la production de céréales, leur schéma d'utilisation suggère une étendue limitée de la contamination de l'environnement, sauf
dans le cas d'une élimination (par ex., suite à des bains traitants à grande échelle) ou d'une contamination accidentelle
(déversement, etc.).
La solubilité dans l'eau et la stabilité varient; certains résidus de fongicides peuvent être détectés dans l'eau des jours ou des
mois après leur utilisation.
Des exemples de solubilité dans l'eau, de rémanence dans le sol et d'excrétion par les mammifères (lorsqu'ils sont disponibles)
sont fournis ci-dessous.
• carbendazime
Solubilité dans l'eau: 8 mg l-1 à pH 7; 29 mg l à pH 4 (24 °C); sa demi-vie dans l'eau est de 2 à 25 mois en aérobie et en
anaérobie. Dans le sol, il subit une dégradation microbienne avec une demi-vie de 3 à 12 mois. Il est rapidement métabolisé
et excrété par les animaux.
• chlorothalonil
Solubilité dans l'eau: 0,9 mg l-1 (25°C). Les résidus dans le sol sont dégradés assez rapidement, en 5 à 36 jours en aérobie
ou en anaérobie, et beaucoup plus rapidement en condition de submersion (de quelques heures à quelques jours). Les
résidus dans le sol ne sont pas jugés mobiles. Les résidus ne sont pratiquement pas absorbés par les mammifères.
• métalaxyl
Solubilité dans l'eau: 8,4 g l-1 (22°C), son activité résiduelle dans le sol est d'environ 70 à 90 jours.
La fumigation des sols
Des composés tels que le bromure de méthyle (utilisation désormais très restreinte depuis le Protocole de Montréal) et le 1,3-
dichloropropène sont des exemples de composés utilisés pour la fumigation des sols. Sous utilisation contrôlée, la fumigation
des sols ne pose pas de problème substantiel pour l'environnement sauf si les composés utilisés contaminent les cours d'eau
(le bromure de méthyle est très soluble dans l'eau, 13,4 g l-1 à 25 °C, le 1,3-dichloropropène est moins soluble, 2 g l-1 à 20 °C).
Les composés utilisés sont volatiles et se dissipent dans l'atmosphère lors de l'aération des sols.
DISPOSITIF EXPÉRIMENTAL
L'élaboration d'un programme complet d'échantillonnage de résidus est une entreprise immense qui va au-delà de l'objectif de
ce manuel. Il est impossible de définir un plan d'échantillonnage valable pour toutes les circonstances; les conditions locales
devront être prises en compte pour chaque cas. Cependant, la section suivante résume les points clés à garder à l'esprit lors
du prélèvement et de la conservation des échantillons de l'environnement. L'analyse des résidus peut être considérée comme
faisant partie de l'étude de l'environnement pour:
• une application de pesticides prévue
• un déversement accidentel localisé
• une contamination majeure d'un site
• une application ou une exposition prolongée à des pesticides
• une mortalité inexpliquée chez la faune sauvage.
É c h a n t i l l o n n a g e e n v u e d e l ' a n a l y s e d e r é s i d u s d e p e s t i c i d e s 131
La nature des opérations d'échantillonnage et la collecte des échantillons eux-mêmes requièrent une planification et une
réflexion attentives.Des échantillons mal prélevés ou prélevés sans prendre les précautions nécessaires peuvent conduire à des
conclusions incomplètes ou mal orientées.
Des informations générales sur les propriétés et la rémanence correspondante des différents groupes de pesticides et leurs
méthodes d'application aideront l'enquêteur à déterminer les échantillons à prélever – par ex., si les pesticides utilisés, la zone
et la méthode de traitement sont susceptibles d'affecter les facteurs biotiques ou abiotiques (ou les deux) – et aideront à
élaborer un programme d'échantillonnage de résidus approprié.
La nature exacte de l'étude et les éléments d'intérêt (sol, végétation, insectes, tissus animaux, etc.) définissent la manière dont
seront prélevés et conservés les échantillons avant leur analyse. Les chapitres 7 à 13 de ce manuel prennent en compte des
composants de la faune de l'écosystème et des processus de l'écosystème spécifiques et donnent des indications sur la collecte
et la conservation des échantillons en vue de l'analyse de résidus de pesticides, ainsi que des indications sur les problèmes
potentiels liés à l'interprétation des données sur les résidus. Ils présentent quelques principes généraux applicables à tous types
d'échantillons, qui sont repris ci-dessous.
Les évaluations peuvent porter sur des missions ponctuelles d'échantillonnage ou sur des missions plus structurées, par ex.,
une évaluation immédiate suivie de collectes régulières d'échantillons (surveillance). En général, ces dernières fourniront les
résultats les plus utiles pour l'interprétation des études de suivi de la faune; cependant, elles augmenteront également
significativement les coûts. Le type d'étude reflètera souvent la nature de l'utilisation des pesticides et leur tendance à la
rémanence ou à une durée de vie courte. L'historique du traitement de la zone, lorsqu'il est disponible, s'avèrera utile pour
identifier les sites de l'enquête et pour évaluer les données.
Les résidus présents avant le traitement
Avant de se lancer dans une étude sur l'application de pesticides, il est utile d'établir des données de référence en détectant le
taux de pesticides présent avant le traitement. Si l'utilisation des pesticides n'est pas récente, les seuls résidus susceptibles d'être
détectés sont les composés organochlorés les plus rémanents, les régulateurs de croissance des insectes (IGR) benzoylurées,
les phényl-pyrazoles et leurs métabolites ainsi que certains herbicides. Ces résidus peuvent se trouver dans le sol, les nappes
phréatiques ou les sédiments des cours d'eau. Des résidus peuvent également se trouver chez les vertébrés et les invertébrés
associés à la zone traitée, par contact direct ou par effets de la chaîne alimentaire.
L'application programmée de pesticides
Des traitements intensifs pour lutter contre les principaux ravageurs, tels que les acridiens, les chenilles défoliantes, les mouches
tsé-tsé ou les quéléas, peuvent conduire à des dépôts importants de produits hors cible et peuvent nécessiter une évaluation
approfondie (voir chapitre 4).
L'échantillonnage en vue de l'analyse de résidus ne concernera, dans la plupart des cas, que les espèces non-cibles survivantes
et des échantillons de végétation, de sol et, éventuellement, d'eau et de sédiments de surface. L'analyse des vertébrés et des
invertébrés tués par des applications directes est généralement inutile. L'analyse des résidus ne déterminera que les résidus
présents dans l'organisme au moment de l'analyse et l'interprétation de leur signification n'est pas aisée. Lorsque les
informations relatives aux applications sont connues de manière précise et, en particulier, lorsque des échantillons peuvent être
prélevés juste avant et juste après l'application, l'échantillonnage en vue de l'analyse de résidus peut être utilisé pour estimer:
• les taux d'adsorption et de dégradation des pesticides par la végétation et par la faune
• les taux d'adsorption par le sol et de mouvement dans le sol
• le taux de perte à travers le sol
• le taux de transfert vers les nappes phréatiques.
132 J . C ox
Lorsque les pesticides sont relativement peu rémanents (comme c'est le cas des organophosphorés, des carbamates ou des
pyréthrinoïdes), les résidus tendent à diminuer assez rapidement, en fonction des conditions climatiques; l'échantillonnage
devrait donc être commencé juste après le traitement, puis à des intervalles courts. La demi-vie de tout pesticides sera
significativement réduite en présence de chaleur, d'humidité, d'exposition directe à une forte lumière du soleil ou à
d'importantes populations microbiennes. La rémanence des pesticides, même les plus stables (tels que les organochlorés), sera
moindre dans les climats tropicaux par rapport aux climats tempérés. Les programmes d'échantillonnage doivent tenir compte
de ces facteurs.
Les méthodes d'application
La méthode et la précision de l'application (et l'objectif des opérations de lutte contre les ravageurs) déterminent généralement
la quantité de pesticides appliquée et leur distribution globale (voir chapitre 4 sur l'application des pesticides). Une mauvaise
application peut entraîner un excès de pulvérisation sur une zone (c.-à-d. une dose excessive), un excès de dérives de
pulvérisation ou un mauvais ciblage pouvant conduire à une contamination non-cible plus importante.
Les différents types de traitements utilisés sur le terrain sont brièvement rappelés dans les paragraphes suivants.
Opérations de pulvérisation
Les opérations de pulvérisation se rapportent à la distribution d'une solution ou d'une suspension de pesticides par un système
de buses qui produit une pulvérisation fine de gouttelettes de tailles variables ou contrôlées. La taille des gouttelettes, qui
dépend de la nature de l'équipement utilisé et des ravageurs cibles, contrôle généralement la vitesse à laquelle les gouttelettes
se déposent – les grosses gouttelettes se déposant plus rapidement que les petites. Les petites gouttelettes sont davantage
susceptibles de dériver par rapport à la zone cible, en particulier lorsqu'elles sont appliquées en présence de vent ou de
courants thermiques. Les systèmes d'application peuvent utiliser de gros volumes d'un concentré de pesticides dilué dans l'eau
ou de très petits volumes, dits ultra bas volumes (UBV), de pesticides concentrés, non dilués, dispersés sous la forme d'une fine
brume. Le premier produit généralement de grosses gouttelettes, alors que le second en produit de plus petites. Entre ces deux
extrêmes, il existe toute une gamme de techniques modifiées qui produisent différents spectres de gouttelettes (voir chapitre
4).
L'objectif de l'opération déterminera la manière dont les pesticides sont appliqués. Par exemple, les opérations de pulvérisation
visant à asperger la cible (par ex., certaines techniques de lutte contre les quéléas) utiliseront des tailles de gouttelettes et des
doses plus importantes. Lorsque la cible est constituée de petits insectes volants, des gouttelettes plus fines seront plus
adaptées, même si cette approche peut être utilisée pour les quéléas avec une formulation UBV. La tendance des gouttelettes
fines à la dérive peut être utilisée délibérément pour déposer des embruns sous le vent sur la cible, mais elle peut également
être la conséquence d'une mauvaise application. La hauteur à partir de laquelle est appliqué le pesticides peut aussi être un
facteur (c.-à-d. pulvérisation terrestre ou aérienne). Dans toutes ces situations, l'ampleur de la dérive des pesticides détermine
la fréquence de l'échantillonnage et la taille de la zone d'échantillon.
Lorsque les pesticides ont été appliqués en UBV et que les gouttelettes sont petites, les résidus auront tendance à être
davantage dispersés et à adhérer à la végétation (arbres, buissons ou graminées) – la proportion de produit qui atteint le sol
sera ainsi bien moindre. En général, le couvert végétal, s'il est présent, constituera donc la principale cible des programmes
d'échantillonnage. Lorsque les pesticides ont été appliqués en solution aqueuse, donc en gros volumes, une proportion plus
importante de produit atteindra le sol et ce, quelle que soit la cible. Le sol et le couvert végétal devraient présenter, au moins
initialement, les taux de résidus les plus élevés et doivent donc être la principale cible des programmes d'échantillonnage. La
seconde cible de l'échantillonnage est constituée par les espèces vivant dans le sol ou le couvert végétal et les espèces
supérieures qui peuvent accumuler des résidus à travers les effets de la chaîne alimentaire.
É c h a n t i l l o n n a g e e n v u e d e l ' a n a l y s e d e r é s i d u s d e p e s t i c i d e s 133
Traitements par poudrage
Les traitements par poudrage du terrain (par ex., ceux utilisés pour les opérations de lutte contre les acridiens) consistent à
disperser une poudre diluée (une fine poudre contenant généralement 0,5 à 2% de m.a.) à l'aide d'un pulvérisateur porté par
un véhicule. Une application manuelle peut également être effectuée si l’équipement est limité. Ces traitements peuvent
impliquer l'application de grandes quantités de produit, le dépôt de poudre étant alors bien visible.De petites quantités peuvent
dériver par rapport au site cible et entraîner des effets non cibles.Avec cette technique, toute une gamme de pesticides peut
être utilisée, dont certains sont rémanents, par ex. l'hexachlorocyclohexane (HCH, également appelé hexachlorure de benzène,
BHC). Les résidus de ces composés peuvent être détectés longtemps après l'application, en particulier dans les échantillons de
sol, de végétation, de vertébrés et d'invertébrés qui sont entrés en contact avec le sol ou la végétation traitée.
Traitements par bains
Les traitements par bains sont généralement utilisés en médecine vétérinaire ou pour la protection des fruits après leur récolte.
Dans ce type de traitements, une solution ou une suspension de pesticides est préparée et l'animal, ou le fruit, y est immergé.
L'échelle de l'opération dépend de la quantité et de la taille des éléments à traiter. En fonction de l'endroit où l'opération est
menée, il peut y avoir une contamination locale due aux éclaboussures ou au ruissellement. Ce qui est plus important, une
contamination localisée peut se produire sur le site où les pesticides utilisés sont déchargés, en particulier en cas de
déversement sur un terrain ouvert, de drainage dans un cours d'eau ou dans une fosse creusée dans le sol. Le lessivage ou la
perturbation du site qui s'ensuit peut étendre la contamination à d'autres sites. Lorsque le site est adjacent à un cours d'eau
ou lorsque les animaux traités sont susceptibles d'entrer dans l'eau, une contamination plus étendue peut se produire en aval.
Il existe également une possibilité, même si elle est faible, de contamination des fèces suite aux bains (voir les pour-on).
L'échantillonnage des résidus doit donc être focalisé sur l'eau (même si la contamination est généralement transitoire), les
sédiments, la végétation aquatique, les poissons et les mollusques collectés en aval du site de contamination. L'échantillonnage
des fèces de la faune peut également être une source d'informations.
Application de granulés
Les pesticides sous forme de granulés peuvent avoir deux fonctions distinctes. La première est liée à l'utilisation de matières
actives particulièrement toxiques qui présentent un risque pour l'opérateur si elles sont utilisées sous forme de poudre ou de
pulvérisation diluée. Dans ce cas, le produit est élaboré sous la forme d'un granulé plus lourd, ce qui réduit substantiellement
le risque associé aux mouvements de la poudre, des petites particules et des gouttelettes.
La seconde est liée au mécanisme de libération lente de la matière active contenue dans les granulés: la libération de la matière
active est ainsi contrôlée pour permettre une lutte active prolongée dans le temps.
Les granulés sont généralement utilisés comme traitement contre les ravageurs des sols tels que les nématodes, les limaces, les
vers gris ou les termites, et sont situés autour de la base des plantes ou des structures sensibles. Parfois, le granulé ou la capsule,
est déposé sur le sol ou, le plus souvent, incorporé dans le sol pour le protéger (cela protège également les espèces non-cibles).
La contamination de l'environnement est donc localisée, mais le transport de résidus de matière active contenue dans les
granulés/capsules par le sol alentours est voulu. La rémanence des résidus dépend de la matière active et des caractéristiques
du granulé. Une contamination localisée de la surface de l'eau peut avoir lieu lorsque les granulés sont répandus près de rigoles
d'irrigation, de petits ruisseaux, d'étangs, etc. Cela se produit directement par application à la volée ou par ruissellement après
de fortes pluies. Les eaux souterraines ne seront contaminées que dans des cas extrêmes ou lorsque le niveau de la nappe
phréatique est particulièrement élevé. Certains effets localisés sur des espèces non-cibles qui vivent dans le sol ou sur des
espèces supérieures à travers les effets de la chaîne alimentaire peuvent se produire. Par ailleurs, les oiseaux sont
particulièrement susceptibles d'ingérer des granulés et peuvent subir des effets aigus ou chroniques suite à un mauvais usage
ou une mauvaise incorporation dans le sol.
134 J . C ox
Appâts
Les appâts sont généralement utilisés contre les invasions de ravageurs spécifiques et rarement dans des zones ouvertes. La
forme d'appât la plus courante est constituée par les blocs composés de céréales traitées utilisés pour lutter contre les rats et
les souris. En de rares occasions, ils peuvent être utilisés dans des plantations, mais ils sont généralement réservés à la lutte
contre les invasions dans des installations domestiques, des usines ou des entrepôts.Ainsi, leur libération est contrôlée et en
raison de la nature des pesticides utilisés dans les appâts, l'étendue de la contamination de l'environnement est limitée.
Cependant, les appâts insecticides (généralement du son traité à l'insecticide) sont parfois utilisés pour lutter contre les
acridiens et les sauteriaux, ainsi que certaines fourmis et termites. Ces appâts sont susceptibles d'être ingérés par des espèces
non-cibles; ils sont donc généralement utilisés dans des zones où ce risque est minime (par ex., les zones désertiques). Le risque
de contamination de l'environnement est limité, bien que dans des zones où les appâts sont répandus en bandes ou à la volée,
il y ait une contamination localisée. Les résidus seront surtout détectés dans le sol où les appâts ont été incorporés au cours
du temps et chez les espèces qui vivent dans le sol; les résidus sont rarement présents dans la végétation.
Brumisation
L'application de pesticides par brumisation est désormais rarement pratiquée sur le terrain et constitue une technique réservée
aux entrepôts où une fine brume de pesticides en suspension dans une huile est générée par la pulvérisation d'un mélange
huile/produit à travers un tuyau d'échappement chaud. Cette technique ressemble davantage à une fumigation et même si elle
n'est utilisée qu'occasionnellement pour traiter des canopées de forêt dense, des cultures, des plantations ou des vergers, elle
entraîne une dérive significative de fine brume de pesticides et son champ d'application est limité. Si elle est utilisée, cette
technique laisse potentiellement des résidus sur la végétation, plutôt que dans le sol. La contamination de l'eau ne se produira
que si le traitement a été appliqué à proximité de points d'eau ouverts.
Pour-on (application topique)
Les pour-on sont des insecticides (généralement des composés pyréthrinoïdes synthétiques) utilisés à des fins vétérinaires, qui
sont appliqués sur le dos du bétail pour lutter contre les mouches piqueuses/suceuses. Ils sont de plus en plus utilisés dans des
zones d'Afrique où la mouche tsé-tsé est répandue. La contamination du sol par ruissellement direct des pesticides est souvent
minime, bien qu'elle puisse être significative si le bétail récemment traité est exposé à de fortes pluies. De même, les cours
d'eau pourraient être contaminés si le bétail entre dans des rivières ou des ruisseaux pour s'abreuver. Des résidus de ces
composés ont été détectés dans les fèces de bétail à des taux faibles, bien que ces résidus puissent être significatifs pour des
espèces telles que les bousiers qui se nourrissent de bouse de vache (Vale et Grant, 2002). Les échantillons les plus appropriés
en vue d'une analyse sont les bouses (fraîches ou séchées) de vache (ou d'autre bétail) et les scarabées trouvés dans la zone
de traitement ou à proximité. L'analyse d'échantillons de sol ne sera probablement pas utile.
Déversement accidentel localisé
Les déversements affectent généralement une zone relativement restreinte, bien que la concentration du produit déversé soit
souvent bien supérieure à celle d'une pulvérisation diluée, ce qui peut avoir des conséquences très importantes pour les
communautés et la faune et la flore alentours.
Lors de la sélection d'échantillons appropriés en vue d'une analyse, les facteurs suivants doivent être pris en compte.
• La zone de contamination est-elle circonscrite par des barrières naturelles ou artificielles?
• La zone de contamination est-elle clôturée ou une clôture peut-elle être érigée?
• Quels pesticides ont été déversés, en quelle quantité et sous quelle forme?
• Si le déversement a eu lieu sur un terrain ouvert naturel, quelle est la nature du sol (sablonneux/argileux)?
• À quelle distance de cours d'eau ouverts ou de nappes phréatiques ou sources a eu lieu le déversement?
• Si la zone n'est pas clôturée, des animaux de pâturage y ont-ils accès?
• Quelles espèces existent naturellement dans la zone?
La réponse à ces questions vous aidera à définir le type d'échantillons à prélever.
É c h a n t i l l o n n a g e e n v u e d e l ' a n a l y s e d e r é s i d u s d e p e s t i c i d e s 135
Lors de l'examen du foyer de contamination, il faut porter des vêtements de protection (voir le chapitre 3 sur la sécurité/les
précautions à prendre). Pour les incidents majeurs, une analyse préliminaire des résidus contenus dans des échantillons de sol
doit être effectuée de toute urgence pour définir l'ampleur de la contamination principale et la nature et concentration des
résidus. Cela permettra de définir les zones de travail sans danger et aidera à élaborer le plan d'évaluation.
Contamination majeure d'un site
Lorsque la libération de pesticides dans l'environnement est importante, la probabilité d'une contamination plus étendue à
travers la migration ou le lessivage dans le sol est significativement plus élevée, en particulier lorsque le produit est miscible à
l'eau et lorsque les agents de formulation encouragent la propagation du produit. Les conséquences de la contamination
majeure d'un site (par ex., par une usine industrielle, un centre de formulation ou un important stock de pesticides détruit)
seront généralement durables, avec un réservoir important de matériaux susceptibles de se répandre. Cela pose de gros
problèmes pour procéder à une décontamination efficace du site. Les conséquences sur l'environnement peuvent être
considérables et l'échelle des opérations d'évaluation sera d'autant plus vaste.
Les points susmentionnés pour les déversements localisés s'appliquent également aux incidents majeurs. Le problème de la
contamination des personnes risque d'être significativement aggravé et la nécessité de porter des vêtements de protection, au
moins jusqu'à ce que les résultats des analyses préliminaires soient disponibles, est particulièrement importante.
Mortalité inexpliquée de la faune
La cause de la mortalité de la faune peut être déterminée par une autopsie des tissus pour rechercher les résidus. Les
échantillons doivent être collectés et transférés le plus rapidement possible au laboratoire d'analyses. Lorsque des retards dûs
au transport sont probables, le recours au formol (voir ci-dessous) peut être utile.
La mesure du taux d'acétylcholinestérase chez les animaux à sang chaud est un indicateur utile de l'exposition aux
organophosphorés et aux carbamates; ces mesures peuvent être effectuées sur le terrain en utilisant des échantillons de sang
prélevés chez l'animal. Des kits sont disponibles dans le commerce chez les fournisseurs vétérinaires. Les échantillons de tissu
cérébral doivent être convenablement congelés et nécessitent une manipulation et une interprétation par un spécialiste.
Les échantillons prélevés dans l'habitat de l'animal mort peuvent également être utiles, bien que le lieu d'ingestion ou
d'absorption puisse être distant du lieu de la mort – cela dépend des pesticides et de l'animal en question.
PRÉVENIR LA CONTAMINATION D'UN ÉCHANTILLON
Les propriétés physico-chimiques propres à chaque pesticides affectent leur comportement dans l'environnement et leur
devenir. L'échantillonnage de résidus doit en tenir compte.
136 J . C ox
Protection individuelle
Il peut y avoir un risque de contamination individuelle lors de l'accès à une zone fortement traitée ou contaminée. Lorsque le
traitement a eu lieu moins de 24h avant l'accès au site, le port de vêtements de protection et de masques constitue une bonne
précaution.Même au-delà de cette période, il faut porter des gants lors de la collecte des échantillons, éviter d'exposer la peau
nue en portant des vêtements et ne pas entrer pieds nus dans une zone contaminée. Se rappeler que les gants et les vêtements
peuvent également être contaminés, ce qui peut entraîner la contamination des échantillons collectés; porter des gants propres
et jetables pour chaque échantillon. Les vêtements portés durant l'échantillonnage dans une zone contaminée doivent être lavés
dès que possible à l'eau chaude et au détergent (voir chapitre 3).Avant de passer d'une zone contaminée par des pesticides à
une autre contaminée par des produits différents, non traitée ou non contaminée, il faut changer de vêtements.
Sélection des échantillons
Chaque élément du processus de collecte d'échantillons en vue de l'analyse de résidus, à savoir la nature des échantillons, les
critères de sélection de ces derniers, leur emplacement, leur quantité et leur conservation, sont cruciaux et l'analyse qui en
résulte sera inutilisable si l'échantillon n'est pas représentatif ou s'il a été altéré d'une quelconque façon, par ex., s'il a été
contaminé pendant ou après l'échantillonnage ou s'il a subi une détérioration suite à une exposition à la lumière, à des
températures élevées, etc.
La nature de l'échantillonnage dépendra des objectifs qui le sous-tendent. Un programme adapté à la zone et aux matériaux à
échantillonner doit être correctement élaboré et clairement défini à l'avance. Dans la mesure du possible, il faut adopter un
système d'échantillonnage approprié, basé sur des statistiques (voir chapitre 2). Les points d'échantillonnage doivent être choisis
et marqués de sorte qu'ils puissent être revisités si des échantillons supplémentaires s'avèrent nécessaires pour confirmer ou
approfondir des résultats.
Récipients destinés aux échantillons et prévention de leur contamination
Tous les récipients destinés aux échantillons doivent être propres (à l'intérieur et à l'extérieur). Il est préférable d'utiliser des
récipients neufs; s'ils doivent être réutilisés, les récipients doivent être soigneusement nettoyés à l'aide d'un solvant très pur
(hexane ou acétone) entre chaque utilisation. Il est préférable d'utiliser des récipients en verre, en téflon ou en aluminium
extrudé. Les échantillons solides peuvent être enveloppés dans une feuille d'aluminium et placés dans des sacs ou récipients en
polyéthylène ou en polypropylène.Le chlorure de polyvinyl (PVC) ne doit pas être utilisé car il peut être source de
contamination des échantillons. Du papier filtre ou du papier buvard peut être nécessaire pour envelopper les échantillons
de végétation. Les récipients et les emballages destinés aux échantillons et utilisés pour la collecte et le transport de ces
derniers ne doivent pas entrer en contact avec des pesticides, quels qu'ils soient, et doivent être stockés à distance de toute
source de pesticides. De même, tout autre matériel utilisé durant l'échantillonnage (pelles, déplantoirs, tarières, filets, etc.) doit
être nettoyé et mis à l'abri de tous pesticides. Les gants jetables portés durant l'échantillonnage ou le sous-échantillonnage ne
doivent utilisés qu'une seule fois.
Les outils utilisés durant l'échantillonnage (carottiers, pelles ou couteaux) doivent être nettoyés après utilisation. Un nettoyage
à l'eau (ou à l'eau et au détergent) suivi d'un rinçage à l'acétone est ce qu'il y a de plus efficace. À défaut, l'outil doit être nettoyé
à l'acétone, en utilisant un chiffon (ou autre matériau) propre, imprégné d'acétone (porter des gants résistants aux solvants
pour manipuler l'acétone).
Les personnes qui collectent des échantillons doivent elles-mêmes être propres et ne doivent pas avoir été impliquées dans
des opérations de pulvérisation avant l'échantillonnage, sauf si elles se sont lavées et ont changé tous leurs vêtements. Les
vêtements portés durant l'échantillonnage ne doivent pas avoir été portés au cours d'une application de pesticides ou de
précédentes visites dans des zones contaminées, même à distance de plusieurs jours de l'échantillonnage.
Tous les récipients destinés aux échantillons doivent être convenablement et correctement étiquetés. Deux types d'étiquettes
sont à utiliser: l'une placée à l'intérieur du récipient (inscription au crayon sur du papier), l'autre placée à l'extérieur contenant
toutes les informations pertinentes inscrites au feutre indélébile. Les échantillons peuvent être affectés de codes individuels et
uniques, dont la description figurera sur une feuille à part; une copie de cette feuille doit accompagner les échantillons à tout
moment.
É c h a n t i l l o n n a g e e n v u e d e l ' a n a l y s e d e r é s i d u s d e p e s t i c i d e s 137
Conservation des échantillons et dégradation des pesticides
Les résidus de pesticides contenus dans les échantillons collectés peuvent être dégradés par des processus biologiques et
chimiques, à une vitesse qui dépend de la nature des produits présents. Les produits chlorés (tels que l'aldrine, le lindane ou le
DDT) seront dégradés relativement lentement, alors que les organophosphorés et les carbamates (tels que le fénitrothion ou
le carbaryl) seront dégradés beaucoup plus rapidement. En présence de chaleur et d'humidité, la dégradation est beaucoup plus
rapide, y compris pour les produits chlorés; il est donc important que les échantillons soient transportés sans délai au
laboratoire d'analyses. Dans la mesure du possible, les échantillons doivent être manipulés de manière à minimiser le risque (et
la vitesse) de dégradation.
Les échantillons de terre seront généralement placés dans une glacière maintenue entre 4 et 8 °C après leur collecte. La vitesse
de dégradation des pesticides est réduite lorsque la température est basse. Ils doivent être transférés dans un réfrigérateur dès
leur arrivée à la base. Pour la plupart des échantillons en vue de l'analyse de résidus, on recommande la congélation, à moins
qu'ils puissent être analysés (ou extraits) dans les 24 à 36h. Les échantillons de tissu ou les échantillons qui renferment une
humidité importante (tissu d'oiseau ou d'animal, poisson, végétation, etc.) ne doivent pas être congelés sauf si:
• la durée du stockage avant le transport au laboratoire est supérieure à 2 ou 3 jours. Cette durée peut varier
considérablement en fonction de la nature de l'échantillon et de la nature chimique des résidus;
• on peut garantir que l'échantillon, une fois congelé, peut être transporté au laboratoire d'analyses sans risque de
décongélation.
Lorsque les échantillons ne sont pas congelés, d'autres types de précautions doivent être pris; ils sont décrits plus loin dans les
fiches méthodologiques. Ces procédures différentes ne sont pas efficaces à 100% pour contrer les processus de dégradation
et de pertes de pesticides, qui auront lieu malgré tout. Cependant, elles réduiront la vitesse de la dégradation au cours du
transport vers le laboratoire ou vers les installations de stockage adéquates.
Lorsque l'identité des pesticides présents dans l'échantillon analysé est connue, des échantillons de terrain (“dopés”, voir ci-
dessous) peuvent être préparés et soumis aux mêmes délais et conditions de stockage et de transport que les échantillons de
terrain déjà analysés. L'analyse de ces échantillons ‘dopés’, parallèlement aux autres échantillons, constituera une indication de
la vitesse et de l'ampleur de la dégradation des pesticides présents dans les échantillons. Les échantillons ‘dopés’ doivent
donc être préparés lorsque c'est possible.
Les échantillons de terrain sont préparés en ajoutant des quantités connues de pesticides à un matériau non traité de même
nature (issu d'une autre source, si l'on suspecte tous les matériaux locaux d'être contaminés) ou à d'autres échantillons de
terrain contaminé (c.-à-d. en augmentant leur charge de résidus). Les pesticides, généralement inclus dans des solvants
organiques ou comme produit de formulation, peuvent être préparés par le laboratoire d'analyses impliqué dans les opérations,
en vue d'être appliqués sur le terrain à l'aide d'une simple pipette ou d'une seringue hypodermique.Des conseils et instructions
détaillés doivent être fournis par le laboratoire, ainsi que les précautions de stockage et de sécurité relatifs aux pesticides en
question.
Transport vers le laboratoire d'analyses
Il est important que les échantillons soient livrés au laboratoire responsable des analyses au plus tôt. Il est tout aussi important
que le laboratoire sache exactement quand les échantillons doivent être livrés, afin qu'il se prépare à les réceptionner. Ces
informations (en particulier lorsque le laboratoire est distant et les échantillons sont transportés par voie aérienne et/ou par
coursier, plutôt que remis personnellement) peuvent prévenir un retard inutile et une perte supplémentaire éventuelle de
résidus des échantillons, surtout lorsque des déplacements internationaux sont impliqués. Des informations adéquates fournies
au laboratoire destinataire peuvent souvent accélérer le dédouanement et la livraison des échantillons.
138 J . C ox
TECHNIQUES D'ÉCHANTILLONNAGE
Échantillonnage du sol
Il commencera généralement par l'examen du profil du sol. Les résidus des échantillons initiaux sont normalement confinés aux
5 cm supérieurs (principalement au 1er cm, mais cela dépend de la structure du sol).Après application, au cours du temps, on
peut observer un mouvement des pesticides vers le bas, en particulier après de fortes pluies et lorsque le sol présente une
texture fine et sablonneuse (voir chapitre 5). La rémanence relativement courte des organophosphorés ne donnera
probablement pas lieu à une dispersion significative des résidus dans le sol.
La nature de l'échantillon de sol indiquera la nécessité de suivre le mouvement vertical des pesticides ou de déterminer quels
produits sont présents et à quelle concentration. Dans le premier cas, il faudra prélever un profil profond. Dans le second cas,
un prélèvement à la benne (d'une profondeur équivalente à une bêche) grossièrement mélangé sera généralement satisfaisant.
Pour prélever un échantillon du profil de profondeur, une tarière, ou un autre outil permettant de prélever des carottes, est
habituellement nécessaire. La carotte est coupée à différentes profondeurs et les sous-échantillons qui en résultent sont
emballés séparément en vue de l'analyse. À défaut d'outils adéquats, si le sol est suffisamment ferme et ne s'effondre pas, un
profil de profondeur peut être obtenu à l'aide d'une bêche propre. Pour ce faire, creuser un trou dans le sol de la profondeur
de la bêche; l'un des bords du trou doit être vertical et un espace suffisant doit être dégagé devant la bêche pour pouvoir la
retirer facilement avec la terre qu'elle contient. Une fois le trou préparé, la bêche est enfoncée verticalement dans le sol à 5-7
cm du bord vertical du trou et une tranche de terre est prélevée.Cette tranche de terre peut ensuite être coupée pour obtenir
le profil de sol souhaité.
Les échantillons de sol doivent toujours être soigneusement examinés pour retirer les pierres, feuilles ou autres matières
végétales qui s'y trouvent.
On a déjà évoqué l'importance du nettoyage des outils utilisés pour l'échantillonnage: les nettoyer d'abord à l'eau et au
détergent, puis les rincer à l'acétone. Laisser l'outil sécher avant de le réutiliser. Si l'eau/le détergent n'est pas disponible, essuyer
ou brosser l'outil et le nettoyer soigneusement à l'acétone.
Limites Il peut y avoir une perte rapide de pesticides contenus dans les premiers centimètres de terre si la température est
élevée; un échantillonnage peu profond peut donc passer à côté de résidus significatifs.
Procédure Les échantillons requièrent la disponibilité d'un laboratoire d'analyses disposant de ressources suffisantes pour
permettre l'extraction des résidus, puis l'élimination des éléments extraits simultanément susceptibles d'interférer, avant
analyse par chromatographie gaz-liquide (GLC) et par chromatographie en phase liquide à haute performance (HPLC).
Données obtenues Identité des pesticides présents et leur concentration. Les données relatives au profil du sol peuvent aider à
déterminer la rémanence des pesticides présents et la vitesse de lessivage (qui dépend du type de sol et de sa teneur en
matières organiques).
Nombre d'échantillons Il dépend de l'étendue de la zone d'échantillonnage et du système d'échantillonnage statistique. Cinq
carottes au minimum doivent être prélevées pour un échantillon composite et deux échantillons répétés au minimum doivent
être prélevés des carottes en vue de l'analyse.
Période d'échantillonnage Juste après le traitement ou la détection de la contamination, puis à intervalles de 2 à 3 mois (pesticides
chlorés) ou de 5 à 14 jours (autres classes de pesticides). Dans la mesure du possible, les échantillons doivent être prélevés
pendant la saison sèche et pendant la saison des pluies afin de les comparer.
Matériel Pelle (déplantoir ou bêche) ou tarière (carottier) pour les prélèvements, récipients destinés aux échantillons en verre
ou en aluminium, matériel de nettoyage (pour les outils d'échantillonnage), étiquettes et glacière. Une protection pour la terre
prélevée peut être fabriquée à l'aide de tubes en acier.
Personnel requis 1 ou 2 personnes selon le nombre d'échantillons.
Échantillonnage de l'eau
En général, l'eau, et en particulier celle des cours d'eau qui ont été soumis à un traitement excessif, ne contiendra des résidus
de pesticides que pendant une courte période après l'application. Il existe des exceptions, mais habituellement, même si la
solubilité dans l'eau est relativement élevée ou si la vitesse de dégradation est lente, les pesticides seront souvent absorbés par
les sédiments ou par d'autres matières organiques et disparaîtront de la solution aqueuse. Avec certaines formulations de
pesticides, les résidus peuvent former un film à la surface au lieu de se disperser.
É c h a n t i l l o n n a g e e n v u e d e l ' a n a l y s e d e r é s i d u s d e p e s t i c i d e s 139
Les échantillons d'eau contiennent souvent des matières en suspension. Dans la plupart des cas, les matières en suspension
contiennent beaucoup plus de résidus de pesticides que l'eau elle-même; leur inclusion doit donc être soigneusement réfléchie.
Pour maintes raisons, l'eau et les matières en suspension sont souvent considérées comme un ensemble, alors que pour
certaines, il serait judicieux de les séparer, par filtration, pour une analyse différenciée. Les matières en suspension peuvent
également poser des problèmes à la personne chargée de l'analyse et une séparation peut s'avérer nécessaire dans la pratique.
Lorsque les composants sont analysés séparément, les valeurs obtenues peuvent ensuite être exploitées ensemble ou
séparément.
La collecte d'échantillons d'eau requiert un examen approfondi et le point de départ consiste à se demander pourquoi on
prélève des échantillons. La réponse à cette question aidera à identifier le point d'échantillonnage approprié. D'autres éléments
à déterminer sont:
• L'échantillon doit-il être prélevé près du rivage ou plus loin dans la rivière/le lac? Dans le second cas, un bateau peut être
nécessaire.
• À quelle profondeur doit être prélevé l'échantillon – à la surface, sous la surface ou plus profondément? (Il peut y avoir des
variations en fonction de la température, de la présence de films de polluants en surface ou de végétation en
décomposition, ou de la présence de sédiments à des profondeurs données.) Cela affectera le matériel d'échantillonnage
à utiliser et certaines étapes de la méthodologie.
• Des cours d'eau se jettent-ils dans la rivière ou le lac à échantillonner et les résultats sont-ils différents de ceux obtenus
à partir d'échantillons prélevés ailleurs dans la rivière ou le lac, par ex. en amont du point où se jette un cours d'eau?
L'analyse de l'eau (Barcelo, 1991) est difficile car si l'extraction de l'échantillon par le laboratoire est significativement retardée,
tout résidu présent peut être dégradé ou absorbé par les parois du récipient contenant l'échantillon. Il faut donc conserver
l'échantillon au froid et le transporter aussi rapidement que possible vers le laboratoire. D'autres méthodes existent, selon
lesquelles l'échantillon peut être extrait sur le terrain en utilisant la technologie de l'extraction en phase solide (SPE,
International Sorbent Technology, 1995; Font et al., 1993;Albanbis et Hela, 1993; Hendriks, 1993; Land,1994), à condition qu'un
matériel de base soit disponible (pour plus d'information, se reporter aux spécifications du fabricant ou aux procédures
spécifiques publiées dans la presse scientifique). Les échantillons extraits de cette manière sont plus stables qu'en solution, bien
que pour garantir une analyse fiable, ils doivent toujours être transportés vers le laboratoire aussi rapidement que possible. Le
volume d'eau nécessaire à l'analyse varie en fonction de la sensibilité aux analyses des pesticides pris individuellement et de la
méthode d'extraction. Les volumes couramment utilisés sont compris entre 0,5 et 2 litres.
Les données peuvent indiquer une contamination. Sa signification ne peut être déterminée que par un suivi régulier pour voir
si les résidus restent ou s'ils se sont propagés, par ex., plus loin dans une rivière ou à d'autres puits/trous de sonde reliés à la
même nappe aquifère à la même profondeur.
Les récipients utilisés pour le transport et le stockage des échantillons en vue d'une analyse de résidus doivent être nettoyés
à l'eau propre, puis rincés à l'acétone. On les laissera à sécher avant de les réutiliser.
Limites Les résidus contenus dans l'eau peuvent être transitoires dans la nature, en fonction du flux de l'eau, des pluies, etc.
Différentes techniques analytiques sont nécessaires si les échantillons doivent être analysés pour une gamme de pesticides
représentant différents groupes/caractéristiques chimiques. Les niveaux de sensibilité aux analyses sont également
significativement différents.
ProcédureAnalyse par GLC et HPLC après extraction des résidus de l'eau dans un solvant organique approprié et détermination
de la concentration de l'extrait obtenu.
Données obtenues Identité des pesticides et/ou des métabolites présents et leur concentration approximative.
Nombre d'échantillons Chaque point de prélèvement identifié doit être échantillonné en double (au minimum).
Période d'échantillonnage Immédiatement après le traitement ou la détection d'une éventuelle contamination. Habituellement
pendant la saison des pluies et la saison sèche (deux échantillonnages au cours de chaque saison).
Matériel Le dispositif d'échantillonnage pour le prélèvement d'échantillons à la surface de l'eau peut être constitué d'une
bouteille en verre disponible sur place de 0,75 à 1 litre dotée d'un bouchon à vis (soigneusement nettoyés au savon et à l'eau
et rincés à l'acétone). La cage métallique contenant ce dispositif peut également être construite (ou adaptée) à partir de
matériaux disponibles (voir illustration dans la fiche méthodologique). Un dispositif d'échantillonnage à une profondeur donnée
peut être constitué d'une bouteille en verre du même type, avec un bouchon en liège ou en caoutchouc pour obturer le col
de la bouteille, une perche en bois, bambou ou métal et du fil épais ou du métal fin (voir la fiche méthodologique pour le
montage). Récipients en verre propres avec des bouchons en téflon pour les échantillons d'eau, étiquettes, glacière, carte et/ou
GPS.
Personnel requis 1 personne (2 si possible).
140 J . C ox
Échantillonnage des sédiments
Les échantillons de sédiments peuvent être difficiles à collecter, mais ils sont importants dans une opération d'échantillonnage
de résidus. Les sédiments de fond se trouvent généralement dans les eaux stagnantes ou, pour les rivières et les cours d'eau,
loin des courants rapides; ils doivent être échantillonnés en utilisant un dispositif approprié en fonction de la profondeur de
l'eau. Des dispositifs de prélèvement à la benne sont disponibles dans le commerce, mais peuvent être relativement coûteux et
ne sont pas toujours pratiques à transporter; une pelle, ou un outil similaire, fixée à une perche ou à un outil similaire, peut
être efficace dans une eau assez peu profonde (voir fiche méthodologique).
Les solides en suspension dans les eaux non stagnantes peuvent être collectés par filtration de l'eau. Des volumes relativement
importants d'eau doivent être filtrés pour obtenir un échantillon valable de sédiments; cela peut s'avérer pénible et long.
L'utilisation de pompes à vide portables, lorsqu'elles sont disponibles, et de systèmes de filtration sur Büchner peuvent
considérablement accélérer ce processus.
Limites Il est difficile d'accéder aux échantillons situés à distance des berges de la rivière/du lac sans bateau; il existe des
restrictions relatives à l'échantillonnage en eau profonde.
Procédure Les échantillons requièrent la disponibilité d'un laboratoire d'analyses disposant de ressources suffisantes pour
permettre l'extraction des résidus à partir des tissus, puis l'élimination des produits extraits simultanément dans les tissus
susceptibles d'interférer avec les résultats, avant analyse par GLC et par HPLC.
Données obtenues Identité des pesticides ou des métabolites présents et indication de leur concentration approximative.
Nombre d'échantillons Au minimum deux échantillons répétés par point de prélèvement identifié.
Période d'échantillonnage Immédiatement après le traitement ou la détection d'une contamination. La fréquence de
l'échantillonnage dépend du type de pesticides; 2 à 3 mois pour les produits chlorés, 1 à 2 semaines pour les autres catégories
de pesticides.
Matériel Dispositif d'échantillonnage approprié qui peut être fabriqué à partir d'un petit pot ou plateau métallique disponible
sur place (par ex., une boîte de conserve vide coupée à une hauteur de 6 cm) fixé à une perche de 2 à 3 m de long. Récipients
destinés aux échantillons en verre ou en aluminium, bottes ou cuissardes imperméables, étiquettes et matériel de nettoyage
(pour le dispositif d'échantillonnage).
Personnel requis 1 ou 2 personnes selon le nombre d'échantillons.
Échantillonnage de la végétation
La végétation est l'élément sur lequel les dépôts sont les plus importants après des opérations de pulvérisation, de poudrage
ou autre (sauf pour les zones désertiques) et elle constitue un bon indicateur de la vitesse probable d'ingestion des résidus par
les animaux de pâturage ou par les vertébrés/invertébrés qui vivent sur/dans cette végétation. Il faut manipuler les échantillons
de végétation avec précaution car les résidus initiaux se déposent en surface et sont susceptibles d'être facilement délogés. En
fonction de la nature des pesticides, l'adsorption à long terme des résidus par les feuilles peut être limitée, et les résidus peuvent
rester en surface (même s'ils sont moins susceptibles d'être facilement délogés) jusqu'à leur dégradation par l'exposition à la
lumière du soleil et par les pluies; certains résidus seront lavés et tomberont sur le sol situé juste en dessous.
Les échantillons de végétation peuvent poser des problèmes particuliers. S'ils sont conservés dans des sacs en polyéthylène ou
dans des bocaux en verre, ils perdent rapidement leur humidité, qui se condense sous forme d'eau à l'état libre, altérant la
nature de l'échantillon et, lorsque ce dernier ne peut être réfrigéré, conduisant au développement rapide de moisissures
susceptibles de promouvoir la dégradation microbienne des pesticides et, dans les cas extrêmes, d'être à l'origine d'un danger
pour la santé du manipulateur. Ces conditions doivent être évitées dans la mesure du possible.
É c h a n t i l l o n n a g e e n v u e d e l ' a n a l y s e d e r é s i d u s d e p e s t i c i d e s 141
En fonction de la nature de la végétation (taille, forme, etc.), une méthode utile consiste à envelopper l'échantillon dans du
papier filtre ou du papier buvard propre et à mettre l'échantillon ainsi protégé dans une enveloppe en papier propre. L'ajout
d'un petit sachet de gel de silice dans l'enveloppe, qui est ensuite fermée, aide à réduire la formation de moisissures. Lorsque
du papier filtre ou du papier buvard n'est pas disponible, des serviettes ou chiffons en papier peuvent être utilisés. Cependant,
ces échantillons doivent être portés au laboratoire d'analyses pour vérifier la présence éventuelle d'éléments extraits
simultanément, qui pourraient interférer avec l'analyse.Dans la mesure du possible, une analyse de la validité des matériaux doit
être effectuée avant de commencer l'échantillonnage. Encore une fois, il est recommandé de transporter rapidement ces
matériaux vers le laboratoire d'analyses.
Limites Des variations substantielles peuvent être observées dans les résidus à la surface de la végétation, en fonction de la
nature de la méthode d'application.
Procédure Les échantillons requièrent la disponibilité d'un laboratoire d'analyses disposant de ressources suffisantes pour
permettre l'extraction des résidus à partir des tissus, puis l'élimination des produits extraits simultanément dans les tissus
susceptibles d'interférer avec les résultats, avant analyse par GLC et par HPLC.
Données obtenues Identité des pesticides présents et leur concentration au moment du prélèvement.
Nombre d'échantillons Il dépend de l'étendue de la zone traitée, de la nature du traitement et de la nature et densité du couvert
végétal. En règle générale, il est préférable de prélever trop d'échantillons que trop peu; il est plus facile de jeter des échantillons
après avoir obtenu les résultats préliminaires que de regretter l'absence d'information cruciale. Il faut généralement prélever
un minimum de 25 échantillons.
Période d'échantillonnage Les échantillons doivent être prélevés avant et immédiatement après le traitement, puis de nouveau à
intervalles de 7 jours.
Matériel Ciseaux, papier buvard ou papier filtre, enveloppes en papier, étiquettes, gel de silice, gants jetables et glacière.
Personnel requis 1 ou 2 personnes selon le nombre d'échantillons.
Échantillonnage de tissus
Sur le terrain, lorsque l'accès immédiat à un lieu de stockage frigorifié (3 à 5 °C) est impossible, le corps entier, les tissus
musculaires, les organes et les viscères des poissons, oiseaux, amphibiens, reptiles ou petits mammifères (voir les chapitres
correspondants pour les méthodes de capture) peuvent être conservés dans une solution de formol diluée (8 à 9%). La
congélation doit être évitée à moins d'être sûr que l'échantillon reste congelé jusqu'à son arrivée au laboratoire d'analyses;
l'enchaînement congélation/décongélation/nouvelle congélation peut promouvoir la dégradation enzymatique et
bactériologique des résidus et rendre les résultats de l'analyse inexploitables. L'utilisation de formol peut affecter certains
pesticides organophosphorés et, dans la mesure du possible, cela doit être déterminé avant l'échantillonnage. Les lipides
corporels ne sont généralement pas solubles dans le formol; si cela s'avère problématique, il est possible d'analyser séparément
le spécimen et le formol (résidus et lipides), même si c'est rare.
La solution de formol doit être préparée en diluant une solution disponible dans le commerce (généralement à une
concentration de 40 à 45%) dans de l'eau distillée (ou déminéralisée) dans une proportion de 1 pour 4 respectivement. Dans
la mesure du possible, cela doit être effectué dans une sorbonne de laboratoire (voir chapitre 3 sur la sécurité). Sinon, effectuer
cette opération dehors ou dans une zone bien ventilée. Pendant cette opération, porter des gants en plastique ou en
caoutchouc et des lunettes de protection. Le port d'un masque est également utile et bien que les masques conventionnels
protègent peu contre les vapeurs de solvants, ils procurent un soulagement temporaire.
La solution diluée doit de préférence être stockée dans un récipient en verre propre (bien que des récipients en aluminium ou
autre métal puissent également être utilisés). S'assurer que le bouchon à vis du récipient soit doublé de téflon ou d'une feuille
d'aluminium. Dans la mesure du possible, un échantillon de la solution de formol doit être analysé par un laboratoire avant
d'être utilisé sur le terrain ou, si nécessaire, après, afin de garantir l'absence de contaminants qui pourraient interférer et affecter
les résultats. Enfin, dans le cas où l'identité des pesticides contenus dans les échantillons prélevés sur le terrain est connue, ou
si l'analyse focalise sur des pesticides spécifiques, un chimiste expérimenté en pesticides doit être consulté pour vérifier que le
formol ne risque pas d'affecter ces composés.
Limites Avec les résidus chlorés, il n'est pas toujours possible de déterminer si les résidus détectés sont dûs à une exposition
récente ou non.
Procédure Les échantillons requièrent la disponibilité d'un laboratoire d'analyses disposant de ressources suffisantes pour
permettre l'extraction des résidus à partir des tissus, puis l'élimination des produits extraits simultanément dans les tissus
susceptibles d'interférer avec les résultats, avant analyse par GLC et par HPLC.
Données obtenues Identification et quantification des pesticides détectés dans les échantillons vivants ou morts. Les données
fournissent des informations sur la vitesse d'ingestion par les différentes espèces, la tolérance aux pesticides et la comparaison
avec les données environnementales et toxicologiques.
142 J . C ox
Nombre d'échantillons Il dépend de l'étendue de la zone d'échantillonnage, du nombre d'espèces à échantillonner et du type
d'échantillons à analyser – entiers ou disséqués (par ex., l'analyse d'organes particuliers du corps). En général, un minimum de
cinq échantillons par espèce est nécessaire pour obtenir des résultats représentatifs.
Période d'échantillonnage L'échantillonnage doit commencer immédiatement après l'application de pesticides ou la détection
d'une contamination, puis à des intervalles à définir une fois que l'identité des contaminants sera connue. Par exemple, si le
contaminant est un pesticides chloré, des intervalles d'échantillonnage appropriés peuvent être de 2 à 3 mois. Pour d'autres
classes de pesticides, les intervalles d'échantillonnage seront significativement réduits (jours ou semaines).
Matériel Récipients destinés aux échantillons (verre), solution de formol, gants jetables, pinces, glacière et étiquettes.
Personnel requis 1 ou 2 personnes selon le nombre d'échantillons.
Échantillonnage des vertébrés/invertébrés
La faune des zones traitées doit être prélevée comme indiqué dans les chapitres 8 à 13. Bien que la collecte d'échantillons à
des intervalles réguliers après l'application donne une indication de l'accumulation des résidus et de la vitesse de la perte/du
métabolisme des pesticides ingérés, ce n'est pas toujours le cas; les données devront donc être soigneusement évaluées. Les
spécimens prélevés dans des zones récemment traitées peuvent être contaminés extérieurement par contact avec les éléments
traités alentours et devront être nettoyés/brossés (pour éliminer la terre et autres matériaux qui ont adhéré aux parties
externes).
Les invertébrés tels que les vers peuvent se détériorer rapidement s'ils ne sont pas conservés dans un milieu approprié. À
moins que le métabolisme des pesticides éventuellement ingérés ne constitue un problème (voir le guide des pesticides
précédemment abordé dans ce chapitre), il faut maintenir les spécimens en vie jusqu'au moment de leur transfert vers le
laboratoire d'analyses. Il faut prévoir un stockage réfrigéré (réfrigérateur à 5 °C). Sinon, les spécimens peuvent être conservés
dans du formol comme décrit ci-dessus pour les échantillons de tissus.
Les insectes se conservent mieux secs et intacts dans des bocaux ou bouteilles ventilés. Si le délai avant l'analyse est très long
ou si l'on estime que les échantillons sont susceptibles de se détériorer, on peut avoir recours à la conservation dans du formol.
Limites Avec les résidus chlorés, il n'est pas toujours possible de déterminer si les résidus détectés sont dûs à une exposition
récente ou non.
Procédure Les échantillons requièrent la disponibilité d'un laboratoire d'analyses disposant de ressources suffisantes pour
permettre l'extraction des résidus à partir des tissus, puis l'élimination des produits extraits simultanément dans les tissus
susceptibles d'interférer avec les résultats, avant analyse par GLC et par HPLC.
Données obtenues Identification et quantification des pesticides détectés dans les échantillons vivants ou morts. Les données
fournissent des informations sur la vitesse d'ingestion par les différentes espèces, la tolérance aux pesticides et la comparaison
avec les données environnementales et toxicologiques.
Nombre d'échantillons Il dépend de l'étendue de la zone d'échantillonnage, du nombre d'espèces à échantillonner et du type
d'échantillons à analyser – entiers ou disséqués (par ex., l'analyse d'organes particuliers du corps). Il faut généralement un
minimum de 5 échantillons par espèce.
Période d'échantillonnage L'échantillonnage doit commencer immédiatement après l'application de pesticides ou la détection
d'une contamination, puis à des intervalles à définir une fois que l'identité des contaminants sera connue. Par exemple, si le
contaminant est un pesticides chloré, des intervalles d'échantillonnage appropriés peuvent être de 2 à 3 mois. Pour d'autres
classes de pesticides, les intervalles d'échantillonnage seront significativement réduits (jours ou semaines).
Matériel Récipients destinés aux échantillons (en verre avec des bouchons doublés d'aluminium), solution de formol, gants
jetables, pinces, glacière et étiquettes.
Personnel requis 1 ou 2 personnes selon le nombre d'échantillons.
É c h a n t i l l o n n a g e e n v u e d e l ' a n a l y s e d e r é s i d u s d e p e s t i c i d e s 143
COLLECTE ET ENREGISTREMENT DES DONNÉES
Lors de l'échantillonnage sur le terrain, il est extrêmement important d'enregistrer soigneusement toutes les informations
relatives aux sites d'échantillonnage et au nombre d'échantillons prélevés au moment de l'échantillonnage. Il est essentiel
d'emporter sur le terrain une fiche signalétique supplémentaire.
Le format de la fiche signalétique dépend du type d'échantillonnage à effectuer. Les données nécessaires doivent au minimum
définir l'échantillon et le lieu et le moment où il a été prélevé. Cependant, le chercheur peut souhaiter collecter des
informations supplémentaires relatives, par exemple, aux conditions météorologiques ou à toute observation inhabituelle dans
la zone d'échantillonnage (voir Figure 6.1). Ce type d'informations peut être utile pour l'interprétation des résultats obtenus à
partir des échantillons/analyses et elles ne peuvent être définies correctement qu'au moment de l'échantillonnage. Ne jamais
tenter de se souvenir des conditions ou d'autres facteurs après plusieurs semaines ou mois, car cela peut conduire à des
erreurs.
Il n'y a donc pas de modèle idéal de fiche signalétique; chacun doit élaborer sa propre fiche en fonction de ses objectifs. Elle ne
doit pas être trop compliquée, mais elle doit comporter toutes les informations nécessaires. Un exemple de feuille de données
de base, complétée avec quelques entrées initiales, est fourni ci-dessous. Pensez aux informations supplémentaires dont vous
pourriez avoir besoin.
Une fiche signalétique vierge à photocopier et à emporter sur le terrain est fournie avec les fiches méthodologiques.
Date Type Référence du site Coordonnées Code Météo Autres
d’échantillon GPS échantillon commentaires ou
observations
20.6.02 Sol 1. Exploitation de N12.23.41 SS1 Sec, 28 °C Terrain en friche, pas de
M. Ngata; Zone 1 W87.01.91 perturbation récente
20.6.02 Sol Exploitation de M. N12.23.42 SS2 Sec, 28 °C Voir ci-dessus
Ngata; Zone 2 W87.01.88
20.6.02 Sol Exploitation de M. N12.23.42 SS3 Sec, 28 °C Voir ci-dessus
Ngata; Zone 3 W87.01.84
20.6.02 Sol 2. Exploitation de N12.22.81 SS4 Pluie, 26 °C Terre cultivée
M. Mwangi; Zone 1 W87.00.34
20.6.02 Sol Exploitation de M. N12.22.81 SS5 Pluie, 26 °C Terre cultivée
Mwangi; Zone 2 W87.00.88
20.6.02 Poisson 3. Ruisseau adjacent N12.22.81 F1 Pluie, 26 °C Peu profond (30-100
au site 2 W87.00.22 cm), courant faible, peu
de végétation
20.6.02 Poisson Voir ci-dessus N12.22.81 F2 Pluie, 26 °C Voir ci-dessus
W87.00.22
20.6.02 Poisson Voir ci-dessus N12.22.81 F3 Pluie, 26 °C Voir ci-dessus
W87.00.22
Figure 6.1: Exemple de fiche signalétique: échantillonnage de résidus de pesticides
144 J . C ox
PRESENTATION ET INTERPRÉTATION DES DONNÉES
L'interprétation des données est cruciale. Le soin apporté à la sélection, à la conservation, au transport et à l'analyse des
échantillons peut s'avérer inutile si les résultats des analyses ne sont pas bien compris ou s'ils sont mal interprétés. Il est
essentiel pour le chercheur de comprendre parfaitement la façon dont les résultats sont exprimés et leur signification. En cas
de doute, il faut demander au laboratoire d'analyses d'expliquer les résultats; la plupart le fera volontiers.
Il vaut la peine, cependant, de s'arrêter brièvement sur les principales manières de présenter des résultats d'analyse, qui
dépendront, en partie, de ce qui a été demandé au laboratoire.
Les données sont généralement exprimées en milligrammes de pesticides par kilogramme de substrat à analyser (mg kg-1) pour
les matières solides ou en milligrammes de pesticides par litre (mg l-1) pour les résidus en phase liquide. Ces unités sont toutes
deux équivalentes à une part par million (ppm), unité couramment utilisée dans le passé, qui l'est un peu moins aujourd'hui car
on lui préfère les "unités comparatives" indiquées précédemment, qui fournissent une valeur réelle, quantitative. Les résidus
peuvent être exprimés en fractions décimales de ces unités comparatives, par ex., un résidu de 0,001 mg kg-1 ou 1 µg kg-1. La
sensibilité croissante des méthodes analytiques utilisées permet de plus en plus souvent de détecter des résidus à ce niveau
(et parfois à un niveau encore inférieur). Pour référence, les unités couramment utilisées sont:
• une part par million en phase solide, notée 1 mg kg-1, 1µg g-1 ou 1 ng mg-1, toutes ces unités étant équivalentes;
• une part par million en phase liquide, notée 1 mg l-1, 1µg ml-1 ou 1 ng µl-1;
• les résidus de pesticides aqueux, cependant, sont généralement présents en petite quantité et s'expriment souvent en
µg l-1 correspondant à une part pour cent million ou en ng l-1 correspondant à une part par milliard.
Ces unités peuvent être source de confusion et il est essentiel que le destinataire des données soit à l'aise avec les termes et
unités utilisés et puisse manipuler les données sans commettre d'erreur.
Ces unités comparent la quantité (masse) de pesticides et la quantité (masse) ou le volume de l'échantillon dont il est issu.Avec
des échantillons liquides, les volumes d'extraction peuvent s'élever à 1 litre (ou parfois moins, entre 200 et 500 ml d'eau), mais
avec les échantillons solides, la quantité analysée (en particulier pour les petits spécimens) peut se situer entre 5 g (parfois
moins) et 50 g. Le calcul, cependant, convertit les données de manière à obtenir (x) mg kg-1.
Les données sur les résidus peuvent également être exprimées en poids total de pesticides détecté dans l'échantillon; dans
certains cas, cette forme d'expression des données peut se révéler plus utile. Par exemple, suite à une opération de
pulvérisation dans une zone donnée, il peut être utile d’examiner les dépôts de pesticides à la surface des feuilles suspectées
d'être contaminées par la pulvérisation ou par les dérives de pulvérisation. Dans un tel cas, la charge totale de pesticides
(normalement exprimée en µg) peut être supérieure à la concentration du contaminant exprimé en mg kg-1. De même, la
charge de pesticides dans un échantillon de vertébré/invertébré récemment contaminé (lorsque le métabolisme et la
distribution des résidus dans le corps n'a pas encore eu lieu) gagne à être exprimée en poids total de pesticides plutôt qu'en
mg kg-1.
TAILLE DE L'ÉCHANTILLON ET LIMITE INFÉRIEURE DE DÉTERMINATION
Malgré la sensibilité des outils d'analyse actuels, et quelle que soit l'expérience de l'analyste, la taille de l'échantillon doit
correspondre à la quantité minimum suffisante pour permettre une analyse efficace tout en permettant de réserver une partie
de l'échantillon pour des analyses ultérieures (en cas de doute sur l'analyse d'origine ou en cas d'incident avec la partie
analysée); mais, cela n'est pas toujours possible. Une taille minimum de l'échantillon est également nécessaire pour que la limite
inférieure de détermination (LoD) atteinte soit raisonnable. Ce terme est important et sa signification doit être claire. La LoD
représente la plus petite quantité de résidus qu'il est possible de déterminer par la méthode d'analyse utilisée, telle qu'elle a
été fixée au cours de la validation de la méthode d'analyse par le laboratoire. La valeur de la LoD varie en fonction de nombreux
facteurs, dont la nature du pesticides; mais le facteur le plus important est la taille de l'échantillon. Si la taille de l'échantillon est,
par ex. 10 g, alors la LoD pour le pesticides x dans cet échantillon sera 10 fois inférieure à la LoD que l'on atteindrait si 1 g
d'échantillon était analysé pour le même pesticides. C'est là un élément important dans les analyses de l'environnement qui
portent souvent sur des échantillons entiers, en raison de leur taille réduite. Puisque le poids des échantillons varie, on peut
s'attendre, dans la pratique, à obtenir toute une gamme de LoD. Cette gamme de LoD est souvent une source de confusion et
suscite les questions les plus fréquemment posées aux laboratoires chargés des analyses relatives à l'environnement.
É c h a n t i l l o n n a g e e n v u e d e l ' a n a l y s e d e r é s i d u s d e p e s t i c i d e s 145
Les implications des LoD soulèvent deux points clés à prendre en compte avant l'analyse et qui seront vérifiés par le laboratoire
d'analyse.
• Quelle est la LoD appropriée pour les échantillons en question?
• La LoD appropriée peut-elle être effectivement atteinte étant donné la taille des échantillons?
Il vaut aussi la peine de garder à l'esprit que toute analyse comporte un risque d'erreur, malgré toutes les précautions. Ce taux
d'erreur est minimisé par les laboratoires et est généralement confiné dans des limites précises.Avec de petits échantillons, le
risque d'erreur augmente, en particulier lorsque l'extrait final de l'échantillon à analyser doit être concentré en de très petits
volumes avant d'être analysé; les erreurs peuvent alors être amplifiées. Les données issues des petits échantillons doivent donc
être étudiées en gardant cela à l'esprit. Les données garderont tout leur sens, mais statistiquement, le niveau de confiance sera
plus faible.
CALCUL DES RÉSIDUS
Avec des échantillons ‘solides’, le laboratoire d'analyses aura besoin de savoir comment exprimer les résidus: par ex., en évaluant
le poids total des dépôts de pesticides, en mg kg-1, sur la base du poids du corps entier ou du poids de la matière sèche ou
encore de la partie lipidique de l'échantillon. Si nécessaire, le laboratoire peut fournir toutes ces données, mais le coût de
l'analyse risque alors d'augmenter car cela nécessite davantage de travail de laboratoire et pas uniquement des calculs à partir
des données de base:
• pour les données exprimées sur la base du poids humide (frais), on utilise le poids de l'échantillon à son arrivée;
• pour les données exprimées sur la base du poids sec (par ex., les données de résidus de terre sont exprimées sur la base
du poids sec pour faciliter la comparaison des données), le taux d’humidité doit être déterminé;
• pour les données exprimées en tant que résidu dans la partie lipidique, la teneur en graisses de l'échantillon doit être
déterminée.
Pour déterminer la teneur en humidité et en graisses, il faut disposer de parties de l'échantillon ou des extraits de l'échantillon.
Lorsque l'échantillon est particulièrement petit, il ne sera pas toujours possible d'en sacrifier une partie pour ces autres tests,
car le taux d'erreur d'analyse et la LoD (voir ci-dessus) risquent alors d'augmenter. Cela doit être pris en compte et discuté
avec le laboratoire d'analyse.
Lorsque les résidus sont initialement calculés par rapport au poids frais, puis recalculés en utilisant un facteur, par rapport à la
teneur en humidité ou en graisse, les chiffres peuvent changer radicalement, surtout si le facteur est élevé. Bien que cette
méthode soit courante, une distorsion des valeurs peut parfois se produire, en particulier lorsque la quantité de résidus est
faible ou lorsque les résultats ont été arrondis à une ou deux décimales. Cela peut accroître excessivement la quantité de
résidus par rapport à ce qu'elle est réellement et donner lieu à des difficultés d'interprétation des données si l'on n'en tient
pas compte. Cependant, si celui qui manipule les données est conscient des problèmes susceptibles d'émerger, toute mauvaise
interprétation des données peut être évitée.
Un autre problème dont il faut avoir conscience concerne le fait d'additionner les résidus lorsqu'un pesticides existe sous forme
d'isomères ou lorsque des métabolites peuvent être présents ou doivent être analysés, avec un résidu exprimé comme un total.
L'analyse du DDT illustre bien ce problème.
146 J . C ox
Les formulations de DDT contiennent les isomères p,p' et o,p' qui doivent tous deux être déterminés. En outre, les deux
principaux métabolites – le DDE et le DDD (parfois appelé TDE) – sont aussi couramment déterminés. Ces deux composés
peuvent être produits à partir des isomères p,p' ou o,p' du DDT; l'analyse peut donc porter sur six composants (bien que
certains analystes tendent à ne pas tenir compte de l'o,p'-DDE ni de l'o,p'-DDD en raison de leurs taux habituellement
minimes).
L'exemple suivant (Tableau 6.1) illustre le problème des résidus en dessous de la LoD. Dans cet exemple, on considère que la
teneur en humidité est de 35% et le taux de lipides est de 9%.
La question clé est de savoir si la valeur du DDT total correspond à la somme des LoD, à la Lod la plus élevée ou à une valeur
intermédiaire.Chacune de ces approches peut être envisagée et la manière de traiter ce problème varie selon les auteurs.Dans
la plupart des cas, il vaut sans doute mieux présenter les données individuelles pour chaque composant.
Il faut se rappeler également que la valeur de la LoD peut déjà refléter une approximation (disons que la valeur rapportée de
0,02 représente un taux inférieur ou résidu trace de 0,015 mg kg-1, arrondi à une LoD convenue, ou taux inférieur rapporté de
0,02.
Tableau 6.1 Résidus en dessous de la LoD
Résidu (mg kg-1) exprimé sur
poids frais poids sec lipides
p’p DDT <0,02 <0,03 0,22
o’p DDT <0,02 <0,03 <0,22
p’p DDE <0,01 <0,02 <0,11
o’p DDE <0,01 <0,02 <0,11
p’p DDD <0,02 <0,03 <0,22
o’p DDD <0,02 <0,03 <0,22
DDT total <0,10 <0,16 <1,10
AUTRES CONSIDÉRATIONS
L'analyste doit s'assurer que la teneur en humidité ou en lipides de l'échantillon n'a pas changé depuis sa collecte sur le terrain.
Si la teneur en humidité a chuté, la valeur des résidus déterminée par l'analyse sera supérieure à celle d'origine.
Cela constitue un réel problème pour certains échantillons, en particulier, comme cela a été expliqué précédemment, lorsque
l'humidité est un facteur de dégradation des pesticides. La méthode recommandée, par ex. pour des échantillons de
feuilles/végétation, consiste à les laisser sécher partiellement en utilisant du papier absorbant ou du gel de silice. Le calcul de la
quantité totale de dépôts de pesticides n'en sera pas affecté, mais il sera certainement plus difficile d'exprimer les résidus en
mg kg-1. Pour contourner ce problème, le poids de l'échantillon initial doit être déterminé, soit sur le terrain à l'aide d'une
balance de poche portable, soit au retour à la base, et les poids ainsi mesurés doivent être fournis au laboratoire d'analyses.
Les échantillons de tissus stockés dans du formol peuvent également être affectés. Si la teneur en lipides n’est pas affectée par
le formol, la teneur en humidité risque de l'être. Dans la mesure du possible, le poids des tissus frais doit être enregistré après
l'échantillonnage et fourni au laboratoire. Le poids sec de l'échantillon peut alors être déterminé, ce qui permet de calculer la
teneur en humidité.
É c h a n t i l l o n n a g e e n v u e d e l ' a n a l y s e d e r é s i d u s d e p e s t i c i d e s 147
RÉFÉRENCES
ALBANBIS, T.A. and HELA, D.G. (1993) Multi-residue pesticides analysis in environmental water samples using solid-phase
extraction discs and gas chromatography with flame thermionic and mass-selective detection. Journal of Chromatography, 707:
283-392.
BARCELO, D. (1991) Occurrence, handling and chromatographic determination of pesticides in the aquatic environment.
Analyst, 116.
EXTOXNET: Extension Toxicology Network, a Pesticides Information Project of Co-operative Extension Offices of Cornell University,
Oregon State University, the University of Idaho and the University of California at Davis and the Institute for Environmental Toxicology,
Michigan State University. Données sur les pesticides disponibles sur Internet.
FONT, G., MAÑES, J., MOLTÓ, J.C. and PICÓ,Y (1993) Solid phase extraction in multi-residue pesticides analysis of water.
Journal of Chromatography, 642: 135-161.
HENDRIKS, R.E. (1993) Extraction of organochlorine pesticides from surface water using an extraction disk.
LC/GC International, 6 (5): 296-298.
INTERNATIONAL SORBENTTECHNOLOGY (1995) A Guide to Method Development in Solid Phase Extraction ofWater Samples
Using Isolute® ENV+™SPE Columns. International Sorbent Technology.
LAND, C. J. (1994) Solid phase extraction of triazines from environmental water samples using aromatic sulfonic acid.
LC/GC International, 7 (4): 215-218.
VALE, G.A and GRANT I.F (2002) Modelled impact of insecticide-contaminated dung on the abundance and distribution of
dung fauna. Bulletin of Entomological Research, 92: 251-263
POUR EN SAVOIR PLUS
BCPC/RSC The Pesticides Manual.AWorld Compendium. Cambridge: British Crop Protection Council/Royal Society of Chemistry.
(Cet ouvrage est essentiel pour la détermination des propriétés chimiques et physiques des pesticides.)
EPA Individual Methods for the Sampling and Analysis of Pesticides. (Disponible auprès de l’Environmental Protection Agency des
États-Unis.)
GUNTHER, F.A. (ed.) Residue Reviews. Berlin: Springer-Verlag. (Examen de la contamination et de la toxicologie de
l’environnement.)
LESTRANSFORMATIONS DANS LE SOL 7
Ian F. Grant1
Natural Resources Institute, University of Greenwich at Medway, Central Avenue,
Chatham Maritime, Kent ME4 4TB, Royaume-Uni.
INTRODUCTION
Le sol abrite de nombreux organismes: algues, protozoaires, champignons, bactéries, nématodes, lombrics, acariens et certains
insectes. La composition de cette faune et de cette flore, le nombre d’individus et leurs activités dépendent fortement du
biome et des saisons. C’est la raison pour laquelle les climats extrêmes rencontrés en zone tropicale et sub-tropicale donnent
lieu à de grandes variations. Les algues ont une fonction de production importante dans les sols semi-arides et dans les basses-
terres utilisées pour la culture du riz (par la fixation du carbone et, dans certains cas, par la fixation biologique de l’azote). La
plupart des organismes présents dans le sol consomment et décomposent les matières organiques, ils sont ainsi responsables
du maintien de la fertilité des sols en recyclant les nutriments utilisés par les plantes et en assurant les transferts d’énergie.
Les pesticides peuvent être appliqués directement sur le sol, pour lutter contre les ravageurs, les adventices, les nématodes et
les insectes; ils peuvent également se déposer sur les sols suite à la pulvérisation foliaire des récoltes ou à un traitement de la
canopée en forêt. Une proportion significative des pesticides (pouvant atteindre 50 %) appliqués pour lutter contre les
ravageurs des cultures ou pour protéger les forêts, le bétail et la santé publique se retrouve dans le sol. Les matières actives
présentent alors un danger pour les organismes du sol et les transformations dont ils sont la cause. Il est souvent plus facile
de mesurer certaines de ces transformations que de quantifier les organismes qui en sont responsables. Cette caractéristique
est très utile lors des évaluations des impacts des pesticides: l’étude de la dégradation de la litière de feuilles est plus facile que
celle de l’ensemble complexe d’organismes qui en est responsable.
La minéralisation des matières organiques, les réactions impliquant l’azote et la fixation biologique de l’azote sont des
mécanismes clés du sol des écosystèmes tropicaux, en climat sec, comme en climat humide. Dans les écosystèmes
naturellement peu fertiles, le rôle de ces mécanismes dans le maintien de la productivité agricole est primordial. Les bactéries
responsables de la nitrification des sols – oxydation de l’ammoniac en nitrates – ont une croissance lente et sont très sensibles
aux pesticides. L’inhibition de la nitrification indique une perturbation dans le cycle dynamique de l’azote dans le sol. Comme
la nitrification est essentiellement une réaction aérobie qui se produit dans l’horizon supérieur du sol, là même où se
concentrent les pesticides, cette réaction est considérée comme un mécanisme clé.
Le rôle de la fixation biologique de l’azote est vital pour la restauration des sols appauvris. Les algues et les bactéries
responsables de cette réaction apportent un amendement azoté dans le sol. Elles utilisent (fixent) l’azote atmosphérique pour
constituer leurs protéines cellulaires. À la mort de l’organisme, l’azote est libéré dans le sol. Les algues fixatrices d’azote
(Cyanobactéries) sont communes dans les rizières inondées et les mares peu profondes. Elles se trouvent également dans le
sol, au pied des arbres et sous les rochers. Les herbicides et certains insecticides sont connus pour perturber la croissance et
l’activité de fixation de l’azote de ces organismes, mais la connaissance précise de leurs effets en région tropicale reste limitée.
Les pesticides touchent également les bactéries fixatrices d’azote vivant en symbiose avec les légumineuses (Rhizobium spp.)
ainsi que les bactéries diazotrophes libres, mais la proximité de ces organismes avec la rhizosphère les protège des
contaminations indirectes (mais non des produits entraînant la stérilisation du sol et des nématicides). Les algues contribuent
également à la cohésion des sols et à leur protection contre l’érosion éolienne ou hydrique: elles participent ainsi à la stabilité
des sols.
1 Adresse: Cybister Environmental Protection, Oak House, South Street, Boughton, Kent ME13 9PE, R-U. ian.grant@cybister.plus.com
150 I . G r a n t
La décomposition des résidus de culture et de la litière de feuilles libère dans le sol les nutriments et l’énergie indispensables
au maintien de la fertilité et de la productivité des sols dans les écosystèmes tropicaux. La faune locale agit d’abord en
découpant et broyant ces végétaux, puis les champignons et les bactéries minéralisent les matières organiques et les
décomposent en éléments chimiques. Les effets des pesticides sur les micro-organismes et leur activité dans les climats
tempérés sont largement cités dans la littérature, leur durée est généralement limitée. Cependant, les impacts des petits déficits
dans l’équilibre en azote des sols risquent d’être plus graves dans les environnements limités en azote, comme les savanes
herbacées et les zones boisées peu fertiles. En utilisant les pesticides comme source d’énergie pour leur croissance, les micro-
organismes jouent un rôle important dans leur décomposition. Noter que certains produits sont plus difficiles à dégrader que
d’autres.
La décomposition des matières organiques par les organismes du sol s’accompagne de consommation d’oxygène et d’un
dégagement de dioxyde de carbone, résultat de la respiration de la faune et des populations microbiennes. La respiration du
sol est donc un bon indicateur de l’impact des pesticides sur la décomposition des matières organiques. Cependant, la diversité
des populations microbiennes impliquées dans ce mécanisme réduit la sensibilité de la respiration utilisée comme indicateur, en
effet, les populations microbiennes qui ne sont pas touchées par les pesticides continuent leur activité de métabolisation. La
respiration se mesure sur le terrain, en évaluant le rejet de dioxyde de carbone.
Les lombrics, qui retournent de grandes quantités de sol pour en extraire la valeur nutritive, aident à maintenir la fertilité de
ces sols grâce au brassage des horizons du sol, à la décomposition des matières organiques et à la libération des nutriments.
Ils sont également un maillon important dans la chaîne alimentaire des oiseaux et sont un bioindicateur utile de la
contamination des sols par les pesticides. Ils permettent de mesurer le risque auquel sont confrontés leurs prédateurs, en
particulier les oiseaux. Bien qu’ils ne soient pas présents dans tous les sols, l’estimation des populations de lombrics ou de leurs
turricules est un moyen indirect de détecter les perturbations des transformations dans le sol. Les termites jouent un rôle
similaire dans certains écosystèmes tropicaux où les lombrics sont absents (voir chapitre 8).
De nombreuses variables environnementales, telles que la texture, l’humidité et le pH du sol conditionnent les transformations
dans le sol. Le pH de la plupart des sols se situe entre 4 et 8. Les sols des forêts humides sont plus acides (pH 4 à 6), celui des
prairies semi-arides est plutôt neutre ou alcalin (pH 7 à 8). Dans le cadre de ce chapitre, le pH du sol détermine la solubilité
des minéraux et des nutriments utilisés par les mécanismes microbiens et modifie la toxicité des pesticides pour les organismes.
La texture du sol fait référence à la proportion en poids de sable, de limon et d’argile. Ce facteur, ainsi que la quantité de
matières organiques, conditionne la capacité de rétention d’eau du sol, son lessivage et sa capacité de rétention des nutriments
(voir chapitre 5). Ces paramètres conditionnent non seulement la dynamique des transformations dans le sol, mais aussi la
disponibilité, le taux de dégradation et la rémanence des pesticides. Les mesures de la texture, de l’humidité et du pH du sol
sont donc indispensables pour interpréter l’impact d’un pesticide sur les transformations se produisant dans le sol.
Les autres facteurs modifiant la toxicité, la mobilité et la rémanence des pesticides dans les sols tropicaux sont les précipitations
(et donc le lessivage), l’ensoleillement, les températures et la vitesse du vent. C’est pour cette raison que les conditions
météorologiques prévalant sur le site d’étude doivent être consignées lors des périodes de suivi (voir chapitre 5).
Ce chapitre propose un ensemble de méthodes d’un excellent rapport qualité-prix permettant de mesurer les transformations
clés se produisant dans les sols exposés à un pesticide. Il aide l’opérateur à choisir la méthode adaptée à ses besoins et à
l’appliquer dans le cadre d’un protocole de suivi.
Des indications précieuses sur les impacts des pesticides sur les micro-organismes et les mécanismes microbiens du sol sont
fournies par Domsch et al. (1983), Sommerville et Greaves (1987).Weaver et al. (1994), ainsi que l’ouvrage intitulé Tropical Soil
Biology and Fertility handbook (Anderson et Ingram, 1993) proposent un ensemble exhaustif de méthodes d’analyses chimiques
et microbiologiques; ces méthodes exigent cependant un laboratoire bien équipé et un personnel parfaitement formé. Doberski
et Brodie (1991) ont établi un recueil utile de techniques adaptées aux environnements terrestres.
L e s t r a n s f o rma t i o n s d a n s l e s o l 151
DISPOSITIF EXPÉRIMENTAL
Le but d’une étude de l’impact d’un pesticide est d’identifier les modifications biologiquement significatives perturbant les
transformations dans le sol et attribuables à l’action du produit en question. Pour remplir cet objectif, il faut s’assurer de
surveiller les mécanismes pertinents, vérifier que les techniques choisies sont réalisables et que leur utilisation permet une
comparaison statistiquement fiable des données.
À partir des connaissances du pesticide utilisé, de la dose, de la méthode d’application, du type de sol et de la probabilité de
contamination, il s’agit d’évaluer les transformations susceptibles d’être affectées. La pulvérisation aérienne contamine moins le
sol en présence de végétation dense (ex: forêt) qu’en habitat boisé ouvert ou en prairie. Il est vraisemblable que le poudrage,
particulièrement en zones ouvertes ou sur les cultures, contamine le sol. Les doses appliquées sur les cultures sont en général
plus élevées (de 10 à 100 fois plus) que celles utilisées sur les environnements où l’influence de l’homme est moindre, comme,
par exemple, lors de la lutte contre les mouches tsé-tsé, les acridiens et les chenilles défoliantes (il existe cependant certaines
exceptions). Le Tableau 7.1 propose une grille de choix de méthodes en fonction de la sensibilité relative des organismes.
Il convient ensuite d’évaluer la sensibilité de l’habitat en question.
Tableau 7.1 Sensibilité indicative des populations et transformations du sol en fonction du
pesticide et du type de sol
Pesticide Sol Sensibilité indicative Méthodes utilisables
Fumigation/Stérilisation Tous Toute la faune, toute la flore et toutes les transformations NS, RS, PL CA, DB
Fongicides Tous Populations de champignons, symbiose, fixation d’azote DB
Organochlorés Tous Populations de lombrics, décomposition de la litière, NS, PL, DB
nitrification, microarthropodes
Organophosphorés Sableux, faible teneur Nitrification NS, PL
en matières organiques
Carbamates Sans objet Aucune, aux doses recommandées
Pyréthrinoïdes Faible teneur en Nitrification NS
matières organiques
Inhibiteurs de Sableux, infertile Microarthropodes du sol Chapitre 8
croissance (IGR)
Nématicides Tous Dégradation de la litière, respiration, nitrification RS, NS, DB
Herbicides Infertile Populations d’algues et fixation d’azote (populations de CA
champignons pour l’atrazine)
Phényle pyrazoles (en Tous Fertilité des sols via l’action des termites, décomposition DB
particulier le fipronil) de la litière
NS = nitrification du sol; RS = respiration du sol; PL = populations de lombrics; CA = couverture algale; DB = débris végétaux.
• Les écosystèmes agricoles établis sont assez résistants, mais tout usage de produits chimiques rémanents (ex:
organochlorés, nématicides et produits entraînant la stérilisation du sol) requiert le suivi de toutes les transformations se
produisant dans le sol, à l’exception de la fixation biologique de l’azote.
• Les zones non aménagées, telles que les zones boisées et les savanes herbacées, les forêts sub-humides et humides, sont
cependant peu exposées aux effets des mesures de santé publique et des luttes contre les ravageurs migrateurs (acridiens,
quéléas, chenilles défoliantes), les sauteriaux et les ravageurs forestiers, dans la mesure où les doses d’application
recommandées sont respectées. Pour ces types de ravageurs, les doses recommandées sont souvent dépassées pour éviter
les coûts qu’engendrerait une répétition des opérations en zones éloignées. Le suivi de la nitrification est le minimum
requis. En cas de suspicion de surdosage, il faut effectuer des mesures de respiration et de décomposition de la litière.
• En dépit de ce qui précède, les sols pauvres en matières organiques et à faible fertilité naturelle, ainsi que les sols situés
dans les zones où la saison de végétation est courte, sont très exposés. Les suivis de la nitrification, de la fixation biologique
de l’azote et de la décomposition de la litière sont recommandés. Sont inclus dans cette catégorie, les aridisols, les ultisols,
les alfisols et les oxisols.
152 I . G r a n t
• Les zones bénéficiant d’une classification de protection sont politiquement sensibles, elles peuvent nécessiter un suivi
conforme aux règlementations nationales.
Les propriétés des sols et des pesticides influencent fortement le comportement, la disponibilité et donc la toxicité de ces
produits envers les microbiotes du sol et leurs fonctions.Ainsi, des pesticides appliqués sur des sols à faible teneur en argile ou
en matières organiques peuvent, dans un premier temps, être plus actifs biologiquement, car ils ne peuvent ni se lier ni
s’adsorber sur les particules organiques ou d’argile. Un pesticide volatil s’évapore rapidement de la surface du sol. Les pesticides
rémanents sont susceptibles d’avoir des effets à long terme sur la microflore. Il est possible de généraliser les risques et la
sensibilité des populations et des fonctions, mais la rareté des données de terrain et des essais biologiques implique de ne pas
trop se fier aux prévisions destinées à faciliter le dispositif expérimental.
La distribution des pesticides dans le sol étant loin d’être uniforme et, étant donné la forte variabilité naturelle des populations
et des transformations dans le sol, le suivi in situ des perturbations dues au pesticide est souvent entravé par l’impossibilité de
prélever des échantillons répétés, particulièrement dans les zones non cultivées. Il est cependant possible de préparer des
échantillons de sols et de les exposer à la pulvérisation dans des zones où la contamination due à ce pesticide est attendue
(entre les rangées de cultures, sur le trajet des hélicoptères, sous le vent près des pulvérisateurs de gouttelettes, etc.). Ce sol
ainsi traité est ensuite incubé dans des conditions de terrain. Les méthodes de mesure de la nitrification et de la respiration
sont prévues dans ces conditions.
Les modifications observées dans la population ou le taux d’une réaction doivent être identifiées. Il faut ensuite savoir si elles
sont dues au pesticide ou si elles proviennent d’une variation naturelle. La mise en place d’un dispositif expérimental efficace
est requise dès le démarrage du suivi pour pouvoir opérer une telle distinction, sinon les données collectées ne pourront pas
être utilisées dans l’analyse statistique. Le chapitre 2 donne toutes les indications à ce sujet. Il est également important de
choisir des échantillons et des sites répétés dans la zone traitée et dans la zone témoin et de les apparier en termes de type
de sol et de végétation.Au niveau du microhabitat, pour les essais de terrain, tels que la mesure de la respiration ou le comptage
des turricules de lombrics, l’humidité du sol, l’ombrage et la couverture végétale, doivent être compatibles.
La croissance et l’activité microbiennes sont limitées par la température du sol et sa teneur en eau. La comparaison de
transformations impliquant la flore microbienne doit donc prendre en compte l’humidité du sol. Il est impossible de tirer des
conclusions valables d’expériences menées à des températures et niveaux d’humidité différents. Les méthodes de terrain
permettant d’estimer l’humidité du sol et la capacité de rétention d’eau sont exposées au chapitre 5. Il faut prendre l’habitude
de noter la température du sol et celle de l’air, l’ensoleillement et l’ombrage sur tous les sites étudiés.
Dans les zones sèches, l’activité du sol peut s’arrêter à la saison sèche et certaines transformations se produisant dans le sol,
telles que la décomposition de la litière, durent des mois. Lors de la saison des pluies, le même mécanisme peut se terminer
en quelques semaines. Ces considérations saisonnières doivent être prises en compte lors de l’élaboration du protocole de
suivi, l’opération pourrait nécessiter des délais prolongés et la collecte de données avant la pulvérisation (toujours recommandé
dans la mesure du possible) serait impossible si la pulvérisation et le suivi après le traitement s’étalaient sur plusieurs saisons.
Dans ce cas, le suivi du site témoin (non traité) permet d’identifier les variations naturelles de l’activité. Le calendrier de
l’échantillonnage post-traitement dépend de la biodisponibilité et de la rémanence du pesticide dans le sol. Une période de 30
jours suffit en général pour les mesures in situ de la respiration. Les pulvérisations en saison sèche (ex: lutte contre les mouches
tsé-tsé) retardent la collecte des sacs de débris végétaux et imposent l’utilisation de techniques in vitro pour les mesures de
nitrification et de respiration.
Des cartes (1:50 000) et un véhicule 4 x 4 sont indispensables pour localiser et exploiter en toutes saisons les sites
d’échantillonnage dans les zones boisées et dans les herbages. Il n’est pas conseillé d’échantillonner tout près des pistes:
explorer largement les sites, mais tout en restant dans les limites imposées par la prudence, et toujours à portée du camp de
base ou du laboratoire.
L e s t r a n s f o rma t i o n s d a n s l e s o l 153
TECHNIQUES D’ÉCHANTILLONNAGE
Nitrification du sol
C’est une méthode indirecte de mesure de l’impact du pesticide sur les organismes nitrificateurs responsables de l’oxydation
de l’ammoniac en nitrites et en nitrates. La mesure évalue le retard dans l’accumulation de nitrate, elle utilise une électrode
ionique (de détection des ions nitrates) pour déterminer le N-NO3 présent dans les échantillons de sol après extraction à
l’eau. L’électrode qui mesure les ions nitrates est similaire à une électrode pH en termes de taille et d’utilisation. Le test n’est
pas effectué sur le terrain, mais sur des préparations de sol ayant reçu un amendement azoté avant la pulvérisation du pesticide
et incubées à la température ambiante du site. La fiche méthodologique décrit toute la procédure qui peut durer de 40 à 50
jours. Cependant, cette procédure peut démarrer sur le terrain et se poursuivre en laboratoire, sous des conditions
d’incubation standard, si la mise en place d’un laboratoire de terrain est impossible.
Il convient également d’estimer la dose de pesticide reçue par le sol à l’aide de lames enduites d’oxyde de magnésium (voir
Matthews, 2000) ou de papiers oléosensibles/hydrosensibles placés au niveau du sol (voir chapitre 4). La procédure la plus
efficace, mais aussi la plus coûteuse, est d’analyser les résidus présents dans des échantillons de sol ayant subi la pulvérisation
(voir chapitre 6). Cette méthode n’est pas réalisable lors des opérations de routine.
Limites Les électrodes ioniques sont chères et fragiles. Prévoir également un pH-mètre ou un millivoltmètre. Cette procédure
est délicate et requiert une grande attention. L’aide d’un chimiste peut être nécessaire.
Procédure Simple extraction du nitrate en phase aqueuse. Il est important de renouveler quotidiennement l’air et l’humidité dans
les récipients contenant les échantillons. Si disponible, utiliser de l’eau déminéralisée pour ajuster l’humidité de l’échantillon et
procéder à l’extraction de nitrate (sur certains sols, utiliser 0,25 M de K2SO4 pour faciliter l’extraction).
Données obtenues Une représentation graphique de la concentration en nitrates en fonction du temps est un moyen simple et
efficace pour illustrer toute baisse d’activité. La concentration en nitrates s’exprime généralement en µg de N-NO3/g de sol
sec. L’importance écologique de la baisse de l’activité due aux pesticides est comparée à celle observée lors d’un stress naturel
(ex: sécheresse ou sol détrempé). Une baisse de 90 % de la nitrification pendant 30 jours peut être considérée comme non
écologiquement significative. Des périodes plus longues, particulièrement dans les climats semi-arides peuvent être
catastrophiques, car l’activité est saisonnière et limitée par la pluviométrie.
Période d’échantillonnage La période d’échantillonnage dépend de la température et de l’humidité, mais il faut compter en général
2 mois.
Matériel Électrode ionique, électrode de référence, millivoltmètre ou pH-mètre.
Personnel requis 1.
Fixation biologique de l’azote
Les méthodes de terrain de mesure indirecte de la fixation biologique de l’azote sont décrites dans la littérature (Holfeld et
al., 1979; Grant, 1986, 1988), mais les difficultés pour se procurer un chromatographe en phase gazeuse portable et de
l’acétylène dans de nombreux pays tropicaux en limitent l’utilisation.Yatazawa et al. (1984) fournissent les plans permettant de
construire un chromatographe en phase gazeuse portable. Il est également possible de ramener les échantillons de gaz dans
des tubes vacutainers et de procéder à la chromatographie au laboratoire. Il est recommandé de prévoir l’aide d’un laboratoire
local de microbiologie/agronomie spécialisé dans les études de sol pour effectuer les essais de réduction à l’acétylène. Ce
manuel ne fournit pas de fiche méthodologique pour cette méthode, car elle nécessite la présence de spécialistes. Ces
techniques de terrain sont décrites en détail par Robertson et al. (1999) pour le sol et Grant (1986) pour l’eau.
Respiration du sol
Les racines des plantes, la microflore et la microfaune du sol, ainsi que la biomasse microbienne du sol participent à la
respiration du sol. Les mesures in situ des modifications du taux de respiration ne sont donc pas aussi simples à interpréter que
celles faites sur des échantillons de sol dont la préparation vise à homogénéiser ces variables. Les techniques de respiration sur
le terrain mesurent en continu le dioxyde de carbone libéré par une zone délimitée de sol, il est donc crucial d’apparier les
types de végétation et leurs distributions entre les zones comparées et de procéder à l’échantillonnage entre les tiges des
plantes. Il est aussi recommandé de prélever le sol sous l’une des enceintes, après les mesures, pour estimer l’humidité du sol
(voir fiche méthodologique) et évaluer la masse racinaire ou la population de lombrics pouvant modifier les taux de respiration
entre les sites. La période la plus favorable pour mener des études de respiration sur le terrain est celle où le sol est humide,
car l’activité et la respiration microbiennes sont faibles pendant la saison sèche.
154 I . G r a n t
L’utilisation d’échantillons de sols préparés évite les interférences dues à la respiration des racines et des invertébrés, de plus,
cette technique permet d’homogénéiser l’humidité du sol qui modifie de manière significative la respiration. Les sols sont passés
au tamis pour en retirer les racines et les macroinvertébrés, ils reçoivent ensuite un amendement en matières organiques (si
nécessaire) et de l’eau. Ces échantillons sont alors exposés sur le terrain à la pulvérisation de pesticide. Le suivi dure de 30 à
40 jours, voire plus en conditions tropicales. L’amendement en matières organiques peut se faire à l’aide d’herbes sèches
broyées, passant à travers un tamis de 0,5 mm.
Limites La mesure de la respiration sur le terrain est plus aisée, mais plus coûteuse, avec un analyseur de gaz infrarouge portable
(Grant, 1990). Les tubes de Dräger sont une solution moins onéreuse, mais ils sont parfois difficiles à se procurer. La fiche
méthodologique indique, pour les mesures de respiration à long terme sur le terrain, une méthode classique de titrage du
dioxyde de carbone à la soude (d’après Anderson, 1982). Les estimations de la respiration in vitro (échantillons de sols préparés)
offrent des conditions de test standardisées et un outil puissant pour comparer l’impact des pesticides, mais les taux de
respiration ne peuvent être traduits en valeurs de terrain. L’équipement nécessaire est solide et relativement peu coûteux, mais
les tubes de Dräger ne sont pas réutilisables.
Données obtenues Une représentation graphique des taux de respiration en fonction, soit du poids de sol sec, soit de la
superficie, permet de mettre en lumière toute diminution de l’activité respiratoire due aux pesticides. Les résultats s’expriment
en ml de CO2 g de sol sec h-1 ou mg de CO2 m-2 h-1.Tracer les valeurs de la température et de l’humidité du sol sur le même
graphique aide à trouver les causes du changement dans la respiration, car de faibles fluctuations de ces deux paramètres
influencent fortement l’activité microbienne. Les indications données dans le chapitre sur la nitrification des sols permettent
d’estimer l’importance écologique de la diminution de la respiration. L’utilisation de techniques in vitro lors de la saison sèche
(c’est-à-dire sur sols secs) est discutable, car, si les sols ne sont pas humidifiés pour stimuler l’activité, les pesticides seront
dénaturés ou dissipés par le rayonnement UV, la chaleur ou l’évaporation, ce qui diminuera leur toxicité, quand la pluie arrivera.
Cependant, la pulvérisation s’effectue en général avec la croissance de la végétation, après la pluie (à l’exception de la lutte
contre les mouches tsé-tsé, car ces insectes nuisibles piquent les animaux pour se nourrir).
Période d’échantillonnage Elle se déroule en général sur au moins un mois. L’échantillonnage du CO2 se produisant environ six
fois au cours du mois. L’utilisation de techniques in vitro est adaptée à toutes les saisons (l’échantillonnage sur le terrain pouvant
être limité par la saison des pluies). Les sols de certaines régions restent suffisamment humides, même au cours de la saison
sèche, pour permettre l’activité microbienne. Les mesures de terrain sont effectuées avant et après la pulvérisation ou le
traitement du sol.
Matériel Analyseur de gaz infrarouge portable ou tubes de Dräger ou verrerie et réactifs pour titrage.
Personnel requis 1.
Texture, humidité et capacité de rétention d’eau du sol
Voir chapitre 5 pour les méthodes et discussion.
Activité des populations de lombrics
Les méthodes permettant d’estimer l’abondance relative des lombrics sont simples et fiables, elles consistent, soit à compter
manuellement les lombrics sur un échantillon de sol, soit à verser un produit irritant sur le sol pour faire sortir les lombrics,
les prélever et les compter. Le tri manuel des lombrics, quoique fastidieux, est plus efficace que l’arrosage à l’aide de produits
irritants comme le formol et les détergents. Les deux méthodes consistent à marquer les sites dans la zone traitée et la zone
non traitée, pour ensuite, soit creuser ou carotter le sol, soit arroser le sol de produit irritant. Prélever des carottes est une
méthode pratique, permettant de transporter les échantillons au laboratoire pour effectuer le tri manuel, l’arrosage nécessite
en revanche de rester sur le site pendant au moins un jour.
Limites La distribution des lombrics dépend de l’état du sol, de son humidité et de sa teneur en matières organiques. Il peut
être nécessaire de prélever un certain nombre d’échantillons répétés pour en estimer les populations. Il est important
d’apparier le type et la texture du sol dans la zone pulvérisée et celle non pulvérisée choisies pour le suivi. En saison sèche, il
faut utiliser plus de produit irritant pour faire sortir les lombrics des couches les plus profondes.
Procédure Le tri visuel à la pince est facile mais fastidieux. L’arrosage de produit irritants est une méthode aisée de prélèvement,
mais la végétation peut empêcher les lombrics de sortir et les produits irritants sont néfastes pour la peau des opérateurs
(particulièrement le formol): porter des gants de nitrile ou de caoutchouc (voir chapitre 3). La taxonomie des lombrics est un
travail de spécialiste, du moins au début.
Période d’échantillonnage Il est conseillé d’effectuer l’estimation des populations de lombrics tous les 10 à 14 jours, mais sur un
transect différent à chaque fois, car le produit irritant est rémanent et perturbe le comportement des lombrics.
MatérielTarière, déplantoir ou bêche.
Personnel requis Le travail pénible de terrain est plus facile avec 2 personnes.
L e s t r a n s f o rma t i o n s d a n s l e s o l 155
L’activité des lombrics (nourriture et renouvellement du sol) s’évalue en comptant le nombre de turricules à la surface ou en
calculant le taux de renouvellement du sol. Certains turricules sont suffisamment caractéristiques pour permettre de distinguer
une espèce d’une autre, cette technique possède donc une bonne valeur informative. L’aide d’un spécialiste en taxonomie est
nécessaire au début de l’opération. Les techniques décrites s’appuient sur l’observation et le comptage de turricules sur des
points choisis de manière aléatoire le long d’un transect ou à l’intérieur de quadrats positionnés aléatoirement dans la zone
traitée et la zone non traitée. Il faut noter les conditions météorologiques au moment de l’échantillonnage et déterminer le pH
et l’humidité du sol, car ces paramètres influencent la distribution des lombrics.
Limites Les sols ne contiennent pas forcément une densité suffisante de lombrics pour permettre un décompte ou observer
les turricules. En revanche, dans les sols humides à forte teneur en matières organiques (qui servent de nourriture), ces
techniques sont fiables. NB: pendant la saison des pluies, les précipitations peuvent dissoudre les turricules.
Procédure Aucune.
Données obtenues Nombres de turricules, classés éventuellement par espèce.
Période d’échantillonnage Les comptages sont effectués tous les 2 jours pendant 1 semaine lors de la saison des pluies. Cette
durée est réduite en saison sèche (sauf en zones irriguées). Les estimations des populations et de l’activité des lombrics sont
effectuées avant et après la pulvérisation.
Matériel Aucun équipement spécial n’est requis.
Personnel requis 1 personne. La présence de 2 personnes permet d’accélérer le traçage des transects.
Les travaux de Madge (1969) et d’Edwards et Lofty (1972) donnent des références, certes anciennes, mais utiles sur la biologie
et les méthodes d’estimation des populations de lombrics.
(Les méthodes de détermination de l’abondance et de l’activité des autres invertébrés du sol sont indiquées au chapitre 8.)
Méthode des sacs de débris végétaux
Les sacs de débris végétaux permettent d’estimer le taux de décomposition des matières organiques (litière de feuilles ou de
racines) à l’intérieur ou à la surface du sol. La faune, la microflore et les enzymes correspondantes du sol sont responsables de
cette décomposition, leurs contributions relatives sont grossièrement estimées en enterrant un poids connu de litière dans des
sacs à mailles de tailles différentes. La taille des mailles définit le type d’organisme pouvant pénétrer dans les sacs. Les sacs sont
ensuite laissés dans le sol pendant une période variant de quelques mois à 2 ans, en fonction de l’activité des organismes, puis
retirés pour en peser le contenu. L’utilisation de ces sacs pour déterminer l’activité de décomposition des invertébrés est
décrite au chapitre 8. L’action microbienne est évaluée dans les sacs possédant la plus petite taille de mailles (10 à 60 µm). Il
ne faut pas oublier que l’activité microbienne s’exerce aussi dans les sacs destinés aux invertébrés (mailles 600 µm, 1 mm et 4
mm). Dans ces sacs à plus grandes mailles, les invertébrés consomment les matières organiques, ce qui accélère la
décomposition due aux micro-organismes. Les feuilles mortes sont une source idéale de débris végétaux. Ceux-ci doivent être
séchés à l’air ou à l’étuve (60 ºC) avant l’enfouissement, car les variations d’humidité modifient les taux de décomposition
initiale.
Limites Cette méthode nécessite de nombreux sacs (250 ou plus) pour pouvoir estimer la transformation des débris végétaux
de manière quantitative. La fabrication de ces sacs nécessite beaucoup de main d’œuvre. Une fois les sacs enterrés, ils peuvent
devenir difficiles à localiser, il est donc impératif de dresser des cartes détaillées du site, d’utiliser un balisage et de prendre des
photographies. Un GPS portable est également utile pour retrouver les repères dans des zones éloignées. Les sacs à mailles
très fines peuvent emprisonner de l’air, ce qui ralentit, pendant une courte période, son remplacement par l’eau. Les sacs de
débris végétaux exposés à la surface du sol doivent être soigneusement fixés pour éviter qu’ils soient emportés par les orages
ou déplacés par les animaux sauvages. Les sacs à mailles fines peuvent être percés par les fourmis ou les termites. Les sacs de
nylon sont parfois difficiles à trouver dans certains pays et ils sont longs à fabriquer.
Procédure Prendre garde à ne pas répandre le contenu des sacs au moment de les déterrer (certains sacs peuvent être troués).
Les sacs placés verticalement dans le sol risquent moins d’engendrer des pertes lors de leur collecte. Prévoir des tamis pour
séparer les particules de sol des débris restants; il est cependant inévitable de perdre un peu de matière organique. Pour réduire
les pertes, réduire le temps d’enfouissement.
Données obtenues Le poids sec de litière restante ou la perte en pourcentage sont représentés sous forme de graphique pour
les sacs enterrés dans la zone traitée et dans la zone non traitée.
Période d’échantillonnage Elle dépend de la pluviométrie et du type de sol. Pendant la saison des pluies, elle ne peut durer que 3
mois. En revanche, une seule saison sèche risque de ne pas être suffisante, car l’activité microbienne du sol est négligeable.
Matériel Bâche, déplantoir, fil de fer, chaîne d’arpenteur et sacs de débris végétaux.
Personnel requis 2.
156 I . G r a n t
Couverture algale du sol
Lors de la saison humide ou peu de temps après la pluie, la couleur verte du sol révèle la croissance des algues. Cette croissance
est moins évidente sur les sols sableux, car le sol perd rapidement son humidité et les algues sont incrustées et apparaissent
plus sombres.Toute incertitude peut être levée en gardant un échantillon humide pendant un jour au moins puis en étalant une
préparation de ce sol sur une lame de microscope pour l’examiner à l’aide d’un microscope à fort grossissement. L’aide d’un
microbiologiste spécialiste du sol ou d’un phycologiste sera nécessaire si ce type d’algues n’a jamais été observé auparavant. La
fiche méthodologique décrit une technique simple par quadrat pour estimer la couverture algale du sol: elle ne requiert que
l’estimation de la couverture algale sur des quadrats positionnés le long de plusieurs transects.
Limites La seule limite de la technique des quadrats est statistique et impose l’échantillonnage stratifié et aléatoire de la zone
(voir chapitre 2).
Procédure Aucune procédure spéciale n’est requise, cette méthode étant purement visuelle.
Données obtenues Les données obtenues sur le quadrat permettent de déterminer la couverture algale qui est représentée sous
forme d’histogramme ou de diagramme par secteurs.
Période d’échantillonnage Les impacts des herbicides ou des insecticides sur les populations d’algues sont observables à partir
d’échantillons prélevés toutes les semaines pendant un mois.
Matériel Microscope pour confirmer la présence des algues (et leurs espèces en cas de besoin), quadrat, ficelle et chaîne
d’arpenteur.
Personnel requis 1.
RÉFÉRENCES
ANDERSON, J.P.E. (1982) Soil respiration. In: Methods of Soil Analysis Part II. Chemical and Microbiological Properties. Agronomy
Monograph, No. 9. Madison,Wisconsin: Soil Science Society of America.
GRANT, I.F. (1986) Modifications and field testing of a portable gas chromatograph for in situ acetylene reduction activity assay
of tropical soils. Plant and Soil, 95: 435-439.
GRANT, I.F. (1988) Appropriate technology for monitoring environmental effects of insecticides in the tropics. In: Field Methods
for the Study of Environmental Effects of Pesticides. Greaves, M. P, Smith, B. D. and Greig-Smith, P W. (eds). BCPC Monograph, No.
40.Thornton Heath: British Crop Protection Council.
GRANT, I.F. (1990) Key soil processes. In: Environmental Effects of Chemical Locust and Grasshopper Control. Everts J.W (ed.).
ELCO/SEN/003/NET Rome: Food and Agriculture Organization of the United Nations.
HOLFELD, H.S., MALLARD, C.S. and LARUE,T.A. (1979) Portable gas chromatograph. Plant and Soil, 52: 595-598.
MATTHEWS, G.A. (2000) Pesticide Application Methods.Ames: CRC Press.
ROBERTSON, P.G., COLEMAN, D.C., BLEDSOE, C.S. and SOLLINS, P. (eds) (1999) Standard Soil Methods for Longterm Ecological
Research. Oxford: Oxford University Press.
WEAVER, R.W,ANGLE, S., BOTTOMLEY, P., BEZDICEK, D., SMITH, S.,TABATABAI,A. and WOLLUM,A. (1994) Methods of Soil
Analysis Pt II. Microbiological and Biochemical Properties, No. 5. Madison: Soil Science Society of America.
YATAZAWA, M., SASAKAWA, H. and IHOKURA, K. (1984) An improved portable gas chromatograph for the measurement of
nitrogen-fixing activity. Soil Science and Plant Nutrition, 30: 503-508.
L e s t r a n s f o rma t i o n s d a n s l e s o l 157
POUR EN SAVOIR PLUS
ANDERSON, J.M. and INGRAM, J.S.I. (eds) (1993) Tropical Soil Biology and Fertility:A Handbook of Methods.Wallingford, UK: CAB
International.
DOBERSKI, J. and BRODIE, I. (1991) Techniques in Ecology and Environmental Science. Set A Terrestrial Organisms and Habitats.
Cambridge: Daniels Publishing.
DOMSCH, K.H., JAGNOW, G. and ANDERSON, T.H. (1983) An ecological concept for the assessment of sideeffects of
agrochemicals on soil micro-organisms. Residue Reviews, 86: 65-105.
EDWARDS, C.A. and LOFTY, J.R. (1972) Biology of Earthworms. London: Chapman and Hall.
MADGE, D.S. (1969) Field and laboratory studies on the activities of two species of tropical earthworms. Pedobiologia, 9: 188-
214.
SOMMERVILLE, L. and GREAVES, M.P. (eds) (1987) Pesticide Effects on Soil Microflora. London:Taylor and Francis.
LES INVERTÉBRÉSTERRESTRES 8
Colin C.D.Tingle1
Natural Resources Institute, University of Greenwich at Medway, Central Avenue,
Chatham Maritime, Kent ME4 4TB, Royaume-Uni.
INTRODUCTION
Les invertébrés occupent un vaste ensemble de niches écologiques dans l'environnement terrestre. Ils constituent un groupe
d'animaux extrêmement bien adaptés, qui fait de nombreuses et importantes contributions au fonctionnement du monde
vivant. Certains participent au processus de décomposition qui conduit au recyclage des nutriments; certains à la pollinisation
des plantes à fleurs; beaucoup sont herbivores et ont un impact décisif sur la biomasse et la survie des plantes; tandis que
d'autres jouent un important rôle de régulation des populations d'animaux, soit comme ravageurs, soit comme prédateurs.A
leur tour, les invertébrés procurent une importante source de nourriture à de nombreux amphibiens et reptiles, aux oiseaux
et à certains mammifères (voir chapitres 11, 12 et 13). Certains invertébrés (les insectes en particulier) sont extrêmement
mobiles et n'occupent un habitat ou une zone donnés que de façon transitoire, tandis que d'autres, qui peuvent être
sédentaires, ont une zone d'habitat réduite mais jouent des rôles clés dans l'écologie de ce domaine.De nombreux invertébrés
s'avèrent très saisonniers tant en termes de présence que d'abondance et présentent même une grande variabilité d'activité
diurne. En raison de cette diversité écologique, il est nécessaire de recourir à des techniques différentes pour échantillonner
les invertébrés qui vivent dans des habitats différents et dans les différentes strates d'un même habitat. Il n'existe pas de
méthode unique d'échantillonnage efficace pour capturer tout le spectre de la faune d'invertébrés à l'intérieur d'une zone
donnée. Par conséquent, on doit choisir des méthodes qui visent les taxa que l'on étudie ou bien, si ce sont des collections
globales dont on a besoin, il faudra alors peut-être employer plusieurs techniques différentes à la fois.
Ce sont les invertébrés terrestres qui souvent sont exposés directement aux pesticides, parce qu'ils vivent dans toutes sortes
d'habitats faisant l'objet d'un traitement délibéré destiné à lutter contre les insectes ravageurs, les champignons nuisibles ou
les adventices ou à protéger les êtres humains des vecteurs de maladies. D'autres sont exposés directement en raison de
dépôts d'insecticide qui résultent de pulvérisations ayant raté leur cible: c'est le cas des invertébrés du sol dans des forêts
traitées. Dans les deux cas, l'exposition peut se faire, soit par contact, soit par ingestion. Il y a d'autres invertébrés qui peuvent
être touchés indirectement, soit par la disparition, soit par la réduction de leurs ressources alimentaires, qu'elles soient
végétales, fongiques ou animales. Les insecticides sont conçus exprès pour tuer des insectes et, par conséquent, la plupart des
invertébrés sont sensibles à ces substances chimiques. La sensibilité aux autres pesticides varie, mais certains herbicides et
fongicides sont aussi directement et hautement toxiques pour ce groupe d'organismes.
L'évaluation de l'impact des pesticides sur les invertébrés terrestres repose généralement sur une certaine quantification des
niveaux de population, leur abondance relative et (ou) la composition des zones traitées en espèces, ainsi que sur une
comparaison statistique des critères identiques dans des zones non traitées. Dans certains cas, la collecte d'invertébrés à des
fins d’analyse des résidus peut être utile et l'évaluation de la mortalité (le comptage des cadavres) peut aussi être utilisée pour
déterminer les effets de certains insecticides. Mais pour être effectuée à fond, l'évaluation scientifique nécessite qu'on y
consacre beaucoup de temps et de moyens. Plus on en sait sur l'écologie de la zone à traiter, plus la fiabilité des résultats d'une
étude sur l'impact des pesticides sera grande. Par conséquent, lorsque c'est possible, les essais doivent avoir lieu sur des sites
où on a déjà accumulé des données sur l'abondance des invertébrés ou sur la composition en espèces de la zone, la diversité
et le rôle des invertébrés dans l'écosystème et son fonctionnement2. En pratique, cela arrive rarement car, le plus souvent, la
biologie et l'écologie de la faune invertébrée de nombreux habitats tropicaux sont mal connues ou n'ont fait l'objet d'aucune
étude. Par conséquent, l'étude de l'écologie du site devra normalement être menée conjointement à l'évaluation
écotoxicologique. Les invertébrés sont particulièrement sujets à une grande variation naturelle de leur abondance, aussi bien
dans le temps que dans l'espace. Cela fait d'eux l'un des groupes d'animaux les plus difficiles à étudier, quantitativement sur le
terrain. Des études à long terme (3 à 5 ans) ou à court terme mais réitérées (au minimum 2 à 3 mois chaque année pendant
3 à 5 ans) sont préférables, parce que les résultats d'une seule étude à court terme seront difficiles à interpréter.
Le but de ce chapitre est de décrire certaines des méthodes d'échantillonnage qui servent à évaluer les travaux sur l'impact
des pesticides et à prodiguer des conseils dans le choix des techniques qu'il convient d'utiliser dans différentes situations.
1 Adresse: 9 Norman Avenue, Henley-on-Thames, Oxon,RG9 1SG, Royaume-Uni. tc09@gn.apc.org/colin.tingle@thenrgroup.net
2 Il faut aussi rechercher des données sur un usage antérieur de pesticides ou d'autres contaminants dans la zone et trouver des références pour que les
résultats soient correctement interprétés.
160 C . T i n g l e
DISPOSITIF EXPÉRIMENTAL
L'impact des pesticides sur les invertébrés non-cibles s'évalue mieux à l'aide d'une étude conçue sur le dispositif expérimental
de la répétition (voir chapitre 2). Southerton et al. (1988) donne des détails sur les dispositifs expérimentaux utilisés dans les
écosystèmes agricoles.Mais souvent, des pesticides sont appliqués à grande échelle dans des contextes non agricoles; les études
d'impact doivent alors être menées comme des exercices de surveillance. Ce sont des contextes dans lesquels une répétition
véritable est impossible. Dans ce genre de situation, il est beaucoup plus difficile de tirer des conclusions au sujet des causes
et des effets (Eberhardt et Thomas, 1991) et il faut vraiment prendre garde à ne pas recueillir des données qui s'avéreraient
impossibles à analyser et à interpréter (voir chapitre 2).
Quelle que soit la structure de l'étude, qu'il s'agisse d'une expérimentation répétée standard ou d'un exercice d'observation,
plusieurs caractéristiques élémentaires doivent intervenir dans sa conception.
• On a besoin de disposer d'un mois au moins de données sur l'abondance en invertébrés avant le traitement sur le site
d'essai mais des données portant sur un an seraient encore mieux.
• L'abondance des invertébrés est souvent fonction de schémas saisonniers. Par conséquent, la comparaison de l'abondance
relative d'un taxon d'invertébrés entre des mois différents peut fortement prêter à l'erreur. De même, la variabilité de
certains invertébrés peut être très élevée d'une année à l'autre. Il faut en tenir compte lorsqu'on élabore le contenu de
l'étude pour garantir des résultats qui aient un sens.
• On laissera une partie (ou plusieurs) de la zone d'étude non traitée pendant toute la durée de l'étude, pour servir de
témoin.
• La taille des parcelles doit être adaptée à l'échelle des applications de pesticides et à l'activité des groupes d'invertébrés
qu'on étudie. Par exemple, les ténébrions (Tenebrionidae) peuvent couvrir des distances de 400 mètres au cours de leurs
excursions de recherche de nourriture, et il faut donc que la taille des parcelles soit très grande; de leur côté, certains
podures (Collembola: Isotomidae) peuvent ne se déplacer que dans un rayon de 5 mètres.NB: Il existe des situations dans
lesquelles on a recours à des traitements sélectifs, par exemple les traitements terrestres contre la mouche tsé-tsé ou des
traitements en barrières contre les acridiens, où la réinvasion est inévitable et constitue un facteur important pour juger
de l'impact de la pulvérisation.
• La distance entre les sites ou parcelles traitées et non traitées doit être suffisante, afin d'empêcher une contamination
involontaire de la zone non traitée et de prévenir l'invasion de la zone traitée par une faune provenant de la région non
traitée, qui pourrait conduire à une confusion des résultats.
• La répétition ou lorsqu'elle est inévitable, la pseudorépétition (voir chapitre 2) doit être adaptée pour que les tests
statistiques aient la capacité de démontrer des effets dépassant la variabilité naturelle sur la zone étudiée. Dans la mesure
du possible, l'utilisation de plusieurs sites non traités pour procéder à la comparaison avec le site soumis à une pulvérisation
améliorera la fiabilité des résultats (Underwood, 1994).
• Le choix des sites d'échantillonnage destinés à un exercice d'observation doit faire appel à un système de stratification (voir
chapitre 2) conduisant à un "assemblage" des sites sur les zones de traitement, à moins que les travaux ne soient menés
dans une zone d'étude homogène ou que l'hétérogénéité soit si fréquente que différents sites d'échantillonnage
représentent une diversité similaire de types d'habitat.
• On enregistrera le plus possible de données sur les conditions environnementales et chacun des sites d'échantillonnage
comme par exemple la température, l'humidité, le type de sol, la végétation, la distance entre les limites de champs, et toutes
autres caractéristiques d'habitat.
• Les personnes vivant sur place ou à proximité des zones retenues comme sites d'étude sur l'évaluation de l'impact des
pesticides doivent toujours être consultées, et ce dès le départ. Il s'agit là d'une mesure incontournable si les essais ont
lieu dans le périmètre de champs cultivés, mais si les sites d'étude se trouvent dans la savane naturelle ou semi-naturelle,
les zones de savanes boisées ou de forêt, les personnes qui y résident restent à même d'être une source considérable
d'informations; il faut donc toujours les consulter et les faire participer au processus de mise en place du programme
d'échantillonnage. Le matériel servant à la délimitation des sites d'étude et à l'échantillonnage des invertébrés peut être
tentant pour les habitants. Et s'ils n'ont pas eu connaissance du déroulement d'essais, il se peut que du matériel soit déplacé,
volé ou endommagé. C'est pourquoi si on demande l'avis des gens qui vivent dans la zone d'étude ou qui l'utilisent et si on
les fait participer, on aura moins de problèmes de ce type. Cela réduira les coûts, engendrera moins de frustration et les
résultats seront plus fiables.
Les invertébrés terrestres 161
• L'étude doit être conçue en fonction des moyens dont on dispose. Ainsi, si le personnel est en nombre insuffisant, il se
peut que certaines méthodes d'échantillonnage des invertébrés soient inadaptées (pour plus de précisions, se reporter à
la rubrique "Techniques d'échantillonnage"). De même, si le transport représente un obstacle, il faudra en tenir compte
lorsqu'on déterminera s'il est envisageable au niveau pratique d'employer telle ou telle méthode d'échantillonnage.
La conception de l'étude et le choix des méthodes d'échantillonnage dépendront du type de pesticide sur lequel sont effectuées
les recherches, de l'écosystème dans lequel il doit être appliqué, de la méthode d'application et de l'aptitude du personnel de
l'étude à procéder à la taxonomie des espèces ou des compétences extérieures disponibles. LeTableau 8.1 présente un résumé
des méthodes d'échantillonnage et un guide pour les choisir en fonction d'un contexte donné. On trouvera ci-dessous toutes
les précisions pour faciliter le processus de sélection.
Quels pesticides ?
Selon la catégorie à laquelle ils appartiennent, les pesticides n'ont pas tous les mêmes modes d'action et chacun d'entre eux
soit affectera la faune dans des proportions différentes, soit pas du tout. Les caractéristiques de chaque pesticide ont leur
importance dans le choix des méthodes à utiliser pour évaluer leur impact sur l'environnement. Dans la mesure du possible,
on se servira des indications spécifiques sur la substance chimique pour décider de l'importance de la surveillance à exercer
sur l'environnement. On trouvera dans le résumé ci-dessous un rappel des principales caractéristiques des plus importants
groupes de pesticides, qui pourra aider dans un premier temps à choisir les méthodes d'échantillonnage des invertébrés selon
des situations particulières. En supposant que les recommandations de dosage soient respectées, ce regroupement assez large
des pesticides donne des indices pour décider du mode d'échantillonnage nécessaire.
Organochlorés Mesure des niveaux de résidus chez les invertébrés retenus (en particulier ceux qui sont
importants parce qu'ils servent de proie à des vertébrés) aussi bien dans les zones traitées que non
traitées.
Composition en espèces des groupes non-cibles et similarités entre les sites traités et non traités
(par ex. indice de Sørensen (QS)).
Diversité et richesse en espèces.
Abondance relative des groupes d'indicateurs, en particulier les acariens prédateurs (Acari:
Mesostigmata), des podures (Collembola: Isotomidae) et des guêpes parasites (Hymenoptera)
Organophosphorés Effets aigus sur les abeilles (Hymenoptera:Apoidea) et effets sur la production de nouvelles reines.
Abondance relative des abeilles et des guêpes (Hymenoptera), de certains coléoptères
(Coleoptera: [Carabidae], cantharides [Cantharidae] et coccinelles [Coccinellidae]), d'araignées
sauteuses (Araneae: Salticidae), de Collembola et d'acariens prédateurs (Acari: Prostigmata,
Mesostigmata).
Composition en espèces et diversité des assemblages fauniques (en particulier, araignées
[Araneae])
Carbamates Toxicité aiguë pour les abeilles.
Abondance relative des fourmis (Formicidae) et autres Hymenoptera, acariens prédateurs (Acari:
Prostigmata) et carabes (Carabidae).
Composition en espèces et diversité.
Pyréthrinoïdes Abondance relative des araignées (Araneae) (en particulier, les linyphiides [Linyphiidae]),
Hymenoptera parasites, thysanures (Thysanura), chrysomèles (Chrysomelidae) et Formicidae.
Composition en espèces et diversité.
162 C . T i n g l e
Tableau 8.1 Matrice pour déterminer les techniques d'échantillonnage appropriées
Méthode Faune non cible présentant Habitat Pesticide Méthode d'application Connaissances
d'échantillonnage un intérêt techniques
Abeilles FI VD AI EI SI IR FC P/S W/F O/P WL OC OP Ca Py IGR Bio H F PP Kn Tr ULV Fog Aer G/Sd B D/PO Ent Non
Piège de Barber                          
Quadrats                            
Plaque à cryptozoaires                            
Appât alimentaire                                
Échantillonneuse par                              
aspiration/D-Vac
Filet fauchoir                             
Piège Malaise                            
Piège à eau jaune                            
Piège lumineux                           
Dénombrement/observation                      
des ruches
Leurre/pièges à                            
phéromone
Battage de la végétation                           
Pièges à entonnoir                   
Pièges de drap                     
Pièges sur tronc                        
Carottages de sol                           
Sacs à débris végétaux                           
Échantillons de monolithe                           
Arrosage au formol                         
Collecte directe                              
Santé des colonies                           
de termites
FI = insectes volants FC= Cultures de terrain OC= Organochloré Kn = Pulvérisateur à dos Ent =
VD = vivant dans la végétation P/S = Pâturage/savane OP = Organophosphate Tr = Pulvérisateur monté sur Entomologiste
AI = invertébrés arboricoles W/F = Bois/forêt Ca = Carbamate tracteur/véhicule Non = Non
EI = invertébrés épigés O/P =Vergers/ Py = Pyréthrinoïde ULV= UBV, Ultra bas volume spécialiste (avec
SI = invertébrés du sol plantations IGR = Inhibiteur de croissance Fog = Fumigation une formation
IR = Résidus d'insecticide WL= Zones humides Bio = Produits de lutte biologique Aer = Traitement aérien en biologie)
H = Herbicide G/Sd = Granules/ désinfection des semences Tax = Assistance
F = Fongicide B = Appâts taxonomique
PP = Phénylpyrazoles D/PO = Bains/pour-on requise
 Méthode appropriée
 Moins appropriée mais peut donner des résultats utiles
Sans objet
Les invertébrés terrestres 163
Phényl pyrazoles Termites (Isoptera), par le biais d’une évaluation de la santé de la colonie et/ou de l'activité des
termites.Toxicité aiguë pour les abeilles.Abondance relative des Acari, des Araneae, des forficules
(Dermaptera), de certains sauteriaux, criquets et apparentés (Othoptera), de Coléoptères (certains
Carabidae, certains charançons [Curculionidae], certains Tenebrionidae), asiles, mouches à grosse
tête et autres mouches (Diptera [Asilidae, Pipunculidae, Muscidae]), Hymenoptera (Apoidea,
Chalcidoidea, Scelionidae, Sphecidae,Tiphiidae, Braconidae, Formicidae). Diversité et composition
en espèces.
(IGR) Régulateurs de Abondance relative des araignées orbitèles, des araignées-lynx et des araignées sauteuses
croissance d’insectes (Araneidae, certaines Oxyopidae, certaines Salticidae) et des acariens prédateurs (Acari), des
Orthoptera, des chrysopes, des fourmilions et leurs cousins (Neuroptera), des Coleoptera
(Tenebrionidae, Curculionidae, Chrysomelidae, Coccinellidae), des papillons de jour et de nuit
(Lepidoptera) et des Hymenoptera (Braconidae). Composition en espèces, similarité faunique (QS),
diversité (en particulier les herbivores mandibulés et richesse en espèces (Araneae).
Agents de lutte biologique Abondance relative, diversité et composition en espèces (en particulier en macrolépidoptères,
Orthoptera et Hymenoptera parasites).
Herbicides Abondance relative de Collembola, d’Acari, de vers de terre (Annelida:Oligochaeta), de nématodes
(Nematoda), d'abeilles (Apidae) et de Carabidae.
Effets secondaires sur la faune du sol (voir ci-dessous) et sur la faune de la végétation (voir ci-
dessous) provoqués par une diminution des végétaux.
Fongicides Abondance relative des Hymenoptera parasites (en particulier des Chalcidoidea), des punaises
prédatrices (Hemiptera), des acariens mésostigmates et autres acariens. Et aussi des Annelida (vers
de terre et enchytréides [Enchytraeidae]).
Dans quels endroits sont-ils utilisés ?
La composition des assemblages fauniques en invertébrés varie selon le biome, de sorte que l'application du même pesticide
peut toucher différents invertébrés non cibles dans différents types d'habitats. En règle générale, les plus susceptibles d'être
menacés lorsque les types d'habitats ci-dessous sont soumis à des applications de pesticides sont les grands groupes
d'invertébrés suivants:
Ecosystèmes agricoles Invertébrés utiles - abeilles, Hymenoptera et Diptera parasites, Coleoptera prédateurs, Diptera et
Neuroptera prédateurs, Acari et Araneae prédateurs. Détritivores et recycleurs - Annelida,
myriapodes (Diplopoda),Acari, Coleoptera et Diptera.
Bois/forêts Diversité faunique en invertébrés. Détritivores recycleurs - Annelida, cloportes, (Isopoda),
Diplopoda, Coleoptera, blattes (Blattodea), Isoptera et Formicidae. Pollinisateurs - Diptera,
Hymenoptera. Invertébrés importants car servant de nourriture aux animaux supérieurs -
Lepidoptera, Formicidae et Isoptera.
Pâtures/savane Diversité en espèces. Consommateurs primaires - Orthoptera, Coleoptera, Lepidoptera.
Détritivores - Isoptera, bousiers (Scarabaeidae) et Formicidae
Vergers/plantations Pollinisateurs - Diptera,Hymenoptera (abeilles en particulier). Invertébrés utiles - Hymenoptera et
Diptera parasites, Coleoptera prédateurs, Diptera et Neuroptera prédateurs, Acari et Araneae
prédateurs.
164 C . T i n g l e
Les méthodes d'application
La méthode d'application des pesticides peut également avoir une influence déterminante sur la faune touchée (et ce en raison
de différences de formulation, de la taille des gouttelettes, de la dérive de pulvérisation et du devenir des pesticides) et, par
conséquent, sur les méthodes d'échantillonnage requises pour en évaluer les effets.
Gros volumes appliqués La faune du couvert végétal au sol (Araneae,Acari, mantes religieuses
par un pulvérisateur à [Mantodea]. Orthoptera, poux des livres et de l'écorce [Psocoptera], Hemiptera, thrips
dos ou un tracteur [Thysanoptera], Neuroptera, Coleoptera, Diptera, Lepidoptera [larves] et Hymenoptera);
à la surface du sol: (Diplopoda, scolopendres [Chilopoda], Pauropoda, Araneae, Acari, faucheux
[Opiliones], pseudoscorpions [Chelonethi]; solifuges [Solifugae]; scorpions [Scorpiones], faux
scorpions [Amblypygi], Thysanura, Collembola, Blattodea; Dermaptera; Hemiptera; Isoptera;
araignées tisseuses de toile [Embiidina]; Orthoptera, Coleoptera et Hymenoptera);
et ceux du sol (Annelida, Nematoda, Isopoda, Diplopoda, Chilopoda, Symphila, Acari, Chelonethi,
Collembola, Hemiptera, Isoptera, Embiidina, Coleoptera, Diptera et Hymenoptera).
Ultra Bas Volume (UBV) Faune associée à une végétation au ras du sol mais érigée (voir ci-dessus) ou, si l'application est
aérienne, à la canopée végétale (la liste ci-dessus comporte des animaux de la végétation plus des
phasmes [Phasmatodea]), des invertébrés arboricoles (en particulier, Araneae, Acari, Chelonethi,
Collembola, Blattodea, Orthoptera, Hemiptera, Coleoptera, Diptera, Lepidoptera et Hymenoptera,
des invertébrés vivant dans la végétation et des insectes volants (Orthoptera, Neuroptera,
Coleoptera,Diptera, Lepidoptera et Hymenoptera). Faune épigée seulement si couvert végétal rare
ou absent.
Brumisation Invertébrés de la canopée, insectes volants, invertébrés arboricoles et (dans une moindre mesure)
faune épigée.
Pulvérisation aérienne Voir brumisation / UBV.
Granulés/enrobage Invertébrés épigés et invertébrés terricoles
des semences
Appâts Invertébrés épigés et nécrophages (par ex. Formicidae).
Pour on Mouches piqueuses (Diptera [Tabanidae, Hypoboscidae, etc.]); Coleoptera détritivores
(Scarabaeoidea, Tenebrionidae) et Diptera (Muscidae); Isoptera (en particulier Termitidae); et
Coleoptera bousiers (Histeridae) et Diptera (en particulier les larves).
Bains Diptera (Tabanidae, Hypoboscidae, etc.).
Les invertébrés terrestres 165
Compétences techniques
Plusieurs techniques d'échantillonnage parmi celles décrites ci-dessous permettront la capture de toutes sortes d'insectes ou
autres invertébrés. Les compétences taxonomiques du personnel participant à l'étude détermineront la quantité d'informations
que l'on peut retirer des échantillons. Mais quels que soient les travaux sur le sujet, l'étude de l'impact des pesticides sur les
invertébrés fait toujours intervenir des notions de base en taxonomie. En général, toutes les espèces ne seront pas affectées
de la même manière par un pesticide donné et, par conséquent, il ne sera souvent possible de détecter un effet négatif que si
on assimile la faune à des espèces. Dans la mesure du possible, un entomologiste ou un zoologue spécialiste des invertébrés
devra être associé à l'étude. Pour le biologiste non entomologiste, nombre de ces méthodes permettront une évaluation de la
biomasse, une quantification globale et, avec l'aide éventuellement d'une clé, la catégorisation des prises dans les différents
ordres. Si des subdivisions supplémentaires s'imposent, alors la faune dont les espèces semblent identiques pourra être
regroupée en "morpho-espèce", on lui attribuera un chiffre ou une lettre pour la distinguer des autres et on la comptera à part.
Une collection de référence devra être constituée pendant le tri des échantillons, de manière à éviter la confusion entre les
différents groupes et à conserver des enregistrements uniformes. De rapides croquis et notes sur les caractéristiques
principales aideront à distinguer les différents taxa trouvés. Des spécimens de référence pourront être envoyés à des
taxonomistes spécialisés pour parfaire leur identification. Ces taxonomistes peuvent être contactés par l'intermédiaire du
musée d'histoire naturelle dont on dépendra au niveau local ou national, ou de la faculté de biologie de l'université la plus
proche, par l'intermédiaire d'associations locales ou nationales sur la nature et des services de parcs nationaux, services de
l'environnement ou de la conservation. Si on n'arrive pas à trouver l'aide recherchée par l'un de ces moyens, on pourra
contacter le Natural History Museum de Londres ou l'International Institute of Entomology (IIE) de Londres (voir adresses
utiles, ci-dessous).
TECHNIQUES D'ÉCHANTILLONNAGE
LES INVERTÉBRÉS ÉPIGÉS
Piège de Barber
Les pièges de Barber offrent une bonne technique pour recueillir des données sur la présence et l'absence et/ou l'abondance
relative de toutes sortes d'invertébrés actifs en surface. Les animaux tombent dans un récipient dont l'ouverture est disposée
au niveau du sol. En procédant à un tri soigneux et à une évaluation taxonomique correcte, on peut recueillir des données sur
une faune qui va des acariens microscopiques aux gros scorpions et aux gros Coléoptères. Les pièges de Barber, couramment
utilisés, présentent tout de même des limites qui doivent être prises en compte lorsqu'on interprète les résultats (Adis, 1979).
Le piège de Barber convient aux travaux sur le terrain dans des zones isolées, car on peut transformer toutes sortes de
récipients en pièges (voir ci-dessous), à condition d'employer la même sorte et la même taille de récipient pendant toute une
étude donnée. Idéalement, il faudrait se servir d'un piège de Barber standard (Adis, 1979),mais aucun n'a encore été homologué.
Le récipient qu'on enfile dans un tuyau, doit être installé en permanence dans le sol (voir fiche méthodologique). Ce dispositif
réduira les perturbations au moment de vider les pièges et de les remettre en place. Il faudra au moins 30 pièges par zone de
traitement (par ex. 30 dans la zone traitée et 30 dans la zone non traitée) et leur disposition dépendra de l'endroit où ils sont
utilisés et du type d'opération de traitement étudié. Mais en général, il vaut mieux les disposer en ligne ou sur un quadrillage
avec jamais moins de 2 mètres entre les pièges. On emploiera le même agent de conservation pendant toute l'étude; une
solution aqueuse de formol est probablement la plus facile à trouver,mais une solution d'acide picrique reste la meilleure option
scientifique bien qu’elle soit dangereuse à manipuler.
Limites De nombreux facteurs ont une influence sur les prises, par ex. conditions météorologiques, végétation, irrégularités à la
surface du sol, diamètre du piège, taille et forme du piège, recours à des agents conservateurs ou à des insecticides, présence
d'une protection recouvrant le piège ou non, sélectivité spécifique, nombre de pièges et disposition, matériau de fabrication du
piège, durée écoulée après sa mise en place, passage de personnes ou d'animaux autour, etc. Et donc il faut apporter le plus
grand soin à l'uniformisation de ces facteurs lors d'une étude. En fait, les prises dans le piège de Barber mesurent "l’abondance
d'activité" et ne fournissent donc pas de mesure exacte des populations.
Procédure Le contenu du piège sera filtré par un tamis pour ôter le formol ou toute autre solution et le verser dans une boîte
de Pétri (ou équivalent). On débarrassera ensuite les invertébrés des débris à l'aide de pinces, d'un pinceau, de pipettes, etc. Si
on en a sous la main, on peut se servir d'une loupe ou d'un microscope stéréoscopique pour trier les très petits invertébrés.
Données obtenues Le nombre d'individus peut être classé en espèces ou en morpho-espèces et dénombré afin de produire des
données sur l'abondance relative et la composition faunique et/ou sur leur diversité. Les prises peuvent être pesées3 ou
mesurées (Rogers et al., 1977) pour en calculer la biomasse.
3 C'est généralement le poids sec dont on a besoin pour faire des comparaisons de biomasse: par conséquent, il faut passer les animaux à l'étuve pour obtenir
leur poids constant.
166 C . T i n g l e
Faune échantillonnée La plupart des invertébrés épigés, à l'exception de certain coléoptères, sont particulièrement vulnérables
aux piéges, tandis que d'autres espèces les évitent ou s'en échappent facilement. Par ailleurs, ils ne conviennent pas au piégeage
de certaines sortes d'araignées.
Période d'échantillonnage On pourra vider les pièges tous les jours, toutes les semaines ou tous les mois.
Matériel On peut facilement confectionner des pièges à l'aide de matériaux disponibles sur place, des bocaux à confiture, des
pots de yaourt, des gobelets ou des bouteilles en plastique.Dans la mesure du possible, il faudrait que les pièges soient en verre
ou en plastique, fassent 6 cm de diamètre et pas moins de 12 cm de profondeur. Les pièges, ainsi que les fanions repères et les
protections doivent tous être fabriqués à l'avance.
Personnel requis Un employé (deux serait mieux). En fonction du nombre de pièges, il se peut qu'il faille plus d'employés pour
trier les prises; 3 à 5 serait idéal.
Appâts alimentaires
On peut se servir d'appâts alimentaires pour recueillir des données sur l'abondance relative ou l'activité d'un grand nombre de
groupes d'invertébrés. On laisse des aliments adaptés ou d'autres substances attrayantes dans des endroits appropriés et on
les surveille régulièrement pour dénombrer et identifier la faune appâtée (Southwood, 1966). Selon les objectifs visés par
l'étude, on peut recueillir des données de toutes sortes: le temps mis à trouver les appâts, la quantité d'appât consommée, le
nombre d'individus sur les appâts, le nombre d'espèces sur les appâts, etc. Les appâts ainsi que les récipients qui les contiennent
tendent à être propres à chaque espèce: on trouvera toutes les précisions à ce sujet dans l'ouvrage de Southwood (1966).Nous
donnons ici deux exemples, pour les termites et pour les fourmis.
C'est bien connu, il est très difficile de chiffrer les populations de fourmis et de termites; mais on peut mesurer leur activité de
recherche de nourriture (et donc la santé de la colonie) à l'aide d'appâts alimentaires.
Pour les termites, toutes sortes d'appâts en bois ou en carton peuvent être utilisés, en fonction des espèces de termites
étudiées et de la durée de l'expérimentation (French and Robinson, 1981). Les appâts doivent être déposés sur le sol dans un
quadrillage d'au moins dix appâts par site. Il peut y avoir entre 5 et 10 sites par zone de traitement.
Limites Les appâts ne fournissent qu'une mesure relative de l'abondance d'activité et sont influencés par de nombreux autres
facteurs, comme la température, le moment de la journée, la saison, les pluies, le type de sol, la végétation, la présence d'autres
sources de nourriture, la proximité de termitières, etc.
Procédure Il faut examiner les appâts sur place, les prélever et en remettre à l’endroit où ils étaient. Chaque termite en train de
se nourrir des appâts doit être compté et ramassé pour être identifié.
Données obtenues On peut noter plusieurs critères: - tout type d'approche de termite entrant en contact avec les appâts peut
être considéré comme la preuve qu'il y a des termites en activité dans le voisinage; - tout appât touché (c.-à-d. preuve que
l'appât a été consommé); - appât endommagé (par ex. proportion de la superficie de l'appât consommée).A la fin de la période
d'échantillonnage, il convient de rapporter les appâts au laboratoire pour les peser. Une déperdition de poids pourra alors
servir de donnée quantitative.
Faune échantillonnée Termites.
Période d'échantillonnage Il faut laisser les appâts plusieurs semaines avant d'aller les examiner; ensuite on viendra les voir chaque
semaine (saison des pluies) ou chaque mois (saison sèche).
Matériel On peut se servir des matériaux que l'on trouve sur place pour fabriquer des appâts, des rouleaux de papier toilette,
du carton, des planches ou des petits bouts de bois tendre. Il faudra les couper à la taille voulue et les peser un par un avant
de s'en servir. Les fanions repères doivent aussi être préparés à l'avance.
Personnel requis Un employé (deux serait mieux).
Pour les fourmis, on peut utiliser les appâts alimentaires les plus variés, soit un seul à la fois, soit plusieurs, en fonction de
l'espèce étudiée (Murphy and Croft, 1990;Tingle,1993). Du beurre de cacahuète, de la pâte de poisson, des céréales pour le
petit déjeuner, du grain, du miel ou des insectes moribonds pourront tous être utilisés. Comme avec les appâts pour les
termites, on aura recours à des quadrillages d'au moins dix appâts par site, de préférence en procédant à cinq répétitions ou
pseudorépétitions par zone de traitement, voire davantage. Il faut recouvrir les appâts avec du grillage épais pour empêcher
les écureuils, les oiseaux et autres animaux de les dérober. Si possible, il faudra noter le nombre de fourmilières et à quelle
distance des appâts elles se trouvent, car cela aidera à interpréter les résultats.
Les invertébrés terrestres 167
Limites Le nombre des fourmis attirées et leurs espèces dépendront des appâts utilisés, du moment de la journée, de la
température, des précipitations, de la saison, de la végétation, de la présence d'autres sources de nourriture et de la proximité
des fourmilières. L'estimation de l'activité de recherche de nourriture et de l'abondance qui est fournie par les résultats
concerne seulement certaines espèces de fourmis.
Procédure Compter les fourmis sur les appâts et faire une estimation de la quantité d'appât restant.
Données obtenues Le nombre d'espèces sur les appâts, le nombre d'individus de chaque espèce, le pourcentage d'appât restant,
le temps mis par les insectes à trouver les soucoupes appâtées.
Faune échantillonnée Fourmis.
Période d'échantillonnage Il est préférable d'aller examiner les appâts régulièrement, à partir d'une heure après leur mise en place,
puis de continuer à intervalles réguliers (par ex. 3 h, 6 h, 9 h, 24 h) pendant au moins un jour.
Matériel On confectionnera à l'avance un fanion repère et des protections en grillage pour les soucoupes appâtées. Les appâts
peuvent être confectionnés avec les moyens dont on dispose sur place. On peut employer n'importe quelle soucoupe (mais
elles doivent toutes être identiques sur une même zone de traitement). On emportera du plastique transparent et des pinces
à linge sur le terrain pour couvrir les pièges en cas de pluie.
Personnel requis Un employé (deux serait mieux).
Autres méthodes
Quadrats (Critchley et al., 1980); Plaque à cryptozoaires (Sutton, 1972); appâts alimentaires pour les mouches (Stubbs and
Chandler, 1978), les blattes, les criquets et les coléoptères (Southwood 1966); dénombrements directs (Ausden, 1996). Voir
aussi ci-dessous, sacs à débris végétaux attachés. Voir également évaluation de la santé des colonies de termites ci-dessous.
LES INVERTÉBRÉS DE LAVÉGÉTATION
Filets-fauchoirs
Les filets-fauchoirs ne nécessitent que peu de matériel et permettent toujours d'attraper toutes sortes d'animaux vivant dans
la végétation ou la visitant. Les échantillons sont prélevés le long de transects fixes et l'opération doit être effectuée au même
moment de la journée pour une étude donnée. L'utilisation de ces filets la nuit est avantageuse pour piéger certains groupes
comme les sauteriaux, par exemple. Le positionnement du transect doit se faire au hasard ou à l'aide d'une stratification (selon
l'habitat). Pendant l'échantillonnage, l'opérateur avance à une vitesse égale et constante et agite le filet d'un côté et de l'autre
comme une faux (pour couvrir une zone de ±1 m de chaque côté) sur une distance déterminée, par ex. 50 m. Cette distance
peut varier, en fonction de la végétation et des espèces d'invertébrés étudiées.On échantillonnera un minimum de dix transects
par zone de traitement.
Les filets-fauchoirs peuvent aussi être utilisés sur les buissons et les arbres. Dans ce cas, on créera une norme soit pour le
temps que l'on passe à brosser la végétation, soit pour le nombre de passages du filet. Trois minutes suffisent pour chaque
échantillonnage, ce qui représente entre 70 et 100 brossages.
Limites La faune capturée dépend de la végétation, de la hauteur à laquelle se font les passages de filet, la force avec laquelle on
l'abat, le nombre des passages, la vitesse à laquelle on avance, la température, la pluie, la vitesse du vent, l'intensité de la lumière,
le moment de la journée, et la saison.Tous ces paramètres doivent être normalisés pour une étude donnée. Cette méthode ne
produit de données que sur l'abondance relative.
ProcédureAnesthésier ou tuer la faune et trier les spécimens des débris sur un plateau blanc, dénombrer et identifier. Peser si
une estimation de la biomasse est nécessaire (un étuvage est préférable).
Données obtenues Nombre d'invertébrés, biomasse et composition en espèces.
Faune échantillonnée Un large spectre, en particulier Araneae,Orthoptera, Hemiptera, Lepidoptera (surtout des larves), Diptera,
Hymenoptera et certains Coleoptera.
Période d'échantillonnage De préférence toutes les semaines, à heure fixe dans la journée (par ex. 9 h à 12 h).
Matériel On pourra acheter les filets-fauchoirs ou les fabriquer avec des matériaux disponibles sur place. Des fanions repères
seront confectionnés à l'avance. On pourra utiliser des insecticides pyréthrinoïdes pour étourdir les invertébrés.
Personnel requis Un employé. On aura besoin de personnel supplémentaire pour trier, identifier et compter les prises; 3 à 5
serait idéal.
168 C . T i n g l e
Autres méthodes
Échantillonneuses par aspiration du type D-vac (Southwood, 1966) et autres appareils d'aspiration (Steward andWright, 1995);
battage de la végétation (Southwood, 1966; Ausden, 1996); piège lumineux (Törmälä, 1982); et miellée pour papillons de nuit
(Ausden, 1996).Voir aussi dénombrement par transect, ci-dessous.
LES INSECTESVOLANTS
Piège Malaise
Les pièges Malaise sont utiles pour faire des collections globales d'insectes volants. Les Hymenoptera et les Diptera sont
particulièrement vulnérables à cette technique, les Hemiptera, les Lepidoptera, les Orthoptera et les Coleoptera aussi, mais
dans une moindre mesure. Mais les prises avec ces pièges sont extrêmement difficiles à standardiser (Grant, 1989) et leur mise
en place suppose de passer par une phase d'essais et d'erreurs pour arriver à capturer le plus d'insectes possible dans un laps
de temps donné. Il vaut mieux disposer les pièges à proximité des arbres et des buissons si possible, leur extrémité la plus
grande pointée vers le soleil.On veillera à s'assurer que ses surfaces soient le plus tendues possible et que la toile, en particulier
celle de la paroi du milieu, touche bien le sol. Le flacon servant à recueillir les insectes doit être placé à un angle qui leur
permette de pénétrer facilement dans le bocal à partir du haut du piège. On aura rempli le bocal d'alcool à 70%. On pourra
laisser les pièges entre un jour à un mois avant de les vider, mais si on les laisse plus longtemps, il est conseillé de les inspecter
régulièrement pour s'assurer que les bocaux n'ont pas séché, que les pièges n'ont pas été endommagés, qu'ils ne se sont pas
écroulés, ou que des araignées n'ont pas tissé leur toile à l'entrée du bocal, etc. Plusieurs pièges seront nécessaires pour chaque
traitement et il faudra en utiliser autant que l'on peut en vider et en trier les prises pendant la durée déterminée pour l'étude.
Limites La capture dépend de la végétation, du type d'habitat, de la température, de la direction et de la vitesse du vent, de
l'intensité de la lumière, des pluies, de la saison, et de la couleur du piège et sa taille. Les pièges Malaise sont de gros objets
voyants qui peuvent être endommagés ou dérobés, soit par des animaux, soit par des personnes. Le traitement des échantillons
prend beaucoup de temps. Ils mesurent l'abondance d'activité.
Procédure On prélèvera sur les pièges les bocaux destinés à recueillir des animaux et on les remplacera par de nouveaux.Au
laboratoire, on filtrera les animaux au tamis pour enlever l'alcool, on les transférera dans une boîte de Pétri (ou équivalent)
pour les trier, les dénombrer et les identifier correctement.
Données obtenues Composition en espèces, abondance relative et biomasse.
Faune échantillonnée Essentiellement des mouches (Diptera), des Lepidoptera et des Hymenoptera, et certains Coleoptera,
certains Orthoptera et certains Hemiptera.
Période d'échantillonnageVider les pièges tous les 5 à 10 jours. On observera des périodes constantes entre chaque opération
de vidage des pièges pour permettre des prises comparables. Les pièges seront vidés à heures fixes. On s'abstiendra de les
utiliser pendant les fortes précipitations de la saison des pluies.
Matériel Les pièges peuvent être fabriqués à partir de matériaux disponibles sur place (coton à moustiquaire ou "Nitex") d'une
couleur convenable. Le toit du piège doit être fait dans un matériau blanc. Le dispositif de collecte peut généralement être
construit à partir de pots en plastique disponibles sur place (voir fiche méthodologique) Les fanions repères seront préparés
à l'avance. On devrait pouvoir se procurer de l'alcool (ou autre agent de conservation) sur place. Pour repérer le
positionnement de chaque piège (et donc en dresser la carte), un GPS est utile.
Personnel requis Deux employés.Mais on pourra avoir besoin de plus de personnes pour trier et identifier les prises; 3 à 5 serait
idéal.
Piège à eau
Les pièges à eau consistent en une cuvette de couleur remplie d'eau, qui attire de nombreux insectes volants.On la dépose sur
le sol ou sur un support surélevé si la végétation est haute. Les insectes y entrent et se noient. Selon leur couleur, ces pièges
attirent différents groupes d'insectes (par ex. le jaune pour les mouches Diptera, les pucerons, certains Coleoptera et guêpes
chalcidoïdes). Les pièges rouges, bleus et verts sont moins efficaces, en particulier pour les Diptera.On emploiera au moins dix
pièges pour chaque zone de traitement, mais plus on pourra en traiter, plus le résultat sera fiable. On utilisera des pièges de
même taille, de même couleur et de même type pour les différentes zones de traitement et il faudra les disposer à une hauteur
uniforme au-dessus de la végétation. On attrapera de plus grosses quantités si le piège est installé juste au-dessus du niveau de
la végétation qui l'entoure. On les remplira d'eau jusqu'à 1 cm du bord et on y ajoutera quelques gouttes de détergent pour
réduire la tension de surface. On inspectera les pièges régulièrement et souvent.
Limites Les prises dépendent du type de végétation, de la vitesse du vent, de l'intensité de la lumière, des pluies, de la saison, de
la couleur du piège et de la hauteur du piège au-dessus de la végétation. Ils mesurent l'abondance d'activité.
Procédure On peut récupérer les animaux piégés avec une passoire de nylon munie d'un manche ou en déversant le contenu
dans un petit morceau de mousseline ou de tulle (Noyes, 1982). On pourra les déposer ensuite sur un plateau blanc pour
procéder à leur tri, leur dénombrement et leur identification.
Données obtenues Composition en espèces, abondance relative et biomasse.
Les invertébrés terrestres 169
Faune échantillonnée Essentiellement des pucerons (Homoptera:Aphididae), des mouches (Diptera), des Hymenoptera, certains
Coleoptera, et certains Lepidoptera.
Période d'échantillonnageVider les pièges quotidiennement. Éviter de les utiliser pendant les fortes précipitations de la saison des
pluies.
Matériel Pour confectionner les pièges on pourra transformer des cuvettes ou des assiettes disponibles sur place que l'on
peindra de la couleur voulue. Les fanions repères seront préparés à l'avance. On se procurera du détergent sur place.
Personnel requis Un employé. Il se peut qu'il faille davantage de personnes pour trier, identifier et dénombrer les prises; 2 à 3
serait idéal.
Dénombrement par transects
On parcourt un trajet déterminé à l'avance et toute la faune étudiée est identifiée et dénombrée sur une distance (ou un
périmètre) donnés, des deux côtés et devant la personne qui enregistre les données. Le dénombrement par transects peut être
utilisé pour les Lepidoptera, les Orthoptera, les Araneae (on dénombre les toiles d'araignée) et, moins souvent, les
Hymenoptera, les Diptera et les Coleoptera. Les transects pourront être assez longs, en fonction de la faune (jusqu'à 2 km) et
seront divisés en sections représentant les différents microhabitats. Les données recueillies pour chaque sous-section doivent
être notées à part. On parcourra régulièrement les transects, au moins une fois par semaine. La procédure varie en fonction
des invertébrés étudiés, et ce qui suit n'est valable que pour les papillons (Pollard, 1977).
On parcourra le transect à pas lents et réguliers et on notera tous les insectes que l'on verra dans une "boîte" imaginaire de
5 m de long, 5 m de haut et 2,5 m de part et d'autre de soi.Tous les insectes qu'on ne saura pas identifier visuellement de façon
définitive seront capturés pour identification. Si on ne parvient pas à les attraper, on n'en tiendra pas compte. On notera la
température, la vitesse du vent et l'ensoleillement au début et à la fin du transect et plus souvent si possible. On notera
également la longueur du transect (et de toutes les sous-sections).
Limites Cette méthode est soumise à un grand nombre de paramètres et ne fournit qu'une estimation relative sur l'abondance.
Il faut faire très attention à définir des transects ayant le même habitat, type de végétation, microclimat, longueur, etc. On doit
parcourir les transects à heure fixe dans la journée (voir la rubrique "période d'échantillonnage").
Procédure Il faut bien connaître la faune à échantillonner dès le départ pour que l'identification se fasse vite et avec précision
sur le site.
Données obtenues Nombre d'invertébrés présentant un intérêt qu'on aura vus.
Faune échantillonnée Papillons (méthodes analogues quoique légèrement différentes pour les sauteriaux, les libellules, etc.).
Période d'échantillonnage Parcourir les transects au moins une fois par semaine. Dans la mesure du possible, les transects des
zones traitées et non traitées devront être parcourus dans la même matinée ou le même après-midi et dans des conditions
météorologiques identiques. L'heure du jour à laquelle on parcourt les transects doit rester aussi constante que possible.
L'inspection de prétraitement doit se faire pendant au moins 4 semaines et l'inspection de post-traitement au moins pendant
le premier, le troisième et le sixième mois suivant celui-ci (plus souvent si possible).
Matériel Les fiches d'observations seront préparées ou photocopiées à l'avance (voir l'exemple figurant après la fiche
méthodologique). Pour les papillons, un filet pourra être fabriqué avec des matériaux disponibles sur place. On devra acheter
les flacons d'échantillonnage et un thermomètre. Des fanions repères seront confectionnés à l'avance.
Personnel requis 1 ou 2 (mais ne pas modifier le nombre de personnes employées une fois que l'échantillonnage a débuté). S'il
y a deux personnes, l'une crie à l'autre ce qu'elle voit pendant que l'autre note les données, sans prendre part aux observations.
Activité des abeilles dans les ruches
L'impact des pesticides sur les abeilles se mesure mieux en procédant à la quantification de l'activité des abeilles et/ou en
observant la taille des essaims et la production des rayons. Soit on construira des ruches artificielles, soit on observera des
ruches naturelles. Le nombre d'abeilles entrant et sortant des ruches sera noté pendant une période déterminée (par ex. 3
minutes). On observera l'activité des abeilles ouvrières toutes les heures pendant une période uniforme (par ex. 9 h à 12 h).
et pendant un nombre de jours donnés avant et après les pulvérisations. On observera la mortalité des abeilles en recueillant
celles qui tombent à l'entrée des ruches, et ce pendant plusieurs jours avant et après les pulvérisations. Il faudra aussi observer
la désaffection des ruches. Aucune fiche méthodologique n'est fournie pour cette technique et il sera bon de consulter un
apiculteur ou tout autre spécialiste des abeilles. On pourra peser l'essaim après l'avoir enfumé et on procédera à l'observation
directe des rayons pour évaluer la production de miel (Douthwaite et al., 1988). On inspectera le plus possible de ruches, mais
il en faut au moins dix par zone de traitement.
Autres méthodes
Pièges à aspiration, leurres (Southwood, 1966); pièges lumineux (Butler and Kondo, 1991); miellée pour les papillons de nuit
(Ausden, 1996); pièges à fenêtres (Chapman and Kinghorn, 1955); pièges orientés au vent (Vogt et al. 1985); méthodes par
transects pour les sauteriaux (FAO, 1994); et les libellules (Brooks, 1993).
170 C . T i n g l e
LES INVERTÉBRÉSARBORICOLES
Piège en entonnoir ou piège de drap
On peut disposer des entonnoirs ou déployer des draps sur le sol des bois pour capturer les invertébrés qui, "assommés" par
un insecticide appliqué par voie aérienne, tombent de la canopée (on parle d'effet de choc) (Grant, 1989). Ces pièges auront
une taille suffisante (± 2 m x 2 m). On pourra adapter des draps ou des entonnoirs plus petits pour mesurer l'impact de cet
insecticide autour des troncs d'arbre (Lambert et al. 1991). Les arbres à échantillonner seront assortis par espèce, diamètre et
type de boisement environnant. Cette procédure donne une bonne indication de la faune qui souffre des effets aigus des
applications de pesticides. Si on utilise des draps par paire, dont un seul imprégné d'insecticide, on pourra faire des estimations
sur le rétablissement de la faune qui souffre de l'effet de choc. On parvient à une uniformisation en notant les animaux qu'on
trouve dans les collecteurs à heures fixes, de préférence aux premières lueurs pour éviter que les prises ne servent de proies
à d'autres animaux.
Limites Les prises dépendent de l'habitat, de la température, des pluies, de la vitesse du vent, de la prédation sur des pièges non
surveillés et du taux de rétablissement de l'effet de choc. Il ne s'agit pas d'une méthode quantitative. Les draps sont susceptibles
d'être retournés par le vent, et il faut utiliser des pierres ou d'autres objets lourds pour les arrimer.
Procédure Ôter les animaux du drap ou de l'entonnoir sur place, à l'aide de pinces, d'un aspirateur, d'un pinceau, etc.
Données obtenues Composition en espèces de la faune sensible.
Faune échantillonnée Invertébrés de toutes sortes, en fonction de l'habitat échantillonné.
Période d'échantillonnage Deux fois par jour (ou plus souvent si possible), à commencer le plus tôt possible après la pulvérisation.
Échantillonnage en période de prétraitement à effectuer à heure fixe chaque jour.
Matériel On peut facilement confectionner des pièges avec des matériaux disponibles sur place comme des draps de lit en
coton, en lin ou en nylon.On fabriquera des poteaux de soutènement sur le site (à condition qu'il y ait des arbres à proximité).
Personnel requis 2 (minimum)
Pièges sur tronc
Ces pièges sont utiles pour procéder à l'évaluation de la composition faunique et de l'abondance relative des invertébrés qui
vivent dans les troncs ou qui les descendent et remontent régulièrement. Les troncs sur lesquels ces pièges fonctionnent le
mieux sont relativement lisses, mais ils peuvent s'adapter à n'importe quelle surface. On trouve un dessin de ce piège chez
Moeed and Meads (1983), que l'on peut adapter pour utiliser avec différents matériaux faciles à trouver dans les pays en
développement si nécessaire. Les arbres à échantillonner seront assortis par espèce, diamètre et type de bois environnant. Il
faudra installer les pièges à une hauteur uniforme du sol, (par ex. 1 m). Les collecteurs seront remplis d'alcool à 70% ou de
formol et pourront être laissés pendant une semaine maximum avant d'être vidés. Le piège de Moeed et Meads est muni d'un
plateau de récupération amovible, mais si on ne dispose pas de ce type de piège, on peut adapter une simple pompe manuelle
pour le vider (voir fiches méthodologiques).
Limites Dépend des espèces d'arbre, de leur diamètre, du type d'écorce, de la saison, du type de boisement. Ne fournit que des
données sur l'abondance relative. Dépend de l'activité.
Procédure Extraire la faune du piège à l'aide de pinces et d'une pompe à vide. Trier, dénombrer et identifier la faune dans le
plateau blanc ou dans des boîtes de Pétri.
Données obtenues Composition en espèces et biomasse.
Faune échantillonnée Invertébrés de toutes sortes, dont Acari, Araneae, Chelonethi, Collembola,Thysanura, Coleoptera,
Orthoptera, Hemiptera, Hymenoptera, et Blattodea
Période d'échantillonnageVider les pièges chaque semaine.
Matériel fanions repères ou peinture; les pièges pourront être fabriqués avec des boîtes en plastique disponibles sur place et du
film plastique épais. Il faudra acheter les pots à échantillons. Il faudra également adapter une pompe aspirante à l'aide de
matériaux disponibles sur place, mais cela nécessitera l'achat d'une pompe élémentaire d'un certain type.
Personnel requis Deux. Il se peut qu'il faille davantage de personnes pour trier, identifier et dénombrer les prises; 3 personnes
ou plus serait idéal.
Les invertébrés terrestres 171
Collecte directe
On peut aussi prélever des invertébrés à l'aide d'un aspirateur (type "Pooter"), ou bien des pinces peuvent aussi servir à
échantillonner les habitants des troncs (Ausden, 1996). Il faudra prévoir une durée fixée d'avance pour effectuer la collecte (par
ex. 5 à 20 minutes, en fonction de la faune étudiée, de l'arbre et du type d'habitat).
Autres méthodes
Le battage (Ausden, 1996); D-Vac adapté (Lambert et al., 1991); échantillonnage de la canopée (Basset et al., 1997). N.B.: Les
techniques de brumisation de la canopée ne sont pas recommandées dans les études sur l'impact des pesticides.
LES INVERTÉBRÉSTERRICOLES
Carottages de sol
On peut réaliser des mesures de population exactes en prélevant des carottes de sol dont on extraira les invertébrés. Pour
faire des comparaisons de quantités, de diversité ou de biomasse sur des animaux provenant de différentes zones, il faudra que
le sol soit le même, ainsi que le volume de sol prélevé et la profondeur à laquelle on prélève la carotte. Ces prélèvements
peuvent se faire à l'aide d'une pelle, d'un déplantoir, d'une tarière, d’un tube d'acier ou de tout autre outil de forage. En général,
les pesticides ne pénètrent pas profondément dans le sol en principe, et donc il est rarement nécessaire de prélever des
carottes à une profondeur supérieure à 10 cm, et d'habitude, 5 cm seront suffisants pour évaluer un éventuel impact de
pesticide sur la faune du sol. Les petites carottes (de 10 cm de diamètre maximum) peuvent faire l'objet d'une extraction à
l'entonnoir deTulgren ou à une extraction par flottage; quant aux grosses carottes, on peut les trier à la main pour en extraire
les macroinvertébrés. Le flottage et le tamisage peuvent nous renseigner sur la quasi totalité de la faune présente dans une
carotte (y compris à des stades immobiles, comme les oeufs et les pupes). L'entonnoir de Tulgren produit moins de résultats,
car il faut que la faune se déplace dans le sol, et généralement, il ne fournit pas de données utiles sur les Nematoda, lesAnnelida
et un grand nombre d’Acari et d’insectes plus délicats.
Limites La faune échantillonnée et les quantités obtenues dépendent du type de sol, de la saison, du moment de la journée, du
temps qu'il fait, du volume de la carotte, de la profondeur à laquelle on fait le prélèvement et de la végétation de surface.
Procédure Les carottes pourront soit être émiettées sur un plateau blanc et triées à la main (pour en extraire la macrofaune)
ou bien on en extraira la faune à l'aide d'entonnoirsTulgren (voir fiche méthodologique) ou de techniques de flottage (voir fiche
méthodologique).Trier, dénombrer et identifier la faune dans des boîtes de Pétri. Monter les microinvertébrés sur des lamelles
de microscope pour les examiner et les identifier.
Données obtenues Composition en espèces, espèces et biomasse.
Faune échantillonnéeToutes sortes d'invertébrés y compris Annelida, Nematoda, Myriapoda (Diplopoda), Chilopoda, Pauropoda
et Symphila), Isopoda, (Chelonethi), Acari, Collembola, Thysanura, Araneae, Isoptera, Psocoptera, Thysanoptera, Coleoptera,
Orthoptera, Hemiptera, Hymenoptera et Blattodea.
Période d'échantillonnage Prélever des carottes chaque semaine (pendant 3 à 4 semaines avant traitement) et chaque semaine
pendant le premier mois post-traitement, plus chaque mois pendant les 3 à 6 mois suivant celui-ci. Si une extraction auTulgren
est utilisée, on laissera les entonnoirs en plein soleil pendant au moins 5 jours.
Matériel On peut fabriquer une tarière de sol avec des tubes métalliques disponibles sur place. Sinon, on pourra se servir d'une
pelle ou d'un déplantoir pour prélever une quantité déterminée de terre. Tout le matériel nécessaire à l'extraction des
invertébrés par flottage peut être adapté à partir de matériaux disponibles sur place. Les entonnoirs de Tulgren peuvent se
fabriquer dans des entonnoirs en métal ou émaillés (à condition qu'on puisse en acheter sur place) mais il faudra normaliser la
taille. On pourra réaliser un support de rangement, en bois ou en métal de récupération, et dans les endroits où il n'y a ni
laboratoire ni électricité, ces porte-entonnoirs pourront être laissés en plein soleil. À la saison sèche, la température élevée et
la faible humidité permettront généralement une extraction correcte des invertébrés.
Personnel requis 1 (2 serait mieux). On aura besoin de personnel supplémentaire pour trier, identifier et compter les prises; 3 à
5 serait idéal.
172 C . T i n g l e
Sacs à débris végétaux
Des sacs servant à ramasser les feuilles mortes pourront servir à échantillonner les invertébrés du sol (en particulier la
microfaune), mais ils ne donnent de leur abondance qu'une mesure relative. On pourra utiliser des sacs avec des mailles de
tailles différentes, pour permettre l'accès à des invertébrés d'un certain calibre et exclure les autres. Des tailles de mailles
d'environ 4 mm laisseront passer généralement tous les invertébrés du sol; des mailles d'environ 600 µm laisseront entrer les
Nematoda, les Collembola et les Acari mais exclueront les macroinvertébrés, tandis que des mailles d'une taille inférieure à 60
µm n'excluront que les plus petits des microinvertébrés. Si on connaît le poids des feuilles sèches dont sont remplis les sacs
voire l'endroit où on les a ramassées, on pourra alors faire une évaluation quantitative de la matière consommée et
décomposée. Les feuilles mortes utilisées seront les mêmes pour tous les sacs et toutes les zones de traitement. Si ce sont les
macroinvertébrés que l'on étudie, on aura besoin de grandes quantités de sacs sur chaque zone de traitement, avec un minimum
de 50 pour chaque taille de maille.On pourra attacher les sacs à la surface du sol ou les enterrer. N'importe quelle profondeur
conviendra (à condition que ce soit la même pour toutes les zones de traitement), mais entre 10 et 15 cm est conseillé (30
cm maximum). La faune risque d'être différente selon les saisons et, par conséquent, l'époque de l'enfouissage des sacs et celui
de leur récupération est une donnée importante. La densité en invertébrés risque d'être plus élevée pendant la saison des
pluies, mais il faudra laisser les sacs enterrés ou attachés pendant au moins un mois, quelle que soit la saison. Lors de la
récupération, on transvasera immédiatement chaque sac dans un autre sac plastique ou une boîte en plastique. On videra les
sacs de toute la terre et tous les débris qu'ils contiennent et qu'on récupérera.Ce matériau pourra ensuite subir une extraction
par flottage (Murphy, 1962) (voir également fiche méthodologique) et être tamisé pour séparer les invertébrés présents et
procéder à leur collecte.
Limites La faune échantillonnée dépend du type de sol, de la présence de feuilles mortes et de la profondeur à laquelle elles se
trouvent, de la saison et du type de boisement.Cette méthode ne fournit que des données sur l'abondance relative. Elle dépend
de l'activité des organismes. La faune extraite dépendra ensuite du traitement des échantillons (qu'il faudra par conséquent
normaliser).
Procédure Extraire la faune du contenu des sacs, soit en les triant à la main, soit en ayant recours au flottage.Trier, dénombrer
et identifier la faune sur un plateau blanc ou des boîtes de Pétri (monter la microfaune sur des lamelles de microscope et
l'examiner sous un microscope très puissant).
Données obtenues Composition en espèces, quantités et biomasse.
Faune échantillonnée Toutes sortes d'invertébrés: Annelida, Nematoda, Myriapoda, Isopoda, Chelonethi, Acari, Collembola,
Thysanura,Araneae, Isoptera, Psocoptera, Blattodea, Orthoptera, Hemiptera, Coleoptera et Hymenoptera.
Période d'échantillonnage Le laps de temps qui s’écoule avant la collecte dépend de si l’échantillonnage des invertébrés est
combiné à une observation de la décomposition des débris végétaux. Si on fait les deux, voir le chapitre 7 sur les
transformations dans le sol pour connaître les durées. Si l'on ne fait que l'échantillonnage des invertébrés: - pour les sacs
attachés à la saison des pluies - laisser en place pendant au moins 4 semaines avant le traitement; remplacer les sacs au moment
du traitement et laisser en place pendant au moins 4 semaines (2 mois maximum); pendant la saison sèche - laisser en place
pendant au moins 4 semaines avant le traitement; remplacer les sacs au moment du traitement et laisser en place pendant au
moins 4 semaines (3 mois maximum). Pour les sacs enterrés: pendant la saison des pluies - laisser en place pendant au moins
4 semaines avant le traitement; remplacer les sacs au moment du traitement et laisser en place pendant au moins 4 semaines
(3 mois maximum); pendant la saison sèche - laisser en place pendant au moins 4 semaines avant le traitement (maximum 6
mois).
Matériel On peut fabriquer des sacs à débris végétaux si on dispose de plastique tissé sur place. Les feuilles mortes peuvent
être ramassées sur place, pourvu qu'on garde toujours la même sorte de feuilles. Cartes de repérage donnant la position des
sacs ou GPS pour noter leur position et feutres marqueurs.
Personnel requis 1 (2 serait mieux). On aura besoin de personnel supplémentaire pour trier, identifier et compter les prises; 3 à
5 serait idéal.
Évaluation de la santé des colonies de termites
Il est bien connu que mesurer l'abondance relative d'insectes sociaux comme les termites et les fourmis est très compliqué.
Toutefois, la seule façon pour un pesticide d'avoir un effet significatif sur ces insectes est d'affecter la santé de la colonie entière.
La mort d'ouvriers isolés n'a aucune signification, à moins de constater une mortalité dans des proportions catastrophiques. La
santé des termites qui construisent les monticules peut s'évaluer en observant le temps qu'il faut aux ouvriers pour réparer
les dégâts subis par la termitière. Le monticule et sa structure sont des éléments cruciaux pour maintenir une colonie en bonne
santé (grâce à la régulation de la température et à la protection qu'ils offrent à la colonie face aux prédateurs ou à d’autres
ennemis, à la pluie, au vent, etc.) et, par conséquent, tout dégât subi par le monticule sera à réparer en priorité par les ouvriers
de la colonie.Une colonie en bonne santé mobilisera rapidement des ouvriers pour se rendre sur le lieu des dégâts et se mettre
à réparer.
Les invertébrés terrestres 173
Infliger des dégâts exprès à une quantité prédéterminée de termitières et noter le temps qu'il faut à la colonie pour les réparer
est donc est un utile instrument d'évaluation de la santé relative de la colonie. Il s'agit là d'une technique simple et rapide et
qui ne nécessite aucune expertise taxonomique. Plus la quantité de monticules que l'on pourra mettre en jeu sera grande,
mieux cela vaudra (selon la taille de la zone d'étude et celle des monticules). En général, l'idéal est de disposer de 50 à 100
monticules (quoique pour les macrotermites, qui construisent des monticules de densité plus faible, 30 devraient suffire). La
méthodologie peut être adaptée au temps dont on disposera pour l'étude et/ou à la persistance de la matière active (m.a.) du
pesticide (voir fiche méthodologique).
Limites A ce jour, cette méthode n'a été testée que sur des termites bâtisseurs de monticules. Elle dépend de la saison et des
espèces. Elle ne donne qu'une mesure relative.
Procédure Sur chaque monticule d'aspect différent, on prélèvera des spécimens pour procéder à leur identification.
Données obtenues Espèces de termites (suite à leur identification par un spécialiste des termites).Temps mis à réparer les dégâts
infligés au monticule.
Faune échantillonnéeToutes les espèces de termites bâtisseurs de monticules.
Période d'échantillonnage Soit une fois par jour pendant les 10 premiers jours, puis une fois par semaine pendant les 3 mois
suivants, et enfin une fois par mois pendant les 6 mois suivants; ou une fois par semaine pendant les 8 premières semaines, puis
une fois par mois pendant 9 mois.
MatérielTout le matériel nécessaire peut être acheté sur place ou fabriqué avec des matériaux locaux.
Personnel requis 1 à 2.
Autres méthodes
Échantillonnage de monolithe (Anderson and Ingram, 1989); arrosage au formol pour les vers de terre (Southwood, 1996).
COLLECTE D'INVERTÉBRÉS TERRESTRES DESTINÉE À ANALYSER LES
RÉSIDUS DE PESTICIDES
Parmi les méthodes décrites ci-dessus, toutes celles qui donnent lieu à un échantillon sec peuvent servir à collecter des
invertébrés qu'on destinera à l'analyse des résidus; sinon, on recueillera les animaux directement à l'aide d'un aspirateur ou de
pinces. L'analyse des résidus coûte cher et il faudra apporter le plus grand soin lorsqu'on procédera à l'échantillonnage pour
éviter une contamination croisée et que d'autres erreurs, exposées au chapitre 6, ne faussent les résultats. Il est souvent
décevant d'essayer d'établir un lien entre les effets sur les populations et les niveaux de résidus en raison de la variabilité de
ces derniers; et il importe de bien suivre les méthodes décrites au chapitre 6 pour éviter cela. Les instruments servant à la
collecte devront être parfaitement propres avant le début de l'échantillonnage et il faudra utiliser des instruments différents
pour des échantillons provenant de chaque zone de traitement différente, ou alors les rincer à l'acétone entre chaque usage.
On collectera la faune dans des bidons ou des flacons en aluminium avant de la congeler ou de la conserver dans une solution
de formol à 10% jusqu'à ce que l'analyse de résidus puisse être menée. Les flacons doivent être équipés de bouchons
d'aluminium sans plastique à l'intérieur, et clairement étiquetés (voir chapitre 6). Il faudra demander les conseils d'un chimiste
spécialiste des pesticides.
TRAITEMENT DES DONNÉES
La plupart des données recueillies à l'aide des méthodes décrites dans ce chapitre se présenteront sous la forme d'un
dénombrement et seront des estimations de l'abondance relative des espèces de coccinelle, par exemple, attrapées dans un
échantillonnage réalisé au filet-fauchoir, ou bien du nombre d'araignées de l'espèce Habrocestum risicalli attrapées dans un piège
de Barber S4, etc. Le traitement de données de ce type en vue de leur analyse est abordé en détail dans de nombreuses
sections de ce manuel (voir chapitre 1, exemple concret; chapitre 2).
Mais plusieurs de ces méthodes peuvent également fournir des données sur les espèces présentes sur un site donné, sur un
piège ou un échantillon particulier, c'est-à-dire la composition en espèces. A partir de cela, d'autres données peuvent être
amassées sur la richesse en espèces, la diversité des espèces et la similarité des espèces entre les pièges, les échantillons ou les
sites. La comparaison de ces données pourra être faite si les données sont convenablement traitées. Il est souvent possible de
tester les différences de richesse ou de diversité en espèces de manière statistique.
174 C . T i n g l e
Similarité
Il existe plusieurs indices pour déceler des similarités dans la composition en espèces entre les échantillons ou les sites. L’indice
de Sørensen (QS) est donné par la formule:
QS = . 2j . x 100
(a + b)
dans laquelle j = le nombre d'espèces communes à deux échantillons
a = le nombre d'espèces observées dans l'échantillon A
b = le nombre d'espèces observées dans l'échantillon B
L’indice de Sørensen s’accroît jusqu'à ce que le nombre d'espèces communes à deux échantillons augmente pour atteindre
100% de similarités, c'est-à-dire quand toutes les espèces sont communes aux deux échantillons. L’indice de Sørensen dépend
de la taille de l'échantillon et donc d'une valeur limitée.
Mais l'indice de Mountford surmonte ce problème, et sa formule est la suivante:
eaI + ebI = 1 = e(a + b – j)I
dans laquelle a, b et j sont comme ci-dessus.
On obtient I par interpolation dans le tableau des exponentielles, à l'aide de l'expression suivante, qui est une approximation à I
2j
2ab – (a + b)j
A partir de là, il est possible de classer les sites en s'appuyant sur une comparaison hiérarchique de leurs indices de similarité.
On commence par compiler les sites dans un tableau de coïncidences (voir Tableau 8.2), qui fait apparaître les sites à la fois en
tête de colonne et de rang puis indique dans la case correspondante la valeur de l'indice de similarité entre chaque paire.
Ces deux sites sont ensuite regroupés et les indices de similarité sont calculés entre ce groupe et chacun des sites restants.
Un tableau de coïncidences réduites est ensuite compilé. La paire choisie est celle qui a l'indice de similarité le plus élevé venant
juste après, et on répète la procédure d'appariage des sites et de réévaluation des indices.
Les sites sont ensuite répartis sur un graphe de similarité, ce qui donne une disposition en grappes (voir Figure 8.1).
Diversité
Il existe plusieurs indices servant à mesurer (ou, au sens strict, à résumer) la diversité de la faune que l'on trouve sur un site
donné dans un habitat donné. Mais tous ont des inconvénients et aucun n’est une représentation parfaite de la diversité des
espèces. Parmi ceux que l'on utilise le plus couramment, l'un d'eux est la fonction de Shannon-Wiener (H'). La méthode de
calcul de cet indice figure au chapitre 11.
Les invertébrés terrestres 175
Tableau 8.2 :Tableau de coincidence donnant les similarités d’espèces sur 10 sites traités au DDT et 10 sites non traités
dans la savane arborée basé sur le quotient de similarité de Sørensen appliqué aux prises d’invertébrés dans des pièges
de Barber
U1 U2 U3 U4 U5 U6 U7 U8 U9 U10 S1 S2 S3 S4 S5 S6 S7 S8 S9 S10
U1
U2 50.7
U3 45 44.9
U4 41.1 39.6 37.3
U5 44.2 44.8 50.3 36.9
U6 39.6 41.3 37.2 37 38.8
U7 35.1 33.9 32.9 35 33.3 31.9
U8 40.6 40.2 37.9 52.8 38.9 39.9 34.2
U9 36.1 41 33.3 37.2 42.1 38.1 33.7 40
U10 40.5 40.2 38.7 39.4 39.4 52 32.8 41.1 38.4
S1 38.9 40.7 40.2 43.1 39.3 38.3 32.5 38.4 37.8 40
S2 39.6 40 38.8 41.9 37.9 37.9 33 40.1 39.2 37.8 46.2
S3 31.9 32.7 29.8 34.2 32 31.9 32.8 33.2 26.4 30.5 33.2 31.6
S4 30.5 33.1 33.7 36.2 33.8 34.3 28.2 31.8 34.7 32.6 35.2 33.2 42.6
S5 34.6 36 32.2 35.3 36.8 30.7 41.7 33.3 36.3 35.8 31 34 36.2 34.2
S6 31.1 35.5 31 31.2 34.2 32.2 42.1 34.8 32.9 36.7 35.9 31.6 35.8 35.9 44.9
S7 33.7 36.1 35.4 33.5 29.7 32.4 23.2 36.9 30.9 33 33.9 32.7 41.5 44.6 33.9 34.1
S8 32.3 30.6 32.1 33.9 31.7 35.1 22 32.8 35.7 32.1 36.5 34.9 40.8 43.9 36.6 35.7 56.5
S9 31.3 31.7 36.6 34.4 36 32.5 27.7 36.4 37 33.4 31.4 32 41.9 44.2 34.2 33.9 47.9 48.6
S10 34.5 33.6 30.8 36.7 35.4 35.6 41.3 34.1 31.9 35.1 35 31.5 36.3 35.4 49 44.2 35.8 36.4 37
176 C . T i n g l e
60
S8 S7
U4 U8
U10 U6
U1 U2
S9 U3 U5
S10 S5
50
S1 S2
S4 S6
S3
U7 U9
40
Figure 8.1: Dendogramme de similarités des espèces d'invertébrés capturés dans des piège de Barber de deux zones de
traitement différentes au Zimbabwe. Classification hiérarchique des sites d'échantillonnage selon l’indice de
similarité de Sørensen . U1-U10 non traitées; S1- S10 traitées au DDT
TECHNIQUES DE MONTAGE POUR LA CONSERVATION ET
L'IDENTIFICATION DES INVERTÉBRÉS
La majorité des invertébrés attrapés avec les méthodes décrites plus haut peut être conservée dans de l'alcool à 70% dans des
flacons bouchés et étiquetés, en verre ou en plastique. Mais pour certains groupes, le montage doit se faire à sec pour pouvoir
exposer correctement les caractéristiques taxonomiques nécessaires à leur identification.
C'est le cas des papillons de nuit et de jour, qu'on épinglera sur des étaloirs, ailes déployées pour les exposer. Pour les gros
Coleoptera (> 1 cm), l’épingle devra traverser le bon élytre, de façon à bien montrer les pattes et les antennes, dans la mesure
du possible. Les Coleoptera plus petits seront montés sur des pointes de bristol avec de la colle à Coleoptera, en exposant
bien les pattes et les antennes, dans la mesure du possible. Les Orthoptera seront épinglés pattes déployées, ainsi qu'au moins
une paire d'ailes ou les deux. Les gros Diptera et Hymenoptera doivent être épinglés par le thorax, les ailes déployées d'un
côté ou de part et d'autre du corps (Figure 8.2). Dans certains cas, un épinglage latéral est nécessaire, pour les Diptera en
particulier (voir Figure 8.3). Les petit Diptera et Hymenoptera (par ex. les Chalcidoidae) peuvent être micro-épinglés (voir
Figure 8.4), ou collés sur des pointes de bristol (Figure 8.5) ou des fiches cartonnées. Pour les tout petits Diptera et
Hymenoptera, on pourra avoir besoin de les monter sur des lamelles de microscope (Figure 8.6). Les Acari et les Collembola
seront généralement montés dans du lactophénol sur des lamelles de microscope.
% similitude
Les invertébrés terrestres 177
Figure 8.2: Présentation des grands Lepidoptera, Figure 8.3: Épinglage latéral
Diptera et Hymenoptera, etc.
Figure 8.4: Présentation des Figure 8.5: Pointage bristol pour les petits
microlépidoptères, Diptera, Diptera, Coleoptera, etc.
Coleoptera et Hymenoptera
(Tiré de A Dipterist’s Handbook.The Amateur Entomologist 15 (1978), Stubbs,A. and Chandler, P (eds), publié par la société des
Entomologistes amateurs, Hanworth, Royaume-Uni.)
178 C . T i n g l e
Figure 8.6: Disposition standard pour parties du corps de petites guêpes chalcides montées sur une lamelle de
microscope
(Tiré de The Hymenopterist's Handbook.The Amateur Entomologist 7 (1986) Betts, C. publié par la société des Entomologistes amateurs,
Hanworth, Royaume-Uni.)
ÉTIQUETAGE DES SPÉCIMENS D'INVERTÉBRÉS COLLECTÉS
L'étiquetage correct des invertébrés collectés est d'une importance capitale.Tout invertébré collecté sera placé immédiatement
dans un récipient avec une étiquette indiquant la date de capture (ou la date de naissance, s'il s'agit d'un élevage), le lieu de
capture (mentionnant de préférence la latitude et la longitude), l'habitat, la méthode de capture, l'hôte ou la plante-hôte (si
élevage) et le nom du collecteur.
Une autre étiquette sera préparée portant le nom de l'invertébré ainsi que celui de la personne qui l'a identifié et la date. Sur
les deux étiquettes l'inscription sera faite au crayon à papier ou à l'encre indélébile.
Ampoza, District deTulear, Madagascar Pelopidas methias
S32° 43’ E44° 56’ 623 m Lepidoptera: Hesperidae
Filet-fauchoir, sur prairie dominée par Heteropogon contortus Det. D. Lees 14 août 1999
C.C.D.Tingle 21 janvier 1999
Exemple d'une étiquette de données Exemple d'une étiquette de détermination
Les invertébrés terrestres 179
ADRESSES UTILES
The Curator, Invertebrate Collections, Natural History Museum, Cromwell Road, Londres SW7 5BD, R-U.
Watkins and Docaster, Entomological equipment and supplies, P O Box 5, Cranbrook, Kent TN18 5EZ, R-U.
RÉFÉRENCES
ADIS, J. (1979) Problems of interpreting arthropod sampling with pitfall traps. Zoologische Anzeiger, Jena, 202(3/4): 177-184.
ANDERSON, J.M. and INGRAM, J.S.I. (eds) (1989) Tropical Soil Biology and Fertility:A Handbook of Methods.Wallingford, UK: CAB
International.
AUSDEN, M. (1996) Invertebrates. pp. 139-177. In: Ecological Census Techniques. A Handbook. Sutherland,W J. (ed.). Cambridge:
Cambridge University Press.
BASSET,Y., SPRINGATE, N.D.,ABERLENC, H.P and DELVARE, G. (1997) A review of methods for sampling arthropods in tree
canopies. In: Canopy Arthropods. Stork, N.E.,Adis, J. and Didham, R.K. (eds). London: Chapman and Hall.
BROOKS, S. J. (1993) Review of a method to monitor adult dragonfly populations. Journal of the British Dragonfly Society, 9(1): 1-
4.
BUTLER, L. and KONDO,V (1991) Macrolepidopterous moths collected by blacklight trap at Cooper’s Rock State Forest,West
Virginia:A baseline study. Bulletin, No. 705.West Virginia University,Agricultural and Forestry Experiment Station.
CHAPMAN, J.A. and KINGHORN, J. M. (1955)Window flight trap for insects. Canadian Entomologist, 87: 46-47.
CRITCHLEY, B.R., COOK,A.G., CRITCHLEY, U., PERFECT,T.J. and RUSSELL-SMITH,A. (1980) The effects of crop protection
with DDT on some elements of the subterranean and surface active arthropod fauna of a cultivated forest soil in the humid
tropics. Pedobiology, 20: 31-38.
DOUTHWAITE,R.J., MAHMOUD,D.A. and ABDISALAM, S.T (1988) Effects of drift sprays of endosulfan applied for tsetse fly
control on honeybees (Apis mellifera L.) in Somalia. Journal of Agricultural Research, 27 (1): 40-48.
EBERHARDT, L.L. and THOMAS, J.M. (1991) Designing environmental field studies. Ecological Monographs, 61 (1): 53-73.
FAO (1994) Directives sur le Criquet pèlerin 2. Prospection.Deuxième édition, Rome, 2001:Organisation des Nations Unies pour
l’alimentation et l’agriculture.
FRENCH, J.R.J. and ROBINSON, P. J. (1981) Baits for aggregating large numbers of subterranean termites. Journal of the Australian
Entomological Society, 20: 75-76.
GRANT, I.F (1989) Monitoring insecticide side-effects in large-scale treatment programmes: tsetse spraying in Africa. pp 43-69.
In: Pesticides and Non-target Invertebrates. Jepson, P C. (ed.).Andover, UK: Intercept.
LAMBERT, M.R.K., GRANT I.F, SMITH, C.L.,TINGLE, C.C.D. and DOUTHWAITE, R.J. (1991) Effects of deltamethrin ground-
spraying on non-target wildlife. Environmental impact assessment of ground-spraying operations against Tsetse flies in
Zimbabwe.Technical Report, No.1. Chatham, UK: Natural Resources Institute.
180 C . T i n g l e
MOEED,A. and MEADS, M.J. (1983) Invertebrate fauna of 4 tree species in the OrongorongoValley, New Zealand, as revealed
by trunk traps.New Zealand Journal of Ecology, 6: 39-53.
MURPHY, P.W (ed.) (1962) Progress in Soil Zoology. London: Butterworths.
MURPHY, C. F and CROFT B.A. (1990) Forest ant composition and foraging following aerial spraying of carbaryl to suppress
Western Spruce Budworm. Canadian Entomologist, 122: 595-606.
NOYES, J.S. (1982) Collecting and preserving chalcid wasps (Hymenoptera: Chalcidoidea). Journal of Natural History, 16: 315-334.
POLLARD, E. (1977) A method for assessing changes in the abundance of butterflies. Biological Conservation, 12: 115-134.
ROGERS, L.E., BUSCHBOM, R.L. and WATSON, C.R. (1977) Length-weight relationships of shrub-steppe invertebrates.
Annals of the Entomological Society of America, 70: 51-53.
SOUTHERTON, N.W, JEPSON, PC. and PULLEN,A.J. (1988) Criteria for the design, execution and analysis of terrestrial non-
target invertebrate field tests. pp. 183-190. In: Field Methods for the Study of Environmental Effects of Pesticides. Greaves,M. P, Smith,
B. D. and Greig-Smith, PW (eds). BCPC Monograph, No. 40.Thornton Heath: British Crop Protection Council.
SOUTHWOOD,T.R.E. (1966) Ecological Methods. London: Chapman and Hall.
STEWART, A.J.A. and WRIGHT A.F (1995) A new inexpensive suction apparatus for sampling arthropods in grassland.
Ecological Entomology, 20: 98-102.
STUBBS, A. and CHANDLER, P (1978) A Dipterists Handbook. The Amateur Entomologist, Volume 15. Hanworth, UK:The
Amateur Entomologist Society.
SUTTON, S.L. (1972) Woodlice. Invertebrate Types Series. Oxford: Pergamon Press.
TÖRMÄLÄ,T. (1982) Evaluation of five methods of sampling field layer arthropods, particularly the leafhopper community, in
grassland. Annales Entomologici Fennici, 84: 1-16.
TINGLE, C.C.D. (1993) Bait location by ground-foraging ants (Hymenoptera: Formicidae) in mopane woodland selectively
sprayed to control tsetse fly (Diptera: Glossinidae) in Zimbabwe. Bulletin of Entomological Research, 83 (2): 259-265.
UNDERWOOD, A.J. (1994) On beyond BACI: Sampling designs that might reliably detect environmental disturbances.
Ecological Applications, 41 (1): 3-15.
VOGT, W. G., RUNKO, S. and STARICK, N.T (1985) A wind orientated fly trap for quantitative sampling of adult Musca
vestustissimaWalker. Journal of the Australian Entomological Society, 24: 223-227.
Les invertébrés terrestres 181
POUR EN SAVOIR PLUS
BETTS, C. (ed.) (1986) The Hymenopterist’s Handbook. The Amateur Entomologist, Volume 7. Hanworth, UK: The Amateur
Entomologist Society.
BROWN,R.A.,JEPSON, PC. and SOTHERTON,N.W (1992) Interpretation of Pesticide Effects on Beneficial Arthropods.Association
of Applied Biologists,Aspects of Applied Biology 31, Horticultural Research Institute,Wellesbourne, UK:
DOUTHWAITE, R.J. and TINGLE, C.C.D. (eds) (1994) DDT in the Tropics:The Impact onWildlife in Zimbabwe of Ground-spraying
for Tsetse Fly Control. Chatham, UK: Natural Resources Institute.
GREAVES, M.P, SMITH, B.D. and GREIG-SMITH, P.W. (eds) (1988) Field Methods for the Study of Environmental Effects of Pesticides.
BCPC Monograph, No. 40.Thornton Heath: British Crop Protection Council.
JEPSON, P.C. (ed.) (1989) Pesticides and Non-target Invertebrates. Andover, UK: Intercept. WALLWORK, J.A. (1976) The
Distribution and Diversity of Soil Fauna. London:Academic Press.
WALLWORK, J.A. (1976) The Distribution and Diversity of Soil Fauna. London: Academic Press.
LES INVERTÉBRÉSAQUATIQUES 9
Ian F. Grant1
Natural Resources Institute, University of Greenwich at Medway, Central Avenue,
Chatham Maritime, Kent ME4 4TB, R-U.
INTRODUCTION
Composante essentielle des écosystèmes aquatiques, les invertébrés aquatiques fournissent des ressources exploitables tant
aux poissons qu'aux êtres humains (comme les crabes, les crevettes et les mollusques), ainsi que des fonctions vitales telles
que la décomposition des débris organiques et la sécrétion de substances nutritives pour les plantes. Le terme "invertébré
aquatique" regroupe des organismes comme le plancton flottant, le necton nageur, des organismes associés aux plantes (le
périphyton) et aux sédiments (le benthos) et le neuston, qui vit en surface.
Les organismes aquatiques sont exposés aux effets des produits agrochimiques de deux façons: par le biais d’une application
directe et intentionnelle dans l'eau, telle que l'introduction de pesticides pour lutter contre les adventices ou les vecteurs
d'organismes qui sont à l'origine de maladies (simulies, escargots, moustiques, etc.) et par le biais de contacts indirects tels que
les dépôts résultant de la dérive de pulvérisation ou leur ruissellement des terres en zones ripariennes. Des études en
laboratoire et sur le terrain indiquent que les invertébrés sont menacés par pratiquement tous les groupes d'insecticides
synthétiques et naturels. Leur réaction à une exposition in vivo est assez variable car elle est liée aux caractéristiques physiques,
chimiques et biotiques de leur environnement, mais en général, les invertébrés aquatiques (y compris les espèces demeurant
à la surface) sont remarquablement sensibles aux insecticides. La forte menace que fait peser sur eux une exposition à de
faibles quantités de pesticides justifie pour ce groupe un niveau de vigilance et de surveillance très important: mais leur
sensibilité même peut être utilisée pour donner une mesure représentative de la contamination des eaux lotiques (courantes)
et lentiques (stagnantes) par les insecticides, en tant que bioindicateurs.
On trouvera dans ce chapitre un choix de techniques d'échantillonnage simples, peu coûteuses et de fabrication robuste qui
permettront de procéder à une observation biologique des ruisseaux, des fleuves, des marécages, des lagons, des étangs et des
lacs. Le but de l'observation biologique est de rassembler des informations sur l'abondance relative et la composition en
invertébrés à la fois dans le temps et dans l'espace, permettant de déduire les décisions à prendre sur un éventuel impact des
produits agrochimiques. Il ne s'agit pas d'étudier et de recueillir des quantités ingérables de données sur toutes les espèces
(quoique la tentation soit fréquente), mais plutôt de s'intéresser en priorité aux espèces ou aux fonctions clés qui sont
menacées. Les techniques décrites ci-dessous sont quelques-unes des nombreuses qui existent, mais leur application est large
et elles ont démontré leur capacité à recueillir des données qualitatives autant que quantitatives à partir des divers habitats
aquatiques.
Une méthode unique ne suffira pas à échantillonner la diversité des espèces qui colonisent une masse d’eau, mais il est rare
que pour des études d'impact, l'observation de tous les invertébrés du biome soit nécessaire. La surveillance et l'observation
biologiques doivent s'accompagner d'une observation physicochimique aquatique de base, telle que le pH de l'eau, la
température, la concentration d'oxygène et la conductivité, car ce sont des paramètres qui, dans tous les cas, aident à
interpréter et à distinguer les changements résultant d'une variation naturelle de ceux d'un impact agrochimique (voir chapitre
5).
DISPOSITIF EXPÉRIMENTAL
La première étape consiste à décrire le problème observé ou prévu. Par exemple, le service régional de protection
phytosanitaire a l'intention de traiter une zone proche d'un site de terres humides pour lutter contre un ravageur en particulier,
et l'opération pourrait entraîner la contamination du fleuve ou du lagon par dérive des gouttelettes de la pulvérisation
d'aérosol. La stratégie de planification est de dresser la liste des éventuels effets d'une telle action, d'émettre une hypothèse
testable (nulle) et d'envisager les variables qui entravent ce test ou compliquent l'interprétation des résultats.
1Adresse: Cybister Environmental Protection, Oak House, South Street, Boughton, Kent ME13 9PE, R-U. ian.grant@cybister.plus.com
184 I . G r a n t
La Figure 1.1, au chapitre 1 en donne un exemple. L'impact potentiel est déterminé par une étude documentaire, c'est-à-dire à
partir de ce qu'on sait d'un pesticide: sa formulation, son dosage, sa méthode d'application et l'échelle à laquelle il s'applique, sa
rémanence, son écotoxicologie et ses propriétés physicochimiques. On émet une hypothèse sur l'impact potentiel, avant
d'élaborer une stratégie pour collecter les organismes désignés comme étant menacés. De nombreuses études de terrain sont
invalidées par une conception médiocre et un échantillonnage insuffisant, mais on peut éviter certains de ces écueils en s'en
tenant à des principes statistiques éprouvés ainsi qu'aux règles énoncées ci-dessous. Les textes de Southwood (1996) et d'Elliot
(1971), aujourd'hui des classiques, fournissent toutes sortes de méthodes écologiques et statistiques d'hydrobiologie.
LeTableau 9.1 dresse la liste des groupes d'invertébrés aquatiques les plus sensibles aux pesticides.Toutefois, comme le dosage
et la fréquence des applications de ces produits varient avec le type de mesure de lutte contre les ravageurs, et comme la
biodisponibilité et la toxicité d'un pesticide pour les organismes est fonction de facteurs environnementaux, il ne s'agit là que
d'une liste indicative. En fait il y a beaucoup plus de groupes et d'espèces menacés lorsque des pesticides sont appliqués
directement sur l'eau.
Tableau 9.1 Groupes d'invertébrés aquatiques sensibles à la contamination par les pesticides
Type de pesticide Contamination indirecte Contamination directe
Organochlorés Crustacea, Ephemeroptera et Plecoptera Totalité du zooplancton et du benthos
menacés
Organophosphorés Heteroptera et Coleoptera de surface (surtout les Plus les Cladocera,Amphipoda et Diptera
dytiscidae), Ephemeroptera et Trichoptera
Carbamates Crustacea, Ephemeroptera,Trichoptera, Odonata et Totalité du zooplancton et du benthos
Zygoptera menacés
Pyréthrinoides Crustacea, Coleoptera, Heteroptera,Trichoptera, La totalité du benthos sauf Mollusca
Ephemeroptera, Odonata et Zygoptera
Inhibiteurs de croissance Macrocrustacés, zooplancton et autres arthropodes Tous les arthropodes
Phényl pyrazoles Micro- et macrocrustacés, mollusques bivalves, Tous les arthropodes
organismes filtrants
Molluscicides n/d Relative menace sur totalité du benthos
Herbicides Déséquilibre des populations de phytoplancton et Menace liée au manque d'oxygène
d'invertébrés (décomposition végétale)
Les méthodes employées pour échantillonner ces organismes (et d'autres) sont des techniques de collecte globale, c'est-à-dire
qu'elles ne s'adressent pas à des groupes ou à des invertébrés spécifiques. Cette souplesse d'utilisation facilite l’observation des
modifications plus importantes de populations et de comportements.
Eau courante
Pour prendre un exemple, un service de protection phytosanitaire procède au traitement aérien de 16 km2 d'herbages en
bordure de rivière.Après avoir conclu, à la lecture de l'étude documentaire, que le risque de dérive des produits dans le fleuve
était important et qu'un effet sur les invertébrés benthiques était très probable, l'hypothèse (nulle) que les organophosphorés
ne modifieront en rien le type ou l'abondance de ces invertébrés doit à présent être testée. En fonction des possibilités d'accès,
choisir les sites d'échantillonnage de façon à ce que le type de substrat, la vitesse du courant et la végétation épigée ou hypogée
paraissent bien appariés. Lorsque vous irez en repérage, cherchez des endroits de la rivière où l'eau fait des rides, c'est-à-dire
des zones de courant tumultueux sur de petites pierres ou sur du gravier, car ce sont souvent les endroits les plus productifs
et qui abritent nombre d'invertébrés "sensibles" (perles, éphémères et crustacés) et qui sont faciles à échantillonner (voir aussi
la rubrique "choix du site" au chapitre 1).
L e s i n v e r t é b r é s a q u a t i q u e s 185
Retenez au moins deux sites bien en amont (par ex. à 10 km de la zone traitée) pour jouer le rôle de zone non traitée (témoin),
deux ou plus dans la zone cible et deux bien en aval, à partir desquelles on pourra rassembler des informations sur l'étendue
d'éventuels effets. Il n'y a pas de règle absolue pour définir l'emplacement d'une station d'échantillonnage et, le plus souvent, on
recherche des compromis à partir de l'idéal. On évitera les sites susceptibles de fournir des données qui prêtent à confusion
comme un emplacement en aval d'un village, un endroit où on fait la lessive, où il y a des abattoirs et des rejets de déchets
d'usines, ou des zones de cultures sur lesquelles sont appliqués des pesticides, etc. (Figure 9.1).
Figure 9.1: Sites d'échantillonnage possibles sur lacs et bords de fleuves
186 I . G r a n t
Eaux stagnantes
L'identification de changements survenus dans les populations aquatiques comme moyen de déterminer l'impact des pesticides
sur le biote lentique est souvent compliquée par le manque de zones bien définies d'eaux traitées et non traitées. Ces
changements doivent être évalués à partir d'une étude de pré- et post-traitement, et à moins qu'il n'existe des masses d'eau
de structure biologique comparable, distinguer les petits effets potentiels d'une variation naturelle plonge le chercheur dans la
perplexité. Par ailleurs, les étangs, les petits lagons et les lacs sont considérés au niveau statistique comme un seul et même site,
même si on peut prélever de nombreux échantillons répétés à plusieurs emplacements dans le lac (voir la rubrique "pseudo-
répétition", chapitre 2) et un raisonnement en termes de cause et d'effet peut produire des résultats faussement positifs.
Pour l'échantillonnage d'eau stagnante ou d’eau courante, partez à la recherche de sites d'échantillonnage bien avant de faire
les observations pour avoir le temps de parcourir les rives à pied ou en bateau et de confronter les caractéristiques du site,
ses points d'accès, ce à quoi sert l'eau (effluent, irrigation, étangs à poissons, etc.). Évitez de choisir endroits trop faciles d'accès
tels que gués ou ponts routiers, car les gens qui vivent autour s'y rendront facilement pour faire leur lessive, pour jouer, pour
pêcher, etc.
MÉTHODES D'ÉCHANTILLONNAGE
Il faut décider au préalable du niveau de collecte de données dont on a besoin, car cela a une incidence sur la valeur de
l'information qu'elles contiennent et sur la fiabilité de l'évaluation d'impact. Les méthodes qualitatives fournissent des listes
d'espèces utiles pour la collecte globale et pour réunir des informations de base sur la faune. C'est une erreur de penser
qu'elles ne prennent pas beaucoup de temps, car il faudra peut-être prélever 10 échantillons par site pour obtenir 80% des
espèces présentes et cela représente une tâche taxonomique de tri et d'identification colossale. Cependant, elles sont utiles
dans les études de récupération post-traitement, dont l'objectif est de déterminer la survie des espèces sensibles touchées ou
éliminées par l'emploi des pesticides. Recueillir des données pour comparer l'abondance relative ou le nombre d'espèces absolu
dans l'espace et dans le temps nécessite des techniques quantitatives et un effort accrû. Les techniques quantitatives sont
généralement employées dans les études d'impact des pesticides, où l'objectif le plus souvent est de déterminer le degré de
changement des populations.Obtenir des estimations fiables de l'abondance des espèces demande un échantillonnage uniforme
et répété, ainsi qu'une certaine connaissance de la répartition des espèces et des statistiques. Le Tableau 9.2 présente un
ensemble de techniques qui peuvent servir à recueillir des données qualitatives et quantitatives sur le biote aquatique. Leurs
avantages et leurs inconvénients sont abordés brièvement dans la partie "Techniques d'échantillonnage" et leur utilisation est
décrite dans les fiches méthodologiques.
Les remarques qui suivent s'appliquent aussi bien aux milieux lotiques que lentiques.
• Essayez d'échantillonner le même type de substrat lorsque vous prélèverez des échantillons répétés sur un site. Si vous
avez un marais dont le fond est constitué à 50% de sable et à 50% de végétation, procédez en strates et prélevez la moitié
des échantillons sur chaque habitat. La taille de la station d'échantillonnage devra être suffisamment grande pour permettre
aux échantillons répétés d'être prélevés sans piétiner le substrat à échantillonner ni de le troubler de quelque manière que
ce soit.
• Réfléchissez à la meilleure méthode pour obtenir l'information dont vous avez besoin pour remplir vos objectifs, y compris
le nombre de répétitions nécessaires à l'analyse statistique: en pratique, on doit souvent faire un compromis entre le
nombre optimal de répétitions (tel qu'il figure sur les fiches méthodologiques) et le temps ou les moyens dont on dispose
pour le traitement des données. Un trop petit nombre d'échantillons répétés (<4) pourrait rendre le travail quantitatif sur
certaines espèces inexploitable.
• Examinez bien la façon dont le pesticide arrive dans l'eau et choisissez la méthode d'échantillonnage qui convient pour
mesurer les organismes qui sont les plus menacés: par exemple, ceux qui vivent en surface sont plus exposés aux
gouttelettes d'aérosol qu’au ruissellement des eaux de surface.
• N'essayez pas de comparer les zones de courant avec les bassins, les fonds herbeux avec les substrats de gravillons, les
données de la saison des pluies avec celles de la saison sèche ou les sites qui se trouvent juste en amont et en aval d'un
confluent.
• Essayez de commencer l'échantillonnage au moins 1 à 2 mois avant l'intervention chimique. La fréquence d'échantillonnage
dépend de facteurs logistiques et environnementaux comme les ressources humaines, l'époque à laquelle le fleuve coule,
la longévité des bassins temporaires, la longueur des cycles biologiques, les périodes d’éclosion, les conditions
météorologiques, etc.On peut raisonnablement viser un échantillonnage à 2 semaines d’intervalle dans une étude intensive
(à court terme). Il faudra maintenir une surveillance après le traitement pour déterminer si les organismes se sont remis
des impacts identifiés, idéalement jusqu'à ce que leur plein rétablissement ait été démontré; mais il s'agit en pratique de
quelque chose qui se produit rarement, largement en raison du coût et de la variabilité naturelle des populations.
• Dans les études où l'on ne dispose pas d'une zone témoin digne de ce nom, essayez de trouver des archives pour vous
renseigner sur les modifications saisonnières au cours des années précédentes.
L e s i n v e r t é b r é s a q u a t i q u e s 187
Taille des mailles
Les méthodes qui ont recours à des filets pour capturer les invertébrés benthiques, tels que les troubleaux, les cylindres
échantillonneurs et les échantillonneurs de dérive, s'appuient sur la taille des mailles (leur ouverture) pour retenir les
organismes étudiés. Les plus petits d'entre eux, comme les vers tubificides et le stade 1des larves de chironomes pourront
passer à travers des filets dont la maille est supérieure à 250 µm. Des mailles de cette taille ne tarderont pas à se boucher
lorsqu'on remuera le substrat (échantillonnage par coup de pied et cylindre) ou si les échantillonneurs sont laissés longtemps
en place (échantillonnage au filet dérivant). En général, il est nécessaire de trouver un compromis: utilisez des mailles plus
grosses en sachant que vous perdrez les organismes les plus petits, ou réduisez la taille des mailles et raccourcissez la durée
des échantillonnages.Un filet qui a une ouverture de maille de 400 µm est une bonne taille pour procéder à une collecte globale
de macro-invertébrés. Les filets en maille nylon dont l'ouverture tend à être de taille variable, généralement autour de 1000
µm sont bien plus durables que la mousseline ou la moustiquaire et disponibles partout. Réduisez la taille des mailles si vous
souhaitez faire une étude réservée aux stades de développement des petites espèces.
Tableau 9.2 Techniques d’échantillonnage aquatique à titre indicatif
Méthode Biotes non-cibles Type d'habitat Pesticide
Qualitative
Talon/pied    
Dérive    
Substrat artificiel      
Troubleau      
Tiges/racines de     
plantes
Quantitative
Cylindre/Surber    
Piège à émergence     
Filet à plancton     
Benne    
Substrat artificiel       
Dérive     
 = le meilleur; = en 2è position; = possible avec taille de maille retenant le zooplancton.
Benthos
Organis
mes de
surface
Plancton
Algues
Epiphytes
Eau
courante
Eau
stagnante
Ephémère
Tous
188 I . G r a n t
TECHNIQUES D'ÉCHANTILLONNAGE
MÉTHODES QUALITATIVES
Échantillonnage par coups de pied ou de talon
Cette méthode simple d'échantillonnage des invertébrés benthiques dans les ruisseaux et les fleuves est excellente pour
procéder à une collecte globale et ne nécessite qu'une épuisette d'eau douce. Lorsqu'on la répète dans des habitats riches, elle
peut fournir une impressionnante collection de faune qui pourra être classée et faire l'objet d'une analyse non paramétrique.
Mais au mieux, elle n'est que semi-quantitative. L'opérateur tient une épuisette à main (voir fiche méthodologique) vers l'aval,
et foule ou écrase le substrat du talon de ses bottes pendant une durée déterminée pour en déloger les organismes, qui sont
ensuite ramenés dans l'épuisette par le courant. L'échantillonnage par coups de talon en marchant à reculons sur une courte
distance permet d'obtenir des échantillons plus gros.Cette méthode convient à la collecte globale d'invertébrés benthiques des
substrats de sable, de gravier et de cailloux,mais pas de grosses pierres ou de rochers de fond. Il y a rarement assez de courant
sur les substrats qui se déposent pour utiliser efficacement cette méthode; aussi les tubificides (vers vivant dans des tubes) et
autres habitants des sédiments (faune des sédiments) ne peuvent être récoltés correctement par cette méthode. On
synchronisera la fréquence de l'échantillonnage avec le calendrier des pulvérisations et leur sévérité: un calendrier d'inspection
typique prévoit une visite tous les 10 jours avant le traitement, puis immédiatement après, et ensuite 3, 5, 10 et 20 jours après.
Limites Méthode qualitative; semi-quantitative au mieux.Ne peut être utilisée efficacement dans des rivières plus profondes que
la hauteur du filet.
Procédure On sépare les organismes à l’œil nu des débris à l'aide de pinces et de pipettes de Pasteur et on les trie pour les
répartir en groupes afin de procéder à leur dénombrement.
Données obtenues On procède au classement des informations sur les organismes au niveau de leur famille, leur genre ou leur
espèce en fonction de leur abondance relative: par exemple 0 à 2 rare; 3 à 10 peu abondant; 11 à 50 fréquent; 50 à 100 très
abondant. C'est à vous de déterminer votre échelle.
Période d'échantillonnage 2 min.
Matériel Épuisette et flacons à vis, pots en verre ou récipients en plastique.
Personnel requis 1
Échantillonnage des invertébrés de surface
Les invertébrés vivant à la surface, comme ceux des familles de coléoptères Gyrinidae,Veliidae, Hydrometridae et Gerridae,
sont difficiles à échantillonner. Compter les gyrins d'une portion de rivière a peu de sens car il y aurait bien des façons
d'interpréter leur soudaine disparition ou apparition. Un filet dérivant à mi-surface est un outil assez efficace pour capturer les
habitants de la surface qui sont touchés par les insecticides, qu'il s'agisse de dérive de pulvérisation ou d'une introduction
délibérée dans les cours d'eau. Le filet piège les organismes désorientés ou morts et offre un ample tableau de la manière dont
une toxine affecte un tronçon de rivière. Dans le cas de certains types d'applications de pesticides, les invertébrés terrestres
vivant sur les arbres qui surplombent la rivière y tombent aussi, et cela accroît la charge de traitement des données. Il y a
d'autres groupes difficiles à échantillonner: c'est le cas des notonectes et des corises, également capturés. La technique du filet
dérivant n'offre pas de données comparables sur les sites témoins.
On attache les filets dérivants à des piquets (voir ci-dessous et fiches méthodologiques) pour échantillonner les quelques
premiers centimètres de la surface de la rivière plutôt que le courant principal, mais sinon, l'emplacement, la périodicité
d'échantillonnage et le traitement ne sont pas différents de ceux utilisés pour l'échantillonnage de la dérive d'invertébrés.
Limites Comme il n'y a qu'un seul filet installé sur chacun des tronçons de rivière, traité ou non, la méthode n'a pas d'application
quantitative.
Procédure et données obtenues Comme pour les échantillons au coup de talon.
Période d'échantillonnage De 1 h à 4 h après une pulvérisation; cela dépend à quelle vitesse le filet se bouche.
Matériel Filet dérivant, débitmètre et piquets pour empêcher le filet d'être emporté.
Personnel requis 1 ou 2 personnes.
Les substrats artificiels
Les lits rocheux, le sable, la vase de lac et les fonds herbeux peuvent être difficiles à échantillonner au filet, surtout dans une
eau stagnante. Les substrats artificiels offrent des surfaces sur lesquelles les organismes peuvent se poser et qu'ils finissent par
coloniser. À condition qu'on dispose de suffisamment de temps pour laisser la colonie s'établir, des matériaux comme les
pierres, les tuiles, les briques, les ballons en plastique et les tuyaux leur conviennent: on les met dans l’eau, soit dans un sac à
mailles ou une boîte en grillage posée sur le fond ou suspendue.Au bout d'un séjour de deux semaines ou plus dans l'eau, on
pourra les enlever, les examiner et les laver dans un seau et les remettre pour une autre période. La durée de submersion devra
être homogène d'un site à l'autre. Entre 4 et 8 substrats artificiels d'échantillonnage par site devraient fournir assez de données
L e s i n v e r t é b r é s a q u a t i q u e s 189
pour un traitement statistique. Si le substrat repose sur un filet à mailles fines qui pourra être posé sur l’échantillonneur lors
de la relève, on arrivera à obtenir un résultat quantitatif, établissant un rapport entre les effectifs et la superficie d’un substrat.
Limites Si le substrat présenté a une surface homogène, on obtient un résultat semi-quantitatif, utile pour procéder à des
comparaisons intersites, mais la faune échantillonnée pourra ne pas refléter la structure de la communauté qui vit d'habitude sur le
substrat du fond.
Procédure On passe ce qu'on a lavé dans le seau au tamis et on trie le contenu qu'on répartit en groupes à l'aide d'un plateau
blanc. Conserver en vue de l'identification et du dénombrement.
Données obtenues Nombre d'organismes par unité de surface.
Période d'échantillonnage Deux semaines minimum.
Matériel Grillage et pierres ou autre substrat approprié.
Personnel requis Deux personnes pour plus d’efficacité.
Échantillonnage au troubleau
Les troubleaux peuvent servir à échantillonner quantitativement la faune associée aux tiges et aux racines des végétaux
submergés (papyrus et peuplements de Vossia), les racines des végétaux flottants (par ex. Eichhornia crassipes, jacinthe d'eau) ou
des plantes totalement flottantes (Salvinia, Piscia).
Limites Les données recueillies sont en général difficiles à classifier et à analyser sous forme statistique, mais en dépit de ces
obstacles, la méthode nous renseigne sur la richesse en espèces et peut déceler des modifications d'abondance relative, comme
par exemple, la disparition soudaine d'une crevette ou d'une nymphe d'éphémère qui peut avoir une importance sur le plan
biologique. Quand ce filet sert à ramasser des plantes entières comme Salvinia, on peut faire correspondre la faune au poids
frais ou sec de la végétation. Une épuisette triangulaire est utile pour aller fouiller dans les fonds herbeux, les rhizomes des
papyrus et autres graminées.
Procédure Les échantillons recueillis au troubleau se traitent de la même façon que ceux récoltés à coups de talon.
Données obtenues En général, les données s'expriment en prises par unité d'effort, telles que la quantité de crevettes capturées
pendant 3 minutes de passage de filet dans les racines des végétaux.
Période d'échantillonnage 2 à 5 min.
MatérielTroubleau (ils se fabriquent facilement sur place) et flacons de collecte.
Personnel requis 1
Herbes et racines aquatiques
La végétation enracinée offre un substrat relativement stable à la colonisation des invertébrés. On peut échantillonner
quantitativement les Trichoptera, les Ephemeroptera, les Chironomida, les Ostracoda, les Isopoda et les simulides en coupant
des tapis d'herbes. Toutefois, il n'est pas évident de comparer la densité des organismes d'un site à l'autre, étant donné les
difficultés d'échantillonnage et la variation. Il est probablement aussi utile et plus rapide de minuter les passages de troubleau
sur une végétation enracinée ou sur des adventices flottants que de tenter une semi quantification à l'aide du poids sec ou
d'une zone d'adventices.
MÉTHODES QUANTITATIVES
Échantillonnage par cylindre ou par boîte
On peut obtenir des données quantitatives sur la faune benthique qui habite le lit des ruisseaux et des rivières à l'aide d'un
cylindre ou d'une boîte renfermant une superficie connue du lit d'un cours d'eau (une taille de 0,05 m2 est commode mais de
plus petites dimensions sont possibles dans les endroits où le substrat se compose de graviers ou de cailloux). Comparé à
l'échantillonneur par boîte, qui n'est pas facile à faire rouler sur les surfaces caillouteuses, le cylindre, plus adaptable, peut être
utilisé aussi bien sur des substrats mous que pierreux. L'un comme l'autre n'ont qu'un usage limité sur les lits rocheux, mais
une jupe de mousse expansée ajustée sur le fond de l'échantillonneur peut rendre la zone à échantillonner étanche. On passe
le cylindre dans le substrat à une profondeur d'environ 5 cm. L'eau passe à travers l'entrée grillagée, placée face à l'amont, et
elle reflue les animaux qui ont été poussés dans le périmètre clos jusqu'à un filet attaché à la sortie côté aval (voir fiche
méthodologique). Le nombre idéal d'échantillons prélevés sur un même site est de 4 à 8.
190 I . G r a n t
Limites La profondeur du ruisseau ne peut pas être supérieure à la hauteur des échantillonneurs (30 à 40 cm) et ceux-ci ne
peuvent échantillonner de grosses pierres. Un échantillonneur Surber peut être utilisé de la même façon, mais il présente des
inconvénients: le cadrat ne repose que sur le substrat, l'échantillonnage nécessite deux personnes et il n'est efficace que lorsque
la profondeur de l'eau est moindre (10 cm).
Procédure On trie les organismes en groupes sur un plateau blanc et on les conserve dans l'alcool en attendant leur
identification.
Données obtenues Pour tirer le meilleur parti des informations fournies par les échantillons quantitatifs, on procède d'habitude
à l'identification des organismes, dans la mesure du possible en espèces. La moyenne, l'écart type, ou les limites de confiance
de la moyenne pour un groupe ou pour une espèce sont présentés sous forme de graphique par rapport au temps ou au
numéro du site, par exemple.
Période d'échantillonnage Une fréquence d'échantillonnage classique serait de 2 à 3 jours immédiatement après une application
de produit, et hebdomadaire ou bihebdomadaire par la suite. Elle dépend de l'importance de la réaction: plus celle-ci est
importante, plus la fréquence doit être grande.Dans les petits ruisseaux, le nombre et la fréquence des échantillons pourra être
également déterminée par la superficie du substrat disponible: il ne faudra pas échantillonner exactement la même zone plus
d'une fois toutes les deux semaines, afin de donner le temps à la colonie de se reformer.
Matériel Un cylindre, une boîte métallique et des filets pourront être fabriqués sur place. On peut aussi utiliser des boîtes pour
conserver le café (taille restauration) ou des tuyaux en plastique.
Personnel requis Le nombre d'employés idéal requis pour toutes les techniques d'échantillonnage quantitatif est de deux.
Échantillonnage des invertébrés par dérive
Dans les ruisseaux et les rivières, les invertébrés se laissent régulièrement emporter vers l'aval. La plupart des animaux dérivent
en général la nuit, juste après le coucher du soleil mais, pendant les périodes de fortes pluies ou de sécheresse, on assiste à
une explosion de leur densité. Les insecticides peuvent provoquer la dérive d'une quantité considérable d'individus des espèces
sensibles, et ceci pendant de nombreuses heures après qu'ils soient entrés en contact avec l'eau. La réaction peut se traduire
par des ordres de grandeur plus importants que les densités auxquelles on assiste habituellement et cette dérive peut servir
d'indicateur biologique de la contamination de l'eau, même à des concentrations très faibles de produit.
Idéalement, on installe les filets dérivants en amont et en aval de l'emplacement où le traitement a eu lieu. Les pulvérisations
aériennes chimiques sont souvent emportées sur des distances considérables par les vents dominants et restent en suspension
dans l'air pendant quelques jours. Par conséquent, les sites de dérive "témoins" devront être situés à 10 km ou plus du site
d’application chimique le plus proche. Il est préférable d'avoir deux ou trois sites avec des filets dérivants en aval, bien espacés
plutôt qu'un seul, mais c'est souvent l'accès ou la longueur (voire la profondeur) du ruisseau qui en détermine le nombre. On
trouvera au chapitre 5 des méthodes de mesure du courant destinées à l'estimation de la densité d'une dérive.
Dans les ruisseaux à débit rapide et au cours de la saison des pluies, les débris ne tardent pas à obstruer les filets. De plus
grosses mailles réduiront cet inconvénient, mais attraperont moins de petits organismes. La solution la plus simple à
l'obstruction des filets est de les vider fréquemment.
Limites Si la dérive est facilement quantifiable, la densité d'une dérive ne peut être apparentée de façon fiable à la production
ou aux populations d'invertébrés benthiques permanentes. Ceci est important dans la mesure où le temps ou la main d’œuvre
sont une contrainte: il pourra être utile d'envisager de recourir à des estimations quantitatives des populations et à moins de
filets dérivants. Certains invertébrés tendent à dériver plus que d'autres, ce qui veut dire que cette technique est sélective.
Procédure On rince les échantillons dans un tamis (dont le grillage a la même taille que les mailles du filet) et on les dépose sur
un plateau blanc. On répartit les invertébrés en groupes, on les conserve dans de l'alcool (à 70%) ou du formol (à 4%) pour les
identifier et les dénombrer ultérieurement.
Données obtenues La densité de la dérive est calculée à l'aide de la superficie de l'ouverture du filet (ou d’une partie si le filet
n'était pas totalement immergé), le débit de l'eau et le nombre d'animaux capturés pendant un laps de temps donné. Les
représentations graphiques sont très efficaces pour communiquer les résultats.
Période d'échantillonnage Après une contamination de l'eau par un insecticide, des invertébrés viendront vraisemblablement
remplir les filets disposés en aval au bout de 30 à 60 minutes. On surveillera les filets pour s'assurer que l'eau ne reflue pas à
l'entrée de l'échantillonneur sinon les organismes à la dérive seront détournés de l’entrée du filet. Dans des conditions
normales, une durée de 24 heures constitue un intervalle commode d'échantillonnage car elle englobe la photopériode
naturelle, à laquelle répondent de nombreux invertébrés. Pendant ou après l'usage d'insecticide, la fréquence de
l'échantillonnage sera déterminée par la quantité de matériel que le filet récupère. Les échantillons sont prélevés jusqu'à ce que
la densité de la dérive vers l'aval avoisine une fois de plus celle constatée en amont de la contamination.
Matériel Filets dérivants, de préférence équipés d'un flacon de récupération, piquets, débitmètre, et flacons à échantillons.
Personnel requis Deux personnes est idéal.
L e s i n v e r t é b r é s a q u a t i q u e s 191
Échantillonnage du plancton
La densité du phytoplancton et du zooplancton peut nettement changer en réaction à une application d'insecticides,
d'herbicides et d'engrais à proximité des lacs, des étangs, des marécages et des fleuves.Dans les rivières et les eaux oligotrophes
permanentes, il faut récolter le plancton avec un filet dragué à la verticale (en eau profonde) ou à l'horizontale pour en obtenir
une quantité qui soit suffisamment concentrée pour être dénombrée. Lorsque les niveaux de nutriments augmentent, comme
c'est le cas dans les bassins fluviaux, les bras morts et les eaux eutrophiques, le plancton commence à pulluler et en l'absence
de filet, on peut l'échantillonner avec une bouteille à goulot évasé.
En rivière, les stratégies d'échantillonnage ressembleront à celles qu'on utilise pour les invertébrés benthiques, c'est-à-dire que
l'amont des zones perturbées sera échantillonné comme étant zone "témoin" et l'aval comme la zone traitée. Dans le cas
d'étangs ou de lacs entiers ayant subi une forme quelconque d'intervention agrochimique, c'est une masse d’eau non touchée
qui pourra jouer le rôle de site témoin; ou, s'il s'agit d'une intervention délibérée (par exemple, pour lutter contre les
moustiques, les escargots ou les adventices), ou si on en connaît le calendrier (par exemple, un traitement contre les mouches
tsé-tsé par voie aérienne), on pourra alors recueillir des données de prétraitement. L'interprétation des données post-
traitement dans les eaux permanentes sera facilitée si on connaît la variation naturelle de l'abondance du plancton à partir d'un
site témoin apparié, mais en pratique, ceux-ci sont difficiles à trouver.
Limites Des oscillations dans la densité du plancton se produisent régulièrement et en réaction à un changement de
température de l'eau et de lumière. Les effets directs et indirects des produits agrochimiques sur les crustacés, les rotifères, les
diatomées et les algues vertes et bleues-vertes ne sont pas faciles à déterminer surtout quand on ne connaît pas le calendrier
de l'intervention, par exemple le ruissellement d'un produit chimique qui se produit pendant une période prolongée ou bien
lorsque le dépôt de produit sur une masse d’eau est faible (comme c'est le cas avec les dérives de pulvérisation). Il est facile
de classer le plancton dans les principaux groupes taxonomiques. En présence d'une espèce x d'un groupe affectée sans doute
possible par un produit chimique, adressez-vous à un spécialiste pour vous aider à procéder à son identification.
Procédure Si l'eau échantillonnée était verte, ou si le zooplancton pullulait dans le flacon de récupération avant sa conservation,
il est probable qu'un sous-échantillonnage ou une dilution soit nécessaire pour diminuer la quantité d'organismes avant de les
dénombrer. Une autre solution est d'utiliser un hémocytomètre pour compter le phytoplancton dans de petits volumes d’eau
sans avoir besoin de recourir à une dilution. Il existe d'autres chambres de comptage pour dénombrer les populations de faible
densité (par exemple, celle de Sedgewick-Rafter), mais en général, de petites boîtes de Pétri posées sur du papier millimétré
suffiront, à condition que le vent et la chaleur n'éparpillent pas le contenu.On peut prélever du zooplancton sur un échantillon
de phytoplancton, en le tamisant à travers de la maille nylon fine ou de la mousseline. Il est facile de compter du zooplancton
et des rotifères dans une boîte de Pétri posée sur du papier millimétré.
Données obtenues Calculez les dilutions sérielles avant d'exprimer l'abondance sous forme de quantités (ou la biomasse) par
volume d'eau.
Période d'échantillonnage Dans les étangs et les lagons, la longueur ou la profondeur de la drague détermine la durée de
l'échantillonnage. Une drague de 10 m est suffisante dans les endroits où le plancton est abondant.
Matériel Microscope, chambre de comptage, boîtes de Pétri, filet à plancton et flacons.
Personnel requis 1
Pièges à émergence
On peut dire s'il y a eu émergence d'un insecte de l'eau avec un piège à émergence. Sans être une mesure représentative de la
densité d'une population, l'émergence est un indicateur de l'impact d'un insecticide sur une phase cruciale du cycle biologique
d'un insecte. La dynamique de l'émergence est fonction de l'historique de la vie, de la température, de la lumière et de l'eau,
tellement variables qu'il faut déployer un grand nombre de pièges (5 à 10) pour réduire les erreurs d'échantillonnage. Les
échantillonneurs à émergence sont utiles pour quantifier les effets des régulateurs de croissance des insectes et des insecticides
microbiens sur la métamorphose des insectes ou le développement nymphal, ce dont le cylindre ou les autres techniques
d'échantillonnage ne sont pas capables. On installe les pièges juste en dessous de la surface de l'eau pour empêcher d'autres
insectes non émergents de voler à l'intérieur. En théorie, ils échantillonnent une surface connue de substrat, mais il est possible
que les pièges de bord de rivière ne puissent pas le faire en raison du courant. Les insectes qui émergent en se hissant sur les
plantes qui dépassent de l'eau (comme les Odonata - libellules et demoiselles) ne sont généralement pas échantillonnés, mais
la méthode est plus efficace avec des chironomides et autres Nematocera. On peut utiliser ces pièges dans les littoraux peu
profonds d'eaux stagnantes ou on peut les faire flotter à la surface d'un lac. La construction d'un piège et son emploi ont été
traités par Mundie (1971).
192 I . G r a n t
Limites Le nombre des insectes émergents peut être parfois très faible à certaines époques de l'année et il faut être capable de
décider si cela vaut la peine d'utiliser cette méthode lorsque la faible abondance des captures risque de réduire sérieusement
la puissance de la comparaison statistique. Les pièges doivent être ancrés à la saison des pluies.
Procédure Les pièges sont vidés régulièrement et le contenu est trié sur un plateau blanc.
Données obtenues La densité des insectes est exprimée en nombre d'espèces ou de groupes par zone (/m2).
Période d'échantillonnage Deux semaines avant et après les traitements (au minimum) mais les pièges doivent être vidés tous
les 2 à 3 jours et les flacons remplis avec du formol.
Matériel Pièges à émergence, formol et flacons à échantillons.
Personnel requis 1.
Échantillonnage à la benne
En général, les invertébrés des sédiments sont mieux protégés contre les dépôts accidentels de pesticides dans les eaux que le
plancton et le necton, car l'adsorption des produits sur le sédiment réduit leur disponibilité biologique immédiate et leur
toxicité. L'évaluation des effets et la surveillance biologique des vers tubicoles (par ex.Tubificidae) et des mollusques n'est par
conséquent pas quelque chose de banal. Mais dans les cas où la faune des sédiments est exposée à de fortes concentrations
d'insecticide, comme c'est le cas lors de la lutte contre les vecteurs de l'onchocercose, de la bilharziose, et du paludisme, on a
de bonnes raisons de surveiller les populations des organismes cibles (comme, par exemple, les escargots) et non cibles en
échantillonnant le sédiment. L'évaluation de l'impact indirect dû aux herbes flottantes denses (une moindre pénétration de la
lumière), du fauchage des herbes et de l'emploi d'herbicides (désoxygénation/pousse d'algues) sur la gamme de la faune des
sédiments et son abondance nécessite également une méthodologie quantitative.
Les organismes vivant dans les sédiments sont faciles à échantillonner dans les lacs et les rivières à l'aide de bennes, qui
prélèvent une petite zone de vase grâce à des mâchoires à ressort ou lestées. (Dans des marécages très peu profonds, des
dambos et des rizières, un morceau de tuyau de drain PVC pourra être plus rapide à utiliser qu'un carottier.) La benne Eckman
est idéale pour un usage en rivière et dans les zones littorales des lacs où l'eau fait moins de deux mètres de profondeur et
peut être traversée à pied. À des profondeurs plus importantes, une petite benne de Petersen qu'on fera fonctionner d'une
barque ou d'un canoë est conseillée.
Limites et Procédure Séparer la faune des sédiments des déchets organiques et de la vase est fastidieux et il est nécessaire de
rincer d'abord les sédiments dans une série de tamis (par ex. de 5 mm, 2 mm, 750 µm et 400 µm) pour trier et dénombrer les
organismes sur des plateaux blancs. Certains substrats ne conviennent pas à l'échantillonnage à la benne: c'est le cas du sable,
des pierres et des agrégats pierreux.
Données obtenues Les résultats sont exprimés en nombre d'espèces ou de groupes par zone/m2.
Période d'échantillonnage Prélevez des échantillons au moins tous les trois jours après traitement jusqu’à un mois après la
dernière pulvérisation.
Matériel Pour une eau peu profonde (jusqu'à la taille), utilisez une benne Eckman; en eau plus profonde, on aura besoin d’une
barque et d’une benne de Ponar ou de Petersen. Celles-ci sont toutes relativement chères.
Personnel requis 2
Méthodes physicochimiques
La mesure de paramètres de base comme la température de l'eau, la concentration d'oxygène, le pH, la conductivité, la turbidité
et le débit (courant) est très utile pour aider à interpréter les données biologiques. Par exemple, les niveaux d'oxygène dissout
pourront varier nettement d'un bassin à l'autre, ou bien entre l'aval et l'amont d'une source de pollution due à un facteur autre
qu'un pesticide, et s'ils n'étaient pas décelés, ils auraient une incidence sur l’évaluation de l'impact de ce pesticide sur la faune.
Les mesures physicochimiques doivent être effectuées au moment de l'échantillonnage biologique et notées dans un carnet.On
trouvera la description de ces méthodes ainsi que les fiches correspondantes au chapitre 5.
L e s i n v e r t é b r é s a q u a t i q u e s 193
TRAITEMENT DES ÉCHANTILLONS
Le tri des échantillons d'invertébrés est une tâche ennuyeuse et qui prend du temps.Après le rinçage des échantillons collectés
sur le terrain à travers des tamis pour enlever la vase, le sable et les agents de conservation, il n'y a pas vraiment d'autre
méthode que de trier à la main les invertébrés sur des plateaux blancs à la lumière du jour. Déversez le contenu des tamis sur
un plateau que vous aurez divisé en segments à peu près égaux (d'env. 6 cm x 6 cm) avec un feutre indélébile et triez les
organismes qui se ressemblent dans des flacons contenant un liquide de conservation à l'aide de pinces et de pipettes de
Pasteur. Lorsqu'ils trient les échantillons dans l’eau sur un fond blanc, la plupart des biologistes trouvent qu'il est plus efficace
de se concentrer sur des groupes d'organismes et de prendre d'abord les crevettes par exemple, puis les éphémères, puis les
vers, etc., plutôt que de trier tous les individus d'un seul coup. On peut soulever de temps en temps le coin du plateau pour
créer un déplacement d'eau qui aidera à révéler des spécimens sur un fond de sable ou de sédiments. Mettez une étiquette
(crayon sur papier) à l'intérieur du flacon, mentionnant la date, le site d'échantillonnage et autres informations pertinentes. Si
des échantillons peuvent être triés directement sur le terrain, les mouvements des invertébrés aideront à les séparer.
Conservez les collections dans de l'alcool à 70% et préparez une collection de référence des spécimens qui peuvent être utilisés
pour identifier tous les autres, que ce soit par leur nom taxonomique ou, au moins au départ comme morphoespèce, par un
code qui les distingue (esp.A, B, etc.).Assurez-vous que les joints des bouchons soient en bon état, car une perte d'alcool par
évaporation pourrait rapidement endommager la collection. Des connaissances en taxonomie accélèrent le traitement des
échantillons, mais une équipe de "trieurs" non qualifiés pourra commencer à distinguer les espèces semblables après quelques
jours de formation initiale de base. Un microscope de dissection de faible puissance, des notions clés de taxonomie et l'aide de
spécialistes seront nécessaires pour identifier les spécimens de référence et dénombrer les échantillons collectés. Ces
dénombrements devront être enregistrés en totalité au crayon dans un carnet. On trouve en général de l'aide pour identifier
les spécimens auprès des musées nationaux, des facultés et des écoles supérieures d'agriculture, et il existe une quantité de
spécialistes internationaux des groupes aquatiques qui seront disposés à vous aider (contactez les conservateurs en chef des
musées nationaux).
RÉFÉRENCES
BRODIE, I. and DOBERSKI, J. (1991) Techniques in Ecology and Environmental Science. Set B, Aquatic Organisms and Habitats, Data
Collection and Analysis. Cambridge: Daniels Publishing.
ELLIOTT, J.M. (1971) Some Methods for the Statistical Analysis of Samples of Benthic Invertebrates. Scientific Publications, No. 27.
Ambleside, UK: Freshwater Biological Association.
GRANT, I.F (1989) Monitoring insecticide side-effects in large-scale treatment programmes:Tsetse spraying in Africa. pp. 43-59.
In: Pesticides and Non-target Invertebrates. Jepson P C. (ed.).Andover, UK: Intercept.
HYNES, H.B.N. (1970) The Ecology of RunningWaters. Liverpool: Liverpool University Press.
MUNDIE, J.H. (1971) Techniques for sampling emerging aquatic insects. In: A Manual of Methods for the Assessment of Secondary
Production in Freshwaters. Edmondson,W.T. andWinberg, G. G. (eds). IBP Handbook, No.17. Oxford: Blackwell Science.
SMITH,V. and QUIGLEY M. (1986) Invertebrates of Streams and Rivers. Oxford: Blackwell Science.
SOUTHWOOD,T.R.E. (1966) Ecological Methods with Particular Reference to Study of Insect Populations. London: Methuen.
(Further impressions by Chapman and Hall.)
LES POISSONS 10
Bernadette McCarton
45 Park Drive, Market Harborough, LE16 7BB, R-U. bernie@mcarton.net
INTRODUCTION
L'évaluation de l'impact des pesticides sur les poissons repose largement sur la prise en compte des espèces présentes et
l'estimation du nombre de poissons, par comparaison avec un site analogue ou un site de référence dans lequel aucun pesticide
n'est présent. Les effets aigus des pesticides peuvent aboutir à des destructions de poissons facilement observables mais
l'exposition prolongée ou chronique des poissons à de faibles taux de pesticides donne souvent lieu à des changements de
populations qui sont plus difficiles à évaluer, surtout si aucun suivi n'a été effectué avant l'application du produit. La difficulté
réside en fait dans le dénombrement de poissons vivants, car les observations subaquatiques sont coûteuses et, dans de
nombreux cas, impossibles en raison d'une mauvaise visibilité et des risques pour les observateurs. Les applications de produits
ont souvent lieu avant la réalisation d'une étude d'impact et il est alors nécessaire de comparer des eaux traitées avec des
masses d'eau non traitées et souvent sans rapport entre elles. La plupart des études sur les effets des pesticides ont montré
que les poissons soit étaient tués peu après l'application, soit survivaient et que, dans ce cas, leur métabolisme ou leur
comportement pouvaient être altérés, les exposant d'autant plus à la prédation, aux maladies ou à la capture. D'autres effets
indirects des pesticides sur les poissons, tels que la diminution de certains invertébrés dont ils se nourrissent, entraînent
également une baisse des populations de poissons et une modification des structures des communautés.
La plupart des évaluations pratiques supposent la capture et, si nécessaire, la mise à mort d'un échantillon de poissons. Ce
chapitre fournit des méthodes pratiques pour évaluer l'impact des pesticides sur les communautés et les espèces de poissons.
Avant de mettre sur pied une étude d'impact, il importe en pareils cas de déterminer exactement comment la contamination
se produit, car elle est susceptible de survenir par le biais d'accidents isolés plutôt que d'une contamination régulière. Par
exemple, les programmes sanitaires destinés à éradiquer les moustiques en traitant la surface interne des murs des maisons
ne risquent pas d'affecter directement les poissons. Ces opérations ne risquent de toucher les poissons qu'à travers une
introduction secondaire du pesticide dans les cours d'eau, lorsqu'on nettoie ou lorsqu'on élimine l'eau usée sans précautions,
ou lorsque des équipes d'ouvriers qui effectuent des pulvérisations se servent des masses d'eau à proximité pour rincer leurs
outils.
Les pulvérisations aériennes, à condition qu'elles prennent place très loin des cours d'eau, ont peu de chance d'entraîner des
niveaux élevés de contamination. L'impact risque de se produire ponctuellement, sauf si la pulvérisation aérienne se répète
régulièrement.
L'usage de pesticides dans l'agriculture et la foresterie peut avoir de graves conséquences pour les poissons, car les pesticides
qui s'échappent par ruissellement et par drainage des canaux d'irrigation peuvent s'écouler directement ou indirectement dans
les voies navigables avoisinantes et entraîner de hauts niveaux de contamination.
DISPOSITIF EXPÉRIMENTAL
La conception d'une étude d'observation pour évaluer l'impact de pesticides est dictée par les objectifs qu'elle poursuit et qui,
en règle générale, sont formulés en réponse au produit sur lequel portent les recherches. S'il s'agit d'une substance connue, il
sera sans doute possible d'en prévoir les effets à partir d'études de laboratoire et de terrain antérieures ((Muirhead-Thomson,
1971; Hurst et al., 1991), et ce malgré la rareté de telles études d'impact sur les poissons. La majorité des pesticides toxiques
pour les poissons peuvent être classés dans les groupes suivants: organochlorés, organophosphorés, carbamates,
pyréthrinoïdes, phényl pyrazoles, herbicides et fongicides. En termes de conception, il y a une démarcation importante entre
les études portant sur les effets des pesticides organochlorés, qui ont des effets chroniques, et les études sur les effets de
n'importe lequel des autres principaux groupes d'insecticides, qui entraînent une mortalité immédiate. Pour chacun des
groupes de pesticides, les effets caractéristiques qui ont une influence sur le dispositif expérimental sont décrits ci-dessous.
Les pesticides organochlorés, comme le DDT (DDD et DDE), le chlordane, l'heptachlore, l'aldrine et la dieldrine, sont
hautement toxiques pour les poissons à des doses élevées. Une exposition aiguë entraîne une suffocation due à l'interférence
avec l'absorption d'oxygène par les ouïes, mais d'habitude les poissons ne présentent que des effets chroniques. En l'absence
de destructions directes de poissons, l'étude doit prévoir le recueil de données pertinentes pour l'analyse de la dynamique des
196 B . M cC a r t o n
populations.Cela suppose de faire des mesures de longueurs et/ou de poids, et de préférence de l'âge, pour avoir un échantillon
de dimension correcte.
Les pesticides organochlorés peuvent également s'accumuler dans les tissus lipidiques des poissons comme le cerveau et les
gonades, ce qui entraîne leur biomagnification; de sorte que les effets les plus significatifs risquent de se produire chez les
poissons à un maillon élevé de la chaîne alimentaire. Les espèces à étudier devront se trouver tout en haut de cette chaîne
alimentaire, à condition qu'on puisse en échantillonner en quantités suffisantes: par ex. le poisson-tigre (Hydrocynus forskahlii), le
brochet africain (Hepsetus odoe) et les poissons-chats piscivores (Clarias gariepinus et Heterobranchus longifilis).
On a également démontré que le DDT entraînait une baisse du nombre d'œufs produits et la mortalité de certains poissons
dans l'œuf et aux stades larvaires (Burdick et al., 1964; Sukla et Pandey, 1985). Une évaluation des effets des pesticides
organochlorés doit donc être mise en place de manière à intégrer des dénombrements de certains œufs de poissons
échantillonnés.
Une perturbation des transmissions nerveuses (Niemi et Webb, 1980) peut provoquer chez les poissons touchés des
comportements erratiques susceptibles d'en faire des proies plus faciles pour les pêcheurs et par conséquent d'entraîner leur
mortalité indirecte. De tels effets indirects ne sont pas évidents à évaluer, à moins qu'il soit possible de mettre en place un suivi
pendant le traitement et aussitôt après.Toutes les espèces ne réagissent pas de la même façon face aux divers engins de pêche
et cela complique encore la difficulté de mesurer chez les prises des changements dont le pesticide serait responsable.
En laboratoire, les pesticides organophosphorés, les carbamates et les pyréthrinoïdes sont souvent extrêmement toxiques pour
les poissons mais, sur le terrain, leur effets sont souvent atténués par des paramètres environnementaux, comme la liaison de
certains pyréthrinoïdes à des colloïdes en suspension ou encore la dissolution du carbone organique dans l'eau, qui diminue sa
biodisponibilité pour le poisson. Ces trois groupes de pesticides n'ont pas d'effet rémanent et généralement ils ne s'accumulent
pas dans les tissus. La mort est provoquée par la substance qui interfère avec les transmissions nerveuses et qui produit des
tremblements nerveux, une faiblesse musculaire et une difficulté respiratoire dûs à une perte d'activité, tout d'abord réduite et
enfin totale, des centres correspondants du cerveau (Metcalf, 1981). Dans la détermination de l'impact d'une pollution due aux
pesticides parmi ces trois groupes, le dispositif de l'étude doit généralement être conçu soit pout observer les morts de
poissons, soit pour évaluer la biomasse totale très peu de temps après la contamination suspectée.Avec certains pesticides, il
est possible d’évaluer l'acétylcholinestérase (AChE), qui est un indicateur de l'impact d'un tel produit (Antwi, 1987). Mais cela
fait intervenir des techniques de laboratoire compliquées, qui ne doivent être mises en œuvre que par des spécialistes.
L'insecticide au phényl pyrazole, le fipronil, fait apparaître divers modes de toxicité aiguë chez les poissons, selon les espèces.
Par conséquent, il se peut que les résultats des tests de laboratoire sur les espèces de référence ne reflètent pas la toxicité
pour d’autres espèces sur le terrain. On a aussi montré une bioaccumulation de cet insecticide chez les poissons. Des études
d'effets sublétaux peuvent, par conséquent, être nécessaires lorsqu'on examine l'impact de cet insecticide.
Certains herbicides comme le paraquat, le diquat, les acides 2,4-dichlorophénoxyacétique (2,4-D) et 2,4,5-T qui entrent dans
la classe des composés hétérocycliques et des phenoxy chlorés, peuvent avoir des effets significatifs sur les poissons. Le premier
de ces groupes de produits chimiques interrompt la photosynthèse chez les végétaux, et le second imite les hormones de
croissance et entraîne une perturbation totale de la croissance. Les herbicides qu'on utilise dans les canaux d'irrigation, les
rizières et pour débarrasser les réservoirs et les lacs des herbes aquatiques qui les encombrent ont des effets directs et
indirects sur les poissons. Par exemple, le diquat, selon sa concentration, est directement toxique pour certains poissons tandis
que beaucoup tolèrent le paraquat, dont l'effet indirect s'exerce à travers une réduction de l'oxygène dissout dans l'eau,
provoqué par la décomposition de la végétation aquatique.
Lors du choix des sites d'étude, il importe de bien comprendre où se situent les bassins versants des lacs et des fleuves et les
connexions entre les masses d'eau, car de petits ruisseaux peuvent charrier des pesticides depuis des zones isolées en amont
jusqu'à des masses d'eau plus importantes en aval où le poisson est abondant. Les programmes de lutte contre les ravageurs
dans le cadre d'une action de santé publique, d'agriculture et de foresterie mettent en jeu des techniques de pulvérisation et
des produits chimiques différents et chacun d’eux peut avoir une influence sur le choix du site, la durée de l'observation et son
calendrier.
Une contamination ad hoc de ce type, qui peut survenir lorsqu'on traite les maisons, par exemple, les murs pour tuer les
moustiques, est difficile à observer.On peut cependant y arriver en procédant à l'échantillonnage unique de toute la population
de poissons sur des sites clés.
Aux endroits où l'on soupçonne qu'il y a mort de poissons, comme c'est le cas avec les programmes de pulvérisation aérienne,
il faut entreprendre l'échantillonnage et le suivi des poissons pendant le traitement et peu de temps après. Si l’échantillonnage
initial ne démontre pas que la population de poissons a souffert, il y a peu de chances pour qu'une prolongation de l'étude
apporte la preuve décisive d'un quelconque impact.
Les poissons 197
L'usage de pesticides en agriculture et en foresterie peut provoquer une contamination prolongée dans le temps, et il faut
concevoir une étude sur une longue période, qui se poursuive au-delà du moment auquel les pesticides cessent d'être utilisés.
Dans certains cas, les programmes de traitement se concentrent sur les masses d'eau, où on traite par exemple les fleuves pour
éliminer les simulies (Simulium spp.) dans la lutte contre l’onchocercose. Il est couramment admis que, dans ce cas, les avantages
sanitaires ont plus d'importance que les coûts pour l'environnement. Et pourtant, un suivi des effets sur les poissons peut aider
à quantifier un impact à court terme sur l'environnement et indiquer d'éventuels effets à long terme susceptibles d'avoir une
incidence sur les services environnementaux que rend la voie navigable. On peut prendre des mesures pour atténuer les
conséquences plus graves sur l'environnement: par exemple on peut substituer aux pulvérisations directes d'autres insecticides
ou remplacer les produits chimiques par la lutte biologique afin de réduire l'impact sur les organismes non-cibles.
Remarques générales sur la planification de l'étude et sa mise en œuvre
• Le type et la dose du pesticide à appliquer indique si les activités doivent porter d'abord sur les effets immédiats, comme
les destructions de poissons prévues (comme c'est le cas avec les pesticides organophosphorés à haute dose, les
carbamates et les pyréthrinoïdes) ou bien les effets à plus long terme sur la prise, la biomasse, la composition de la
communauté, ou sur des paramètres de populations comme la croissance, la mortalité, le recrutement, la reproduction et
la fécondité des espèces de poissons trouvées dans les eaux contaminées (comme c'est le cas avec les pesticides
organochlorés).
• Des comparaisons avant et après traitement sur le même site sont préférables à celles entre différentes zones traitées et
non traitées, parce qu'on ne peut complètement éliminer les différences d'environnement dans l'interprétation des résultats
provenant de ces dernières. Toutefois, il est rare que cela se fasse, car le plus souvent on ne lance une étude d'impact
qu'après que la pollution ait eu lieu. Souvent, la seule option est donc de comparer des sites traités à des sites non traités.
• Il faut recueillir des ‘données témoin’, c'est-à-dire les données issues d'une zone non traitée (avant le traitement) si des
variations naturelles de structure de la communauté, de croissance, de mortalité ou de recrutement d'espèces en
particulier doivent être prises en compte.
• On doit déterminer par des inspections sur le terrain les caractéristiques physiques des sites potentiels d'échantillonnage,
à savoir: évaluer le courant et sa direction (qui déterminent les déplacements des poissons et la dispersion du pesticide);
les endroits éventuellement pêchables (incidence sur le nombre des espèces échantillonnées); la profondeur et la pente des
berges (incidence sur la taille des poissons et des espèces présentes, ainsi que sur les méthodes de pêche à prévoir); la
nature du substrat ou du fond et le couvert de végétation aquatique (ces deux paramètres pouvant déterminer l'abondance
des différentes espèces et l'influence des animaux du même milieu, tels que les crocodiles ou les hippopotames, dont la
présence peut provoquer de sérieux dégâts aux tessures de filets).
• La façon dont les sites d'échantillonnage potentiels communiquent entre eux est une considération essentielle car des
pesticides peuvent contaminer des endroits choisis comme zones témoins. Leur dispersion par les systèmes fluviaux ou
par de grands lacs peut avoir une incidence sur l'interprétation des résultats des études. Des chenaux séparés ou les
affluents de grands fleuves qui le traversent ou qui drainent un terrain similaire sont idéals, à condition qu'ils ne se
rejoignent pas lors d'une inondation. Des eaux traitées ne doivent pas se déverser dans une eau non traitée qu'on
échantillonne comme contraste,mais une eau non traitée au-dessus de la zone de captation peut fournir des comparaisons
satisfaisantes. Les anses le long des berges des lacs sont des sites d'échantillonnage utiles si le ruissellement des zones
environnantes ne se déverse pas à la fois dans des eaux contaminées et non contaminées par des pesticides. Cela peut
vouloir dire qu'il y a une distance considérable entre les sites.
• Les aspects pratiques de l'échantillonnage sont à prendre en considération: la proximité de sites contaminés et non
contaminés; les aspects relatifs aux transports (bateau ou véhicule terrestre); la possibilité d'établir un campement pour
procéder au suivi continu des sites s'il risque d'y avoir des destructions de poissons; l'accès aux sites (pistes, routes ou par
bateau); et il faudra connaître les différentes techniques de pêche appropriées car on devra pouvoir utiliser les mêmes aussi
bien dans les zones traitées que non traitées: par exemple, un site avec une plage idéale pour la pêche à la senne et de l'eau
claire n'est d'aucune utilité si, sur l'autre site, il y a des obstacles tels que des bûches ou des arbres qui empêchent de
remonter la senne sur le rivage.
198 B . M cC a r t o n
• Lors du choix des sites d'échantillonnage, on devra se renseigner sur les activités de pêche des habitants, car cela peut avoir
une incidence importante sur les résultats. Par exemple, si les habitants ne pêchent pas dans une zone traitée, il se peut
que la population de poissons y soit en meilleure santé, tandis que dans la zone non traitée où les habitants pratiquent une
pêche intensive, les prises seront peut-être plus petites. Par conséquent, il est possible qu'il y ait moins de prises à cause
du pesticide mais les effets de la pêche peuvent être plus importants. Et le résultat qu'on aura observé ne montrera alors
que peu ou pas d’effet du pesticide.Ainsi les données dont on dispose sur l'activité de pêche pourront aider à interpréter
les résultats. La présence de pêcheurs pourra être un avantage si l'équipe d'enquêteurs n'arrive pas à attraper de poisson:
se rabattre sur la pêcherie locale pour y prélever des échantillons sera peut-être la meilleure façon d'obtenir des
informations.
• Il faut réunir toutes les informations à l'appui - précipitations, débit du fleuve ou lieu où il se déverse, turbidité de l'eau,
température, pH et conductivité, afin d’apparier les sites d'échantillonnage (voir chapitre 5).
TECHNIQUES D'ÉCHANTILLONNAGE
Les méthodes d'échantillonnage du poisson dépendent avant tout de la taille de la masse d'eau touchée par une pollution par
des pesticides. Pour de petits cours d'eau ou de petits bassins, il est possible d'échantillonner toute la masse d'eau efficacement
soit à l'aide de sennes, soit par assèchement (comme cela se pratique en Asie) soit, en dernier recours, par empoisonnement
à la roténone ou d'autres extraits végétaux toxiques. Ces méthodes ne doivent être adoptées que si l'assèchement des
ruisseaux concernés donne régulièrement lieu à une mortalité élevée; sinon, le fait de procéder à l'échantillonnage aura un effet
sur la population de poissons qui faussera l'évaluation de l'impact de la pollution.
L'évaluation de l'impact prend généralement la forme de mesures des prises et/ou de l’échantillonnage des poissons, suivies par
des analyses en laboratoire ou des analyses numériques. L'échantillonnage et les mesures des poissons sont les mêmes dans de
nombreuses techniques d'analyse. La capture des poissons peut être menée soit par les enquêteurs, soit en échantillonnant les
prises des pêcheurs locaux.
Échantillonnage des prises sur place
C'est une bonne solution lorsque la zone d'étude comporte de vastes masses d'eau et éventuellement des fleuves au débit
rapide, et lorsque les méthodes de pêche locales sont efficaces et allègent la tâche des personnes employées aux travaux
d'écotoxicologie. La conception d'une étude d'échantillonnage des prises dépend de la pêcherie mais essentiellement, elle doit
prendre en compte:
• la possibilité que les eaux se caractérisent par des stocks d'espèces multiples
• la diversité des méthodes de pêche et des pêcheries
• les communautés de pêcheurs installées le long des masses d'eau
• la diversité des engins de pêche, en type et en taille
• la diversité des sortes d'embarcations de pêche et de leurs moteurs ou de leurs moyens de propulsion
• les différentes heures de pêche
• les différentes heures et endroits où on débarque le poisson
• la diversité des techniques de pêche.
Pour ce faire, on est obligé de diviser la zone en unités identiques d'échantillonnage, en recourant à la stratification (Bazigos,
1974; voir également chapitre 2). Le but de la stratification est de diviser la masse d'eau en systèmes écologiques relativement
semblables (homogènes). Il s'agit là d'un premier niveau, ou d'un niveau primaire de stratification, puis de répartir les centres
de débarquement du poisson par taille dans la strate primaire et finalement de stratifier les embarcations de pêche par type et
méthodes de pêche au sein de la strate primaire. Il est clair qu'on aura besoin d'un grand volume d'informations sur les
pêcheries qui opèrent dans les eaux à traiter, de façon à planifier l'échantillonnage des prises. Il se peut que les considérations
évoquées plus haut diffèrent entre les zones traitées et non traitées par le pesticide, ce qui complique encore l'interprétation
des résultats des études de l'impact. Si c'est le cas, il se peut que, quelle que soit la quantité de stratification, cela ne ramène
pas les variations inhérentes à un niveau acceptable et que celles-ci l'emportent sur les effets des pesticides ou bien les
masquent.
Les poissons 199
Si un échantillonnage de la pêcherie locale est une solution envisageable, il importe que, dans les prises à échantillonner, les
enquêteurs aient une connaissance détaillée des méthodes de capture, à savoir: l'intensité de la pêche (ou effort de pêche), qu'il
convient de mesurer en jours ou en heures d'activité par engin de pêche; les engins de pêche utilisés pendant la période de
pêche, à décrire en détail; les dimensions de ces engins (pour le cas où on s'est servi de filets ou de pièges de tailles différentes),
s'ils sont utilisés de jour ou de nuit, ou les deux; la zone et les lieux de pêche pour vérifier si l'eau a été contaminée par le
pesticide ou pas. En plus de ces considérations, l'échantillonnage des prises locales doit être conduit de la même manière à
chaque fois. Elles devront être constituées d'un bon mélange de poissons retenus au hasard. Si on est confronté à de grosses
prises, on les stratifiera par espèce et par taille (Bazigos, 1974). Par la suite, une fois que le poisson aura été disséqué, il est
possible de procéder à une stratification par sexe (ce n'est pas toujours possible au stade de l'échantillonnage car de nombreux
poissons ne présentent pas de dimorphisme sexuel visible distinct). Toutes les questions ci-dessus sont importantes pour
garantir la validité des données issues des zones traitées et non traitées.
Programmes de capture
La meilleure façon, et de loin, pour les enquêteurs de maîtriser les facteurs qui ont une influence sur la capture du poisson est
d'établir leur propre programme. Lorsqu'on envisage des méthodes de capture, il est important de consulter les gens du crû
sur les meilleures façons d'attraper du poisson,mais il est également essentiel de se demander quelles espèces et quelles tailles
de poisson chaque type d'engin risque d'attraper. La lecture des publications du département local des pêcheries sur les
récentes prises peut être à ce titre extrêmement utile. On sait que la taille et les espèces de poissons attrapés par différents
engins sont caractéristiques du choix du matériel de pêche, et le but est de choisir ceux avec lesquels la sélection du poisson
est la plus aléatoire possible. La sélectivité de ces engins dépend avant tout de leur mode d'emploi et de la taille des mailles de
filets. S'il s'agit d'un engin "passif", c'est-à-dire d'un filet ou d'un piège tendu à un endroit et qui attrape les poissons qui viennent
simplement s'y prendre, les poissons qu'on capture sont alors d'une certaine taille. Les plus petits peuvent passer à travers les
mailles et les plus gros peuvent reculer. D'habitude, on opère au "filet maillant": avec ce filet, ce sont les ouïes du poisson qui
se prennent dans les mailles, qui les agrippent derrière les opercules. Mais il y a de grandes différences de formes entre les
espèces, ce qui fait qu'ils sont pris par les parties saillantes de leur anatomie telles que les piquants des nageoires, les dents, les
écailles ou simplement la largeur de leur corps. Pour les engins passifs comme les filets maillants, la répartition des tailles des
prises prend généralement la forme d'une répartition étroite normale (voir chapitre 2). Cela veut dire qu'en utilisant des filets
avec des mailles de tailles différentes, on peut élargir la répartition jusqu'à atteindre approximativement celle de la population
que l'on échantillonne (Figure 10.1).
Lorsqu'on se sert activement d'un engin de pêche pour attraper du poisson, les caractéristiques de sélection de chaque
méthode de capture sont différentes. Dans ce groupe d'équipements, les plus importants sont les filets tournants ou les sennes.
Comme son nom l'indique, dans la pêche à la senne, une zone d'eau est circonscrite, on referme lentement le cercle ou le filet
maillant et tous les poissons dont la taille excède celle des mailles sont pris. Certains poissons s'échappent si le filet ne parvient
pas à englober toute l'étendue d'eau ou toute sa profondeur, et d'autres, effrayés, bondiront peut-être hors du cercle. Il s'agit
toutefois d'une méthode relativement efficace, et l'échantillonnage de poissons plus gros que les mailles reflète précisément la
répartition des poissons de la population (Figure 10.2).
La pêche avec des hameçons, des javelots et des pièges donne des résultats moins prévisibles, qui dépendent de la taille et des
espèces concernées. Cependant, il est important d'envisager de pêcher avec ces méthodes, parce que dans certains endroits, il
se peut que ce soit les mieux adaptées. Par exemple, des poissons-chats comme Clarias gariepinus, ou les gobies ophiocéphales,
par ex. Channa punctatus, s'attrapent sans problème avec des hameçons et des palangres. Si on tente de capturer ces espèces
au filet, elles s'enfouissent dans la vase et le sable du lit du fleuve. Les pièges sont sans doute la façon la plus efficace d'attraper
des espèces de poissons qui remontent les petits cours d'eau, car ils sont robustes et peuvent servir à barrer totalement la
route des poissons en migration (Figure 10.3).
200 B . M cC a r t o n
I I I I I I I I I I I I I I I I I I I I I I I I I
A B C
1,0
0,8
0,6
0,4
0,2
0,0
I I I I I I I I I I I I I I I I I I I I I I I I I
20 25 30 35 40
Longueur des poissons (cm)
Figure 10.1: La sélectivité de trois mailles différentes des filets maillants
100
80
60
40
20
0 I l l l l l l l l l I
18 19 20 21 22 23 24 25 26 27 28 29
Longueur des poissons (cm)
Figure 10.2: Sélectivité des filets de senne
Dans de nombreuses régions du monde, on trouve une variété impressionnante d'engins et de pratiques de pêche. Certains
sont spécifiques à une localité et ne conviendront sans doute que pour attraper une ou deux espèces. En règle générale, les
équipes qui réalisent l'étude ne doivent pas s'en servir car il est souvent difficile de bien évaluer leurs caractéristiques de
sélection et le degré d'adresse et d'expérience requis pour les manier pourrait avoir une incidence significative sur la quantité
de poisson capturé.
Mais en combinant les équipements de pêche, on peut prendre la plupart des espèces et, si on échantillonne systématiquement
et simultanément toute l'année les eaux traitées et non traitées, les erreurs de sélectivité de ces engins pourront être réduites.
Pour choisir les meilleurs engins selon les différentes masses d'eau, on trouvera ci-dessous un résumé des principales sortes et
de leur emploi.
Si c'est l'équipe de l'étude qui se charge de la pêche, elle choisira de préférence la senne et le filet maillant. On utilisera des
tailles de mailles multiples pour éviter la sélectivité. Mais le recours à des pièges et des hameçons peut augmenter les espèces
échantillonnées. L'empoisonnement, l'assèchement ou la pêche à l'électricité ne seront envisagés que dans les circonstances
décrites ci-dessus.
Proportions de poissons
Proportions de poissons
l l l l l l l l l l l I
l l l l l l l l l l l I
I l l l l l l l l l
Les poissons 201
Figure 10.3: Pièges à poissons en travers d'un fleuve
Si le but des études est de faire ressortir des différences attribuables à l'impact d'un pesticide, on ne saurait trop insister sur
l'importance du soin à apporter au choix des sites d'échantillonnage. Des comparaisons faites en pré- et post traitement sur
les mêmes sites sont de loin la meilleure façon de procéder et en échantillonnant pendant une année avant le traitement, on
prend en compte les effets saisonniers.Toutefois la base de comparaison habituelle est d'échantillonner à la même époque des
sites dont les milieux sont appariés. Les caractéristiques à harmoniser entre les sites sont les suivantes: profondeur et superficie
de l’étendue d'eau, nature du fond et pente des berges, couvert végétal de l'eau et des berges environnantes, vitesse du courant,
végétation marginale et facteurs physico-chimiques tels que le pH, l'oxygène, la température, la conductivité et la turbidité.
Quelle que soit leur utilité, les méthodes, les mesures et les analyses d'échantillonnage dépendent avant tout du temps imparti
à l'étude. Si vous en avez le temps, il faut entreprendre toutes sortes de pêches, car les erreurs résultant de la pêche au filet
ne seront sans doute établies qu'en cours d'analyse. On prendra le plus grand nombre de mesures possibles, car une fois la
procédure d'échantillonnage en cours, il est économique de faire le plus possible de collections d'écailles, d'otolithes, de
conservation des tissus pour l'analyse de résidus, d'œufs de poissons et enfin de contenus stomacaux. Il est conseillé de s'en
tenir à un petit nombre d'espèces qui sont le plus susceptibles d’indiquer les effets des pesticides, même si au départ on ne
dispose pas de temps pour les analyses. Pour les techniques complexes, on demandera les conseils de personnels formés,
comme pour l'estimation des paramètres de croissance et de mortalité et les méthodes statistiques avancées.
Le système de pêche à la senne
La technique de la senne suppose la circonscription d'une étendue d'eau, dans la baie d'une vaste masse d'eau, en travers d'un
fleuve ou même dans le milieu d'une rivière ou d'un lac. Il vaut mieux barrer la zone avec des filets à mailles plus petites (0,5
cm), appelés filets de barrage, qui permettent de rattraper les poissons qui se sont échappés de la senne (Figure 10.4). La pêche
à la senne, qui consiste à draguer le filet sur toute la zone barrée, doit être répétée plusieurs fois, en général jusqu'à ce qu'on
n'attrape plus de poisson. La pêche à la senne fonctionne mieux avec un filet, qui est d'emploi plus facile, encore que la mise en
place d'une barrière en filet puisse être utile lorsqu'on a besoin de créer une barrière résistante comme par ex. dans les eaux
à débit rapide. La méthode est idéale pour les petits bassins, qu'on peut pêcher en totalité, mais on peut s'en servir aussi dans
les grands fleuves et les lacs, de préférence à partir de rivages où on peut débarquer les prises (Figure 10.5). On trouve des
sennes de toutes longueurs et de toutes tailles (avec des mailles de 0,5 à 20 cm) et il faut les choisir en fonction de la masse
d'eau dans laquelle on veut pêcher. La plupart des espèces de poissons peuvent être prises selon la taille de la maille. Dans la
mesure du possible (c'est-à-dire dans les eaux suffisamment peu profondes), le filet devra faire une fois et demie la profondeur
de l'eau. En règle générale, deux personnes pourront sans doute tirer un filet de 50 m de long, et il faudra environ 8 personnes
pour tirer un filet de 200 mètre de long.
Limites La sélectivité de la senne s'arrête à une certaine taille de poissons, comme on l'a vu plus haut, mais de petites tailles de
maille (<2,5 cm) sont plus efficaces, encore que de très petites mailles (<1 cm) peuvent être difficiles à draguer dans l'eau.
L'adresse des pêcheurs intervient beaucoup dans les prises; des obstacles tels que les arbres, les grosses pierres, la profondeur
irrégulière des fonds et du rivage sur la zone couverte peuvent permettre au poisson de s'échapper, car l'eau est en effet balayée
par le passage du filet. La pêche à la senne est une méthode active de pêche et, par conséquent, coûteuse en temps et en main
d'œuvre engagée pour une partie de la journée ou pour la journée entière. Plus le filet est grand, plus il coûte cher et plus il
demande de travail. La pêche à la senne n’est pas appropriée dans les eaux comportant des obstacles tels que des arbres, des
grosses pierres, etc. et elle est impossible dans les rivières où le courant est fort.
202 B . M cC a r t o n
Filet de barrage 1
Senne
Lagon
Filet de barrage 2
Figure 10.4: Filets de barrage installés dans une lagune retenue pour la pêche à la senne
Figure 10.5: Remontage d'une senne sur la berge
Traitement On triera le poisson par espèces après chaque coup de filet (prises de senne) et on le gardera vivant dans des seaux
d'eau ou sur de la glace dans une glacière. Puis on pèsera les poissons et on mesurera leur longueur (voir la partie ‘Mesures’
ci-dessous).
Données obtenues On peut évaluer la biomasse (exprimée en grammes/kilogrammes par mètre carré ou mètre cube - si on a
mesuré la profondeur moyenne de l'eau de la superficie pêchée), si on a fait un calcul de la superficie et si la pêche a continué
jusqu'à ce qu'on ne prenne plus de poisson. On peut évaluer la composition en espèces et leur nombre. La capture par unité
d'effort (CPUE) par espèces ou au total en prenant le nombre de coups de filet comme unité d'effort. La taille et le poids de
chaque poisson peut servir à calculer des équations de croissance et de mortalité.
Période d'échantillonnage Journée; la pêche à la senne de nuit est possible, mais moins fiable. La fréquence des échantillonnages
dépend de l'efficacité du coup de filet et des sites d'échantillonnage. Un bon échantillonnage unique, comportant des espèces
de toutes sortes, de toutes longueurs, et des espèces importantes, vaut mieux que de petits échantillonnages mensuels. Une
pêche de plusieurs jours d'affilée pour prendre un seul échantillon est une bonne chose si le site peut supporter une telle
pression (ce qui a des chances d'être le cas s'il est situé sur un grand lac ou par exemple, une petite rivière reliée à un grand
fleuve). Il est sans doute possible de faire un échantillonnage par mois sur une année (comme par exemple sur un lac) ou
pendant seulement 2 ou 3 mois dans le cas d'une petite rivière.
Les poissons 203
Matériel On trouvera des sennes sur place ou bien on adaptera les filets que l'on trouvera sur place, et on fera de même avec
les filets de barrage. On pourra se servir de ficelle pour mesurer superficies et profondeurs. On a besoin de glacières et de
glace pour conserver les échantillons.
Personnel requis Au moins 4 personnes (cela dépend de la longueur de la senne).
Pêche au filet maillant
La pêche au filet maillant suppose la mise en place dans une masse d'eau de panneaux de filets droits (qu'on appelle les tessures)
aux mailles de taille croissante, le mieux étant par exemple des mailles dont la taille augmente par intervalles d’1 cm. Les
poissons qui se heurtent au filet et qui sont trop gros pour passer à travers les mailles se prennent par les ouïes ou par d'autres
parties saillantes de leur corps, comme les piquants. En utilisant toute une gamme de tailles de mailles (par ex. d’1 à 10 cm), on
prend un échantillonnage de poissons dont la taille se situe entre les limites déterminées par les mailles les plus petites et les
plus grosses. La mise en place de cette tessure de filets maillants en travers d'un fleuve permet l'échantillonnage de la plupart
des poissons qui le descendent ou le remontent. Sinon, sur les petites étendues d'eau, on peut se servir des filets séparément.
Très souple, la méthode des filets maillants s'adapte aussi bien aux petites masses d'eau qu'aux grandes, à l'eau courante où on
les met en place depuis les berges, qu'à l'eau lente ou dormante où on les lance depuis les rives jusqu'au milieu, soit en série,
soit séparés. Mais ils ne conviennent pas à un courant fort. On peut mettre en place une barrière de filets allant de la surface
jusqu'au fond de l'eau, ce qui permet de couvrir des eaux superficielles autant que des eaux plus profondes. Les filets individuels
ou les tessures peuvent être mis en place à des profondeurs différentes à l'aide de poids et de flotteurs (Figure 10.6).
Limites La taille des poissons sélectionnés par les filets maillants dépend de la taille des mailles: les prises sont fonction de la
position des filets par rapport au rivage, aux courants et à la profondeur de l'eau; il se peut que des filets de petites longueurs
ne parviennent pas à échantillonner efficacement des masses d'eau importantes; dégager les poissons des mailles peut prendre
du temps, surtout si ce sont par leurs piquants ou leurs dents qu'ils sont emmêlés. Les poissons relativement inactifs et ceux
du fond sont bien moins susceptibles d'être capturés. D'autres animaux viennent souvent se prendre dans ces filets et peuvent
en mourir. On devra tout faire pour empêcher cela.
Procédure On dégagera les poissons des filets et on les conservera séparément, par filet ou par tessure, sur de la glace ou dans
des seaux.
Données obtenues Les mêmes qu'avec la capture à la senne, sauf qu'on ne peut pas faire des calculs de biomasse. La CPUE se
calcule en longueur de filet multipliée par le nombre de fois qu'on pose le filet.
Faune échantillonnée La plupart des espèces de poissons (ceux qui résident dans des eaux à courant fort, comme des petits
poissons-chats par ex. Eeptoglanis rotundiceps et Chiloglanis neumanni, pourront échapper aux filets et les gros poissons, qui se
trouvent généralement dans les eaux profondes, ne seront sans doute pas échantillonnés efficacement, comme par ex.
Hydrocynus forskahlii). Les espèces qu'on attrape dépendent de la taille des mailles utilisées.
Période d'échantillonnage La nuit et/ou pendant la journée - vérification des filets à 12 heures d'intervalle.On pourra avoir besoin
de plusieurs jours et plusieurs nuits pour obtenir du poisson en quantité suffisante afin d’obtenir un bon échantillonnage, car
les méthodes passives sont moins efficaces que les méthodes actives comme la pêche à la senne (mais on pourra augmenter
le nombre des filets si on augmente aussi la main d'œuvre préposée à la vérification et au traitement des prises). Il est conseillé
de procéder à un échantillonnage mensuel pendant toute la durée du projet si les sites retiennent suffisamment d'eau pour
poser des filets.
Matériel On devrait pouvoir se procurer des filets maillants sur place ou adapter les filets qu'on trouvera. Les autres ustensiles,
flotteurs, plombs, etc. peuvent être fabriqués à partir de matériaux disponibles sur place. On aura en principe besoin d'avoir
accès à une barque. Une glacière avec de la glace sera nécessaire pour conserver les échantillons.
Personnel requis Une personne pour manipuler la barque et deux pour installer les filets.
Piégeage
C'est l'une des méthodes les plus souples pour échantillonner ou recenser du poisson. Les pièges peuvent être utilisés dans
toutes sortes d'habitats, depuis les fleuves à débit rapide aux eaux dormantes (y compris les zones humides dominées par de
la végétation ou des estuaires sans couvert végétal). Ils peuvent prendre toutes sortes de formes. La méthode, qui fait intervenir
des pièges fixes et des pièges sans appâts, ressemble à celle qui consiste à se servir de filets maillants, mais leur rigidité confère
aux pièges l'avantage d'être robustes dans le courant. Les pièges à appât et les pièges à ressort jouent le même rôle que les
hameçons en ce qu'ils possèdent une substance attrayante, qui influence les espèces éventuellement capturées et leur taille. Par
exemple, si on se sert d'un appât tel que du son de riz, cela attirera des poissons herbivores et omnivores, tandis que si on
utilise de la chair de poisson ou de la viande, ce sont les poissons prédateurs et charognards qui seront attirés. La taille des
ouvertures de piège a une incidence sur la sélectivité des tailles (comme pour les mailles des filets maillants). La sélectivité des
espèces peut dépendre des déplacements et du comportement des espèces ainsi que des différents appâts. On peut cibler les
poissons qui migrent pendant les phases sombres de la lune en posant des pièges à ces époques à des endroits stratégiques du
fleuve. Les lieux d'étranglement du cours d'eau sont plus intéressants car on parvient à une couverture plus complète. Le type
de piège et sa construction, le lieu et le moment d'échantillonnage doivent tous être standardisés avec soin pour éviter de
fausser les résultats, car tous ces paramètres ont une incidence sur la réussite du piégeage.
204 B . M cC a r t o n
Figure 10.6: Grâce aux poids et aux flotteurs, on peut poser des filets à différentes profondeurs
Limites Les prises sont fonction de la conception des pièges, de la taille de leur ouverture, des appâts et de l'endroit où les
pièges sont posés. Même pour une espèce donnée, son "caractère piégeable" dépend de la saison, du sexe, de l'âge et de
l'habitat. Il faut de l'adresse pour faire bon usage des pièges. En général, le piégeage ne rapporte pas de prises fournissant des
données exploitables, à moins qu'on l'associe à d'autres méthodes (voir ci-après).
Procédure On triera les poissons par espèce et par type de piège et on le conservera dans des seaux ou sur de la glace. On
pourra mesurer leur taille et leur poids (voir ci-après).
Données obtenues Avec un piégeage stratégique il est possible d'obtenir de bonnes indications sur la migration et la
reproduction. Il est généralement nécessaire d'associer le piégeage à d'autres méthodes de capture mais, dans certains
contextes, les pièges peuvent produire de bonnes données sur l'abondance relative, surtout au niveau des espèces; cela dépend
beaucoup de la comparabilité des sites. Les évaluations sur la croissance et la mortalité seront sans doute incomplètes si le
piégeage n'est pas possible en toutes saisons, comme c'est le cas pour les rivières qui sont sujettes à des crues éclairs.
Faune échantillonnée La plupart des espèces, surtout celles qui migrent, tant qu'on a recours aux pièges et aux appâts les plus
divers.
Période d'échantillonnage Pendant la nuit et/ou la journée; vérification des pièges à intervalles de 12 heures (après avoir attrapé
beaucoup de poisson, ils sont moins efficaces). Il se peut qu'il faille piéger 2 ou 3 jours d'affilée pour obtenir de bons échantillons,
surtout si le niveau de l'eau monte ou baisse rapidement. Dans la mesure du possible, il faut recueillir des données sur 2 à 3
mois, surtout lorsque ce sont les espèces migratoires qui sont importantes pour l'étude.
Matériel Utilisez des pièges que vous trouverez sur place, car ils ont été mis au point pour s'adapter aux conditions et aux
poissons locaux. De même, les appâts seront inspirés de ceux qu'utilisent les pêcheurs du crû. Une glacière avec de la glace est
également nécessaire (voir ci-dessus).
Personnel requis Au moins 2. Mais il en faudra plus si on utilise un grand nombre de pièges.
Les poissons 205
Hameçons
Des hameçons appâtés montés seuls sur une ligne ou en grappes peuvent être excellents pour échantillonner des poissons
prédateurs comme le poisson-chat (Clarias gariepinus et Heterobranchus longifilis) ou le poisson-tigre (Hydrocynus forskahlii). C'est
une méthode peu coûteuse et particulièrement utile dans des habitats difficiles à échantillonner avec d'autres techniques.
Toutefois, il est difficile de prévoir la quantité de prises qu'on peut espérer avec des hameçons, qui dépendent des
caractéristiques de l'habitat autant que de l'appât utilisé. Il faut uniformiser avec soin le type d'appât pour que la comparaison
des prises sur des zones différentes puisse avoir un sens. Le savoir qu'on pourra glaner sur place au sujet des endroits, des
moments et des façons de lancer des lignes avec des hameçons peut être extrêmement précieux. De fait, il vaut généralement
mieux que cela soit les gens du crû qui se livrent à une pêche à la ligne active, car ils connaissent bien les eaux et les espèces
qu'on peut y capturer. Dans les courants rapides, des hameçons montés sur une palangre peuvent être utiles.
Limites Méthode hautement sélective en termes de tailles et d'espèces,mais lorsqu'on diversifie la taille des hameçons, cela peut
réduire la sélectivité du poisson étant donné la taille de leur bouche, et lorsqu'on diversifie les appâts, cela peut attirer
différentes espèces. Une pêche à la ligne active à l'aide d'hameçons prend du temps et dépend de l'habileté du pêcheur. Le
principal inconvénient est que les poissons sont inévitablement endommagés (encore que le recours à des hameçons
dépourvus d'ardillons puisse minimiser ce problème) et sont sujets à un stress énorme.
Procédure On triera les poissons par espèces et par tailles d'hameçons et on les conservera dans des seaux, des sacs ou sur de
la glace dans une glacière. On peut mesurer leur longueur et leur poids.
Données obtenues On peut obtenir des données sur l'abondance relative, la composition en espèces et la croissance et la
mortalité de certaines espèces, notamment sur les maxima de tailles et de longévité. Mais ces données ne peuvent être
exploitées isolément, il faut les associer à celles obtenues avec les méthodes principales de pêche (à la senne et au filet maillant).
Faune échantillonnée Essentiellement des espèces prédatrices.
Période d'échantillonnage Les palangres donnent mieux si on les lance la nuit (en les relevant au petit matin), et une pêche active
est plus efficace de jour. L'échantillonnage accroît généralement la quantité de données réunies à l'aide d'autres méthodes, et
donc 1 à 2 échantillonnages mensuels conviennent. Il vaut mieux les réaliser lorsque le niveau de l'eau monte ou descend.
Matériel Hameçons de diverses tailles, appâts, ligne monofilament, canne et ligne (pour la pêche active le cas échéant), tous
s'inspirant des équipements que l'on pourra trouver sur place et en usage. On aura aussi besoin d'une glacière avec de la glace
(voir ci-dessus).
Personnel requis Deux pour les palangres et un pour la pêche active.
Javelots
Ils conviennent aussi bien dans un courant fort que dans une eau dormante,mais dans l'une comme dans l'autre il faut que l'eau
soit claire pour pouvoir repérer le poisson. Quelle que soit la sorte de javelot ou de harpon, tout dépend du savoir-faire du
pêcheur, qui doit toujours être la même personne à chaque fois. La forme du poisson visé a son importance car l'emploi d'un
javelot "favorise" les poissons plats au niveau dorso-ventral, ou arrondis comme les poissons-chats. Les poissons plats
latéralement, comme les brèmes ou les tilapias, sont plus difficiles à attraper. Pour un échantillonnage efficace, la pêche au javelot
n'est pas recommandée, sauf si ce sont des personnes du crû qui s'en chargent et que l'on vise des espèces bien particulières.
Limites La pêche au javelot prend du temps et dépend de l'habileté de celui qui la pratique. Elle est très sélective (en fonction
de la forme et l'espèce du poisson).
Procédure Les poissons doivent être triés par espèces et conservés dans des seaux, des sacs ou sur de la glace dans une glacière.
On peut mesurer leur longueur et leur poids (voir ci-après).
Données obtenues On ne peut pas évaluer la croissance et la mortalité des poissons uniquement à l'aide des données obtenues
avec des poissons pris au javelot, mais on peut se renseigner utilement sur leur abondance relative, la composition en espèces
et les maxima de tailles et de longévité.
Faune échantillonnée Convient principalement aux poissons-chats et aux gobies ophiocéphales.
Période d'échantillonnage Plus efficace le jour, mais certains pêchent de nuit en aveuglant le poisson avec des lampes-torches. En
principe, se pratique une ou deux fois pendant la montée et la baisse du niveau des eaux.
Matériel Il faut se procurer les javelots/les harpons sur place ou les confectionner d'après les modèles locaux. On aura aussi
besoin d'une glacière avec de la glace (voir ci-dessus).
Personnel requis Un employé
206 B . M cC a r t o n
Assèchement et méthodes associées (par ex. pêche à la main).
Idéales pour les petites masses d'eau peu profondes, on ne peut les conseiller que si un dessèchement de la zone risque de se
produire. L'assèchement convient également aux eaux de barrage peu profondes des masses d'eau importantes. C'est une
méthode de pêche très répandue à la fin des pluies en Asie au moment où l'eau des plaines inondées se retire. On utilise des
pompes pour transférer l'eau de la zone où l'on pêche.Une fois qu'on a passé toute la boue au crible à la main et avec de petits
filets, on laisse l'eau refluer sur la zone pêchée. L'assèchement est relativement peu sélectif car la plupart du poisson de la zone
est pris, mais certaines espèces peuvent s'enfouir dans le lit de la rivière et échapper à la capture. Ce sont des méthodes qui
ne conviennent qu'à un échantillonnage unique, car elles peuvent affecter l'échantillonnage de l'année suivante. Une prédation
de la part des oiseaux et des crocodiles peut représenter un problème au cours du ramassage. Ces méthodes demandent une
main d'œuvre importante autant pour la pêche que pour les mesures qui la suivent car les prises tendent à être très grosses.
Limites Ne convient que pour les eaux de faible profondeur, ou les masses d'eau dans lesquelles on peut facilement créer des
barrages. Réclame une main d'œuvre nombreuse car il faut beaucoup de gens pour créer un barrage sur une zone et pour
récupérer et traiter tout le poisson de la zone asséchée.
Procédure Il faut ramasser et conserver tout le poisson comme avec les autres méthodes, ou le mesurer sur le site
d'échantillonnage. On triera le poisson par espèces et on le pèsera (d'ordinaire, on fait une estimation du poids total en pesant
de grandes quantités de poisson toutes espèces confondues, puis en pesant trois échantillons de poisson).
Données obtenues Idéale pour des estimations de biomasse, cette méthode produit en général de gros échantillons, parfaits pour
les déterminations de croissance et de mortalité.
Faune échantillonnéeToutes les espèces.
Période d'échantillonnage L'assèchement ne convient qu'à la pêche de jour. D'habitude, on n'a recours à cette méthode qu'une
fois pendant la saison, quand le niveau de l'eau est bas, mais avant que la masse d'eau principale ait séché complètement.
Matériel De grandes longueurs de filets barrières ou de filet à mailles fines pour travailler à la senne et pour barrer la route au
poisson, une pompe pour ôter l'eau, plusieurs sortes de petits filets (filets soulevés, éperviers), des récipients de conservation
(cuvettes, seaux et sacs plastique), des feutres marqueurs indélébiles et des glacières avec de la glace.
Personnel requis Un grand nombre, pour ramasser le poisson et le trier, et plusieurs personnes pour le peser. Le nombre de
recrues dépend de la taille de la zone échantillonnée, mais il faut de 6 à 8 personnes pour s'occuper de 20 m2.
Empoisonnement
Le recours au poison (en général, de la roténone mais des plantes possédant des propriétés toxiques peuvent également servir)
est parfois la bonne solution pour l'échantillonnage de bassins et de cours d'eau de petite taille. L'empoisonnement tue toutes
les tailles et toutes les espèces de poissons (pour les plus gros, on aura peut-être besoin de doses plus élevées).C'est un moyen
relativement rapide, mais la collecte et le traitement des échantillons prennent du temps.
Limites Ne convient pas à l'eau courante car le poisson, dilué, est emporté vers l'aval. Il ne convient pas aux masses d'eau
importantes.
Procédure On ramassera tout le poisson à l'aide d'épuisettes et de sennes et on le conservera comme avec les autres méthodes
ou on le mesurera sur le site d'échantillonnage.
Données obtenues Méthode idéale pour les calculs de biomasse: on triera le poisson par espèces et on le pèsera (si la quantité
des prises est importante, on peut faire une estimation du poids total en pesant de grandes quantités de poissons toutes
espèces confondues puis en dénombrant et en pesant trois échantillons de poisson). On peut faire des estimations de
croissance et de mortalité car les échantillons sont généralement gros.
Faune échantillonnéeToutes les espèces.
Période d'échantillonnage Cette méthode ne peut s'utiliser que de jour. On peut procéder à un empoisonnement une seule fois,
après la saison des pluies, lorsque le niveau des eaux est suffisamment bas pour permettre une collecte efficace de tout le
poisson.
Matériel Filet de barrage ou filet maillant à mailles fines, senne et/ou épuisettes pour recueillir le poisson; à trouver sur place
ou à adapter à partir de matériaux locaux. Des glacières avec de la glace sont également nécessaires (voir plus haut).
Personnel requis Au moins 4 personnes pour ramasser le poisson et le trier, et 2 pour traiter les échantillons, selon l'étendue
d'eau empoisonnée. Plus il y a de personnel, plus l’étendue d’eau à échantillonner pourra être vaste.
Les poissons 207
Pêche à l'électricité
La pêche à l'électricité peut être utilisée pour procéder à un échantillonnage unique,mais elle n'est pas vraiment adaptée à l'eau
courante. Elle consiste à faire passer un courant électrique dans l'eau à travers des électrodes, ce qui commotionne le poisson.
On ne peut s'en servir que là où on dispose d'une fourniture d'électricité ou d'un générateur et dans une eau dont la
conductivité est suffisamment élevée (au moins 100 µS pour de petits appareils). La pêche à l'électricité peut être sélective, cela
dépend de la puissance et du rayon de transmission des appareils, et si la zone échantillonnée est difficile à évaluer (Cowx and
Lamaque, 1990). Mais l'appareillage est coûteux et potentiellement dangereux si ce sont des enquêteurs inexpérimentés qui
l'utilisent (la pêche à l'électricité a déjà fait des morts). La méthode ne convient pas pour toutes les espèces, il y a des poissons
qui ne sont pas forcément électrocutés et certains y échappent en se laissant couler sur le fond; c'est pourquoi il est également
nécessaire de travailler la zone à la senne. La pêche à l'électricité n'est praticable que de jour, mais elle est déconseillée si on
peut recourir à d'autres méthodes comme la pêche à la senne ou au filet maillant et seuls des ichtyologistes formés et
expérimentés peuvent la pratiquer. C'est pourquoi aucune précision ne figure ici et aucune fiche méthodologique n'est fournie
(mais voir Perrow et al., 1996).
Pour toutes les méthodes décrites plus haut, il faudra s'appuyer sur des informations relatives à la masse d'eau lorsqu'on se
trouvera sur le site d'échantillonnage. Pendant qu'on ramasse le poisson et qu'on remballe le matériel, un des membres de
l'équipe a généralement le temps de mesurer la profondeur de l'eau, sa température, sa turbidité, son oxygène, son pH et sa
conductivité (voir chapitre 5). Des prélèvements de phytoplancton et de zooplancton à l'aide de chaluts peuvent donner une
indication de la productivité naturelle des eaux qui, à son tour, aura une incidence sur leur rendement en poisson.
L'échantillonnage en phase de pré-traitement renseigne mieux que pendant ou après le traitement, car le plancton peut aussi
être affecté par des pesticides (voir chapitre 9).
MESURES
On triera le poisson par espèces et on conservera les espèces que l'on ne connaît pas pour les identifier. Les mesures de base
dont on a besoin sont le nombre de poissons par espèce, leur longueur et leur poids. La longueur la plus utile est la longueur
standard, depuis l'extrémité du museau ou des lèvres jusqu'à la fin du pédoncule caudal (Figure 10.7) La longueur totale va de
l'extrémité de la nageoire caudale, dont on a étiré les lobes jusqu'à leur plus grande longueur. La longueur de fourche va de
l'extrémité du museau jusqu'au point central situé entre les lobes de la nageoire caudale (Figure 10.7). Étant donné que les
nageoires caudales sont souvent endommagées, la longueur totale et la longueur à la fourche sont moins précises que la
longueur standard. Mais on peut facilement et rapidement prendre en note les trois mesures à la fois et cela permet de faire
des comparaisons avec d'autres études. Outre sa longueur, le poids de chaque poisson peut révéler les effets d'un pesticide, à
la condition qu'on puisse additionner les poissons et les poids pour calculer des différences entre les prises des zones traitées
et non traitées.
Hormis la longueur et le poids, on peut généralement ouvrir le poisson de l'anus au ‘menton’ pour noter son sexe et son état
reproductif. Il est facile de déterminer le sexe d'un poisson adulte, car on voit des œufs dans les ovaires des femelles et du
sperme dans les gonades des mâles (un liquide généralement blanc et laiteux). Lorsque les poissons sont jeunes, les gonades
des mâles et des femelles se ressemblent beaucoup. Mais il est important de noter que les poissons sont immatures parce que
des pesticides peuvent avoir affecté leur activité de reproduction.On classe généralement les stades de la reproduction comme
suit: stade nidifiant, stade de développement (ou maturation), stade plein (ou reproduction) ou de post-frai, avec des stades
intermédiaires. La fiche méthodologique où sont détaillés ces stades résume un système de codage simple pour déterminer les
stades du frai.De manière à évaluer l'impact des pesticides sur la fécondité des poissons, on pèsera les œufs de femelles pleines,
et on les conservera en vue de les dénombrer ultérieurement. Le meilleur liquide de conservation pour les œufs de poissons
est le liquide de Gilson, mais il faut faire extrêmement attention quand on manipule les ingrédients (voir chapitre 3). Le liquide
de Gilson se prépare avec 100 ml d'alcool à 80%, 880 ml d’eau distillée, 15 ml d'acide nitrique à 80%, 18 ml d'acide acétique
glacial et 20 g de chlorure de mercure. Il doit être préparé en laboratoire avant de se rendre sur le terrain et conservé dans
un flacon de verre à capsule étanche. Une autre méthode de conservation acceptable est le formol à 4-5% (dilution d'une part
de solution de formaldéhyde dans 8 à 10 parts d’eau distillée) mais les œufs deviennent très durs et sont difficiles à séparer si
on les laisse longtemps dans le formol. Il faut aussi faire attention lorsqu'on mélange et qu'on manipule du formol (voir chapitre
3). Des échantillons des liquides de conservation doivent être conservés pour l'analyse de résidus.
208 B . M cC a r t o n
La collecte des contenus stomacaux pour discerner la nourriture des différentes espèces est très utile, surtout si on soupçonne
les pesticides d'être responsables d'une restriction alimentaire chez certaines espèces de poisson. On pourra aussi observer
des changements d'habitudes alimentaires et de nourriture dans les zones traitées. La conservation des œufs et des contenus
stomacaux peut prendre du temps sur le terrain, surtout si ce sont ces études auxquelles on s'intéresse plutôt qu'à des impacts
donnés. En retenant un petit nombre d'espèces clés pour ces études, il est possible de mener à bien rapidement la conservation
d'une grande quantité de poissons et de prendre leurs mensurations de base.
Figure 10.7: Mesure de la longueur d'un poisson
TRAITEMENT DES ÉCHANTILLONS DESTINÉS À DE L'ANALYSE DE RÉSIDUS
L'une des tâches importantes à mener sur le terrain est la collecte de tissus de poisson pour déterminer le niveau des résidus
de pesticides qu'ils contiennent. Les résidus de pesticides organochlorés ont tendance à s'accumuler dans les tissus graisseux
comme les gonades, le cerveau, les tissus adipeux des intestins et du foie et c’est la raison pour laquelle ce sont eux en général
qui sont conservés pour l'analyse. Si l'un des objectifs de la recherche est d'évaluer les risques pour la santé humaine, la chair
du poisson (ou, dans le cas de petits poissons, le corps entier) doit être analysée pour voir si elle comporte des résidus. Une
conservation dans une solution de formol à 5-10% (dilution de 1 part de solution de formaldéhyde pour 4 à 8 parts d’eau
distillée) est acceptable pour les échantillons de tissus pour la plupart des analyses de résidus de pesticides organochlorés.
On conservera des échantillons de formol pour l'analyse des résidus, car ils pourraient montrer des niveaux de pesticide en
toile de fond (voir fiche méthodologique sur l'échantillonnage du poisson en vue d'une recherche de résidus). Les pesticides
des groupes organophosphorés, carbamate et pyréthrinoïdes n'ont pas tendance à être bioaccumulés, et d'habitude ils ne
donnent pas lieu à une analyse de résidus.Mais il arrive dans certaines circonstances que l'on détecte des résidus de métabolite,
qui indiquent le moment de la contamination. En général, les poissons détruits par des pesticides de ce type ne présentent pas
des niveaux seuils de résidus qui sont létaux et comme l'analyse de résidus est onéreuse, il vaut mieux l'éviter dans ces cas.
Les poissons 209
TRAITEMENT DES ÉCHANTILLONS DESTINÉS À UNE ESTIMATION DU
PARAMÈTRE POPULATION
De manière à procéder à des estimations de croissance, de mortalité et de production sur les poissons en train de vieillir, les
écailles, les otholites (os des ouïes) ou des structures squelettiques comme les piquants ou les vertèbres doivent être collectés
sur le terrain. Les écailles sont les plus faciles à obtenir, mais pour connaître très précisément l'âge des poissons, les otolithes
sont réputés plus fiables car en coupe on peut voir les anneaux qui se sont formés chaque jour. Si on arrive à dire à quel
moment des fissures (des interruptions dans la formation des anneaux sur les écailles) se sont formées, en échantillonnant
chaque mois pendant un an ou plus, alors la détermination de l'âge par les écailles est parfaitement acceptable. Mais comme il
faut disséquer les têtes des poissons pour prélever les otholites qui, chez certaines espèces, sont parfois emboîtées dans des
plaques osseuses, il se peut qu'on n'ait pas le temps de procéder à une telle opération sur le terrain. De même, une collecte
de vertèbres sur le terrain peut être lente. Si la détermination de l'âge peut être repoussée à un stade ultérieur des recherches,
on pourra utilement mettre à profit le temps passé sur le terrain pour prélever des écailles sur chaque poisson. Il en faut
généralement 4 ou 5, dont une “écaille clé”, c'est à dire la même écaille de chaque poisson d'une espèce (voir figure 10.9). On
fait sécher d'habitude les structures squelettiques, on enlève les tissus conjonctifs, avant de les déposer dans de petites
enveloppes étiquetées jusqu'à ce qu'on en ait besoin.
Une collection de référence des espèces de poissons des différentes eaux de la zone d'étude est utile. La collecte et la
conservation de quelques individus de chaque espèce peut se faire vite et aisément lors du travail sur le terrain. Pour la
conservation, utilisez du formol à 5-10% ou de l'éthanol à 70% après 5 jours dans le formol.
TECHNIQUES DE LABORATOIRE ETANALYSE DES DONNÉES
La plus simple de toutes les analyse de données est de comparer la quantité ou le poids des poissons de chaque zone, sur une
base mensuelle, saisonnière ou annuelle. Les données doivent d'abord être standardisées en vue de leur échantillonnage ou de
l'effort de pêche. S'il y a eu des variations entre la pêche dans la zone traitée et celle dans la zone témoin, on peut exprimer
les prises sur une base de CPUE (par ex. le poids ou la quantité de poissons capturés - que ce soit par des gens du crû ou
l'équipe chargée de l'étude - en une heure, un jour ou en 24 heures). Les échantillons constitués par les prises réalisées par les
habitants doivent avoir les mêmes proportions que les prises de chaque zone, ou être multipliés pour estimer la totalité des
prises. Les données de prise et d'effort ne peuvent être exploitées que si la pêche dans chaque zone est menée avec la même
intensité. De grosses différences d'effort peuvent avoir une incidence sur les quantités de poissons prises (il n'existe pas de
rapport direct entre la prise et l'effort lorsque ce dernier est ou très faible ou très important), ainsi que la présence ou
l'absence d'espèces moins communes (Cowx, 1991). On peut faire des comparaisons de données sur les prises (ou sur les
prises et l'effort) à l'aide de paires de tests t, une analyse de la variance (voir chapitre 2) suivis d'un test de recherche des
différences, par exemple celles qui sont les moins significatives. Les mêmes comparaisons peuvent être faites sur des espèces
isolées, encore qu'il est peu probable qu'on compare la totalité des espèces de cette manière.Des différences de communautés,
c'est-à-dire des différences dans la composition en espèces, peuvent souvent se voir directement, des espèces moins communes
ou moins vulnérables pouvant avoir disparu de la zone traitée. Si ce qui compte pour les études est l'impact au niveau de la
communauté, il peut être nécessaire d'analyser les données à l'aide d'une analyse de groupement ou d'une analyse discriminante
multiple. Il est conseillé de demander l'avis d'un statisticien pour ces procédures.
Figure 10.8: Dans la détermination de l'âge des poissons, on se sert d’écailles clés.
210 B . M cC a r t o n
Si l'empoisonnement ou le passage consécutif d'une senne ont été pratiqués dans des zones fermées ou isolées, on peut faire
des estimations de la biomasse du poisson (on parle d' ‘ichtyomasse’). Il faut évaluer plusieurs étendues d'eau, de taille diverses
mais en appariant des eaux traitées avec des eaux non traitées, car la biomasse, qui est déterminée par la superficie et le volume
d'eau, connaît des variations considérables sur les petites superficies.
A partir des mesures de longueurs, on peut faire l'évaluation des répartitions longueur-fréquence. Les poissons de petite taille
peuvent être plus gravement touchés par les pesticides que les plus gros. En comparant la répartition des différentes longueurs
des poissons capturés en même temps (en général pendant le même mois) entre des zones traitées et non traitées, ces effets
apparaîtront sans doute. Il y aura des changements dans la répartition de ces longueurs de mois en mois à mesure que les
poissons grandissent, sont capturés, meurent ou migrent vers d'autres zones. Si les eaux échantillonnées sont les mêmes dans
les zones traitées et non traitées, alors des différences dans les répartitions, qui sont changeantes, peuvent révéler les effets des
traitements. Par exemple, des effets sur le recrutement de jeunes poissons peuvent être montrés en l'absence de poissons de
petite taille dans les échantillons prélevés dans les eaux traitées et la présence d'un pic dans les répartitions des longueurs des
poissons provenant de la zone non traitée. Les répartitions longueur-fréquence peuvent servir à déterminer la croissance, la
mortalité et le recrutement à l'aide de programmes informatiques spécialement conçus pour évaluer ces paramètres. On
trouvera le détail de ces analyses chez Hilborn andWalters (1992), qui ne doivent être utilisées que par du personnel formé
et après consultation d'un scientifique spécialiste des pêcheries. Ces techniques font appel à des modèles mathématiques et
évaluent des paramètres de ces modèles qui reflètent la dynamique de la population. On peut faire des comparaisons des
paramètres de croissance à l'aide d'évaluations multiples du paramètre, à partir de différents échantillons provenant des mêmes
sites d'échantillonnage, pendant la même période, ou à l'aide de la gamme de valeurs paramétriques qui conviennent également
pour la répartition des longueurs. Il s'agit vraiment d'une forme de pseudo-répétition (voir chapitre 2). Si on a pu procéder à
des échantillonnages sur plusieurs sites à l'intérieur de plusieurs zones traitées et non traitées, on peut alors les considérer
comme des répétitions. L'analyse de variance et les tests statistiques de suivi (voir chapitre 2; Sokal and Rohlf, 1969; Steel and
Torrique, 1980) peuvent être utilisés pour évaluer des différences dans les paramètres de croissance. Il faut demander l'avis de
spécialistes si on essaie d’utiliser ces méthodes.
La détermination de l'âge du poisson à partir des écailles et de ses structures squelettiques doit être effectuée par du personnel
formé (on trouvera les méthodes dans l’ouvrage de Bagenal, 1978). On peut évaluer la croissance, la mortalité et la fertilité à
partir des données de longueur à un certain âge, une fois encore à l'aide de techniques de modélisation. Ces techniques sont
exposées dans les ouvrages de Bagenal (1978), Gulland (1983) et Pitcher and Hart (1982). Il n'est pas facile d'analyser les
différences qui existent parmi plusieurs des paramètres évalués avec ces techniques à l'aide de méthodes statistiques standard.
Si on aborde de telles méthodes, il faut demander l'avis de spécialistes.
Les études de fécondité supposent de dénombrer les œufs en échantillonnant chaque ovaire ou chaque paire d'ovaires sur
chaque poisson. Il faut bien rincer les œufs pour les débarrasser du liquide de Gilson ou du formol et faciliter leur manipulation
(voir chapitre 3). Le sous-échantillonnage peut être effectué par poids, c'est-à-dire en pesant tous les œufs, en prélevant au
moins trois sous-échantillons, en les pesant et en dénombrant les œufs des sous-échantillons, puis en calculant à partir du
nombre d'œufs par grammes le nombre d'œufs dans les ovaires.Une autre méthode consiste à immerger les œufs dans de l'eau
dans un cylindre de mesure, à compter les sous-échantillons d'œufs prélevés puis à mesurer le volume qu'ils occupent, ainsi
qu'avec tous les œufs. On peut faire le calcul du nombre d'œufs dans la totalité des ovaires, comme dans le cas de la pesée
(toutes les précisions sur ces méthodes ainsi que d'autres sont données dans l'ouvrage de Bagenal, 1978). On pourra garder
les œufs pour procéder à une analyse de résidus. Un échantillon de la solution de conservation doit aussi être envoyé comme
échantillon de contrôle (voir chapitre 6).
Les poissons 211
L'identification des éléments de l'alimentation prélevés dans le contenu des estomacs conservés peut se faire à l'œil nu ou à
l'aide d'un microscope. Il faut en général consulter un spécialiste si on doit identifier les taxa au niveau des espèces. Le
classement de ces aliments en groupes a généralement la faveur des scientifiques.Ces groupes pourront comporter: des plantes
terrestres, des plantes aquatiques, du phytoplancton, du zooplancton, des invertébrés benthiques, de gros invertébrés, par ex.
des bivalves et des gastéropodes, des insectes terrestres et aquatiques, des poissons (soit entiers, soit des parties comme les
nageoires), et des matières inertes (sable et vase). Les quantités d'aliments en termes de pourcentage par volume dans chaque
estomac, et d'occurrence en pourcentage chez l'espèce (nombre de poissons à avoir consommé un aliment particulier comme
pourcentage de tous les poissons de cette espèce échantillonnés) peuvent être comparées à l'aide d'une analyse de variance
(voir chapitre 2). En analysant les contenus stomacaux, on peut repérer les espèces de poissons qui sont les plus sensibles à
l'impact des pesticides à travers la chaîne alimentaire comme, par exemple, les poissons piscivores et ceux qui se nourrissent
sur les fonds aquatiques. On peut en outre déterminer les effets indirects des pesticides sur les poissons, tels que l'élimination
ou la diminution de divers aliments, comme les invertébrés. Des modifications d'alimentation et des périodes de famine,
remarquées à partir des contenus stomacaux, peuvent indiquer ces effets.
L'analyse de résidus de pesticides peut se faire à partir de tissus de poisson de la même façon qu'avec les autres tissus animaux.
Se reporter au chapitre 6 sur les techniques d'échantillonnage de tissus pour l'analyse de résidus.
RÉFÉRENCES
ANTWI, L.A.K. (1987) Fish head acetylcholinesterase activity after aerial application of temephos in two rivers in Burkina
Faso,West Africa. Bulletin of Environmental Contamination and Toxicology, 38: 461-466.
BAGENAL,T.B. (ed.) (1978) Methods for Assessment of Fish Production in FreshWaters.Third edition. IBP Handbook, No. 3. Oxford:
Blackwell Science.
BAZIGOS,G. (1974) The design of fisheries statistical surveys-inland waters. FAO Fisheries Technical Paper, No. 133. Rome: Food
and Agriculture Organization of the United Nations.
BURDICK, G.E., HARRIS, E.J., DEAN, H.J., COLBYTM., SKEA, J. and COLBY D. (1964) The accumulation of DDT in the lake
trout and the effect on the reproduction. Transactions of the American Fisheries Society, 93: 127-136.
COWX, I.G. (ed.) (1991) Catch Effort Sampling Strategies: Their Application in Freshwater Fisheries Management. Oxford: Fishing
News Books/Blackwell Science.
COWX, I.G. and LAMARQUE, P (1990) Fishing with Electricity: Applications in Freshwater Fisheries Management. Oxford: Fishing
News Books/Blackwell Science.
GULLAND, J.A. (1983) Fish Stock Assessment:A Manual of Basic Methods. FAO/Wiley Series on Food and Agriculture.Volume 1. New
York: JohnWiley.
HILBORN, R. and WALTERS, C.J. (1992) Quantitative Fisheries Stock Assessment: Choice, Dynamics and Uncertainty.
NewYork: Chapman and Hall.
HURST, P., HAY A. and DUDLEY N. (1991) The Pesticide Handbook. London: Journeyman Press.
METCALF,R.L. (1981) Insect control technology. pp. 413-485. In:Encyclopedia of ChemicalTechnology.Volume 13.NewYork:Wiley-
Interscience.
MUIRHEAD-THOMSON, R.C. (1971) Pesticides and Freshwater Fauna. London:Academic Press.
NIEMI,W.D. andWEBB, G.D. (1980) DDT and sodium transport in the eel electroplaque. Pesticide Biochemistry and Physiology,
14: 170-177.
212 B . M cC a r t o n
NIKOLSKY, G.V (1963) The Ecology of Fishes. London:Academic Press.
PERROW,M.R., COTE, I.M. and EVANS, M. (1996) Fish. pp. 178-204. In: Ecological Census Techniques:A Handbook. Sutherland,W. J.
(ed.). Cambridge: Cambridge University Press.
PITCHER,T.J. and HART PJ.B. (1982) Fisheries Ecology. London: Croom Helm.
STEEL, R.G.D. and TORRIE, J.H. (1980) Principles and Procedures of Statistics - A Biometrical Approach. Second edition.
Tokyo: McGraw-Hill Kogakusha.
SOKAL, R.R. and ROHLF, F.J. (1969) Biometry: The Principles and Practice of Statistics in Biological Research. San Francisco:W. H.
Freeman.
SUKLA, L. and PANDEY,A.K. (1985) Effects of two commonly used insecticides on the ovarian histophysiology in the Teleost
Sarotherodon mossambicus. Pesticides (Bombay),19: 45-48.
POUR EN SAVOIR PLUS
DOUTHWAITE, R.J. and TINGLE, C.C.D. (eds) (1994) DDT in the Tropics: The Impact onWildlife in Zimbabwe of Ground-spraying
for Tsetse Fly Control. Chatham, UK: Natural Resources Institute.
HILSENHOFF,W. (1966) Effects of diquat on aquatic insects and related animals. Journal of Economic Entomology, 59: 1520-1521.
LAWS, E.A. (1993) Aquatic Pollution: An Introductory Text. Second edition. NewYork: JohnWiley.
MUIRHEAD-THOMSON, R.C. (1987) Pesticide Impact on Stream Fauna with Special Reference to Macroinvertebrates. New York:
Cambridge University Press.
ROBBINS, R. (1991) Poisoned Harvest: A Consumer’s Guide to Pesticide Use and Abuse. London:Victor Gollancz Ltd.
AMPHIBIENS ET REPTILES 11
Michael R. K. Lambert1
Natural Resources Institute, University of Greenwich at Medway, Central Avenue,
Chatham Maritime, Kent ME4 4TB, R-U.
INTRODUCTION
Les amphibiens et les reptiles sont particulièrement abondants dans les régions tropicales, sub-tropicales et tempérées chaudes.
Ce sont des vertébrés à sang froid ou ectothermes, dont la température corporelle dépend de la température extérieure.
Les amphibiens se rencontrent dans les zones humides, au bord des mares et des cours d’eau. Leur cycle biologique comprend
un stade aquatique et un stade terrestre. Les adultes se reproduisent dans l’eau lors de la saison des pluies, les œufs se
transforment en larves aquatiques (têtards), se nourrissant d’abord d’algues, puis de charognes. Certaines espèces (ex: le
crapaud à griffes ou dactylère du cap Xenopus laevis) ont un mode de vie essentiellement aquatique. D’autres sont inactives en
saison sèche. Les invertébrés sont les proies principales des amphibiens. Les amphibiens sont particulièrement abondants dans
les forêts pluviales tropicales.
Certains reptiles, comme les crocodiliens, chéloniens d’eau douce (tortues) et certaines espèces de serpents et de varans,
dépendent des habitats humides et de l’eau dans les régions tropicales et sub-tropicales.Tous ces animaux sont des prédateurs,
se nourrissant principalement de poissons et parfois de charognes. Les chéloniens d’eau douce se nourrissent également
d’invertébrés comme les crustacés.
La plupart des espèces de reptiles sont terrestres et elles sont abondantes dans de nombreux habitats. Les geckos et certaines
espèces de scinques et de margouillats vivent dans les rochers et les arbres, d’autres vivent sur le sol.Alors que la plupart des
espèces de lézards se nourrissent d’invertébrés, le régime alimentaire des varans, par exemple, comprend de nombreux types
de proies et inclut les charognes (c’est également le cas des crocodiliens). Les lézards, anoures (grenouilles et crapauds) et
autres petits vertébrés constituent les proies des serpents, ces proies et leurs prédateurs se retrouvent dans les régions sèches
et sableuses, dans la savane boisée, ainsi que dans les habitats humides et les forêts pluviales tropicales. Capables de supporter
les conditions arides, les lézards sont actifs pendant les périodes sèches de l’année. Les tortues terrestres sont principalement
herbivores, et trouvent refuge dans la végétation.
Les amphibiens et les reptiles insectivores comme les lézards sont un maillon intermédiaire important dans la chaîne
alimentaire, entre les invertébrés et les vertébrés plus évolués. Ils constituent une source de nourriture pour ces vertébrés
situés à un niveau trophique plus élevé et introduisent ainsi, dans la chaîne alimentaire, les résidus de produits chimiques,
particulièrement les résidus organochlorés absorbés avec les proies contaminées. Ces produits chimiques se retrouvent par
bioconcentration dans l’environnement et parfois dans le corps humain. Les pesticides solubles dans les corps gras tendent à
être séquestrés dans les tissus adipeux des reptiles. Ce sont des ectothermes, ils dépendent de la température extérieure pour
métaboliser les résidus de pesticides. Leur faible capacité de métabolisation conduit donc à une accumulation des résidus dans
les tissus. La peau des amphibiens perméable et les branchies des larves, hautement vascularisées, sont exposées à la
pénétration des contaminants. Contrairement aux oiseaux et à certains insectes épigés, la capacité de recolonisation des
amphibiens et des reptiles est faible. Ils s’adaptent également difficilement aux modifications rapides des habitats. Ces
caractéristiques en font donc de bons indicateurs de la qualité des habitats terrestres. Les charges de résidus sont des
biomarqueurs du niveau de contaminants entrant dans la chaîne alimentaire et donc dans l’environnement en général.
1Adresse: Michael R.K. Lambert est décédé le 18 juillet 2004. Veuillez contacter l’un des rédacteurs.
214 M . L amb e r t
Les amphibiens et les reptiles absorbent les pesticides de nombreuses manières.
• Par inhalation: près des zones contaminées, les pesticides sont inhalés dans les poumons, particulièrement chez les reptiles.
• Par contact: suite à un traitement, les pesticides sont absorbés par les branchies des larves et la peau perméable des
amphibiens. Les reptiles ont une peau écailleuse et ne passent pas par un stade larvaire aquatique, ils sont donc moins
exposés.
• Par ingestion: les amphibiens et les reptiles insectivores absorbent les pesticides par ingestion d’invertébrés contaminés,
soit par les particules de pesticide adhérant à leur cuticule, soit, pour les espèces situées plus haut dans la chaîne
alimentaire, par les proies dont les tissus adipeux stockent les résidus.
Lors des campagnes de lutte contre les ravageurs, les amphibiens et les reptiles, organismes non cibles, entrent en contact direct
avec les pesticides dans les habitats soumis à la pulvérisation ou dans les zones exposées à la dérive de pulvérisation. Les
amphibiens vivant dans les cours d’eau ouverts sont exposés aux pesticides par le ruissellement venant des terres agricoles
adjacentes.
Ce chapitre décrit les techniques de suivi des populations d’amphibiens et de reptiles en fonction des espèces et des habitats.
Ces techniques sont utilisées lors des études d’impacts des pesticides.
OBJECTIFS
Le suivi des populations d’amphibiens et de reptiles répond à trois objectifs principaux:
• Estimer les effets directs de l’application de pesticides et du ruissellement sur les espèces et la diversité de la faune
herpétologique à partir de l’observation des animaux vivants et de la collecte des spécimens tués par les pesticides (voir
chapitre 6 sur l’analyse des résidus en laboratoire). Des espèces sont identifiées et sélectionnées comme bioindicateurs.
• Estimer les effets indirects de l’application de pesticide sur un ensemble d’espèces d’amphibiens et de reptiles en observant
les effets sur les invertébrés qui sont leurs proies principales et, dans le cas des herbicides, sur la végétation servant de
refuge à ces proies. Est également étudié l’empoisonnement par ingestion de proies contaminées (prélèvement de
spécimens pour l’analyse des résidus en laboratoire).
• Prélever et conserver des spécimens sur le terrain (spécimens témoins) en vue de leur identification lors des études
portant sur la biodiversité. Sont également effectuées, en laboratoire, des analyses du contenu du tube digestif et des
résidus (organochlorés) sur des spécimens conservés et des analyses de cholinestérase sur des spécimens vivants
(principalement pesticides organophosphorés).
La méthode utilisée pour le suivi des impacts des pesticides sur les populations d’amphibiens et de reptiles dépend du type et
de la formulation du produit en question, de sa méthode d’application, de l’habitat touché et des espèces impliquées. La
méthode diffère également si l’étude envisage l’impact sur la diversité de la faune herpétologique (plusieurs espèces) ou sur
des bioindicateurs (une ou deux espèces). Il est nécessaire d’estimer les modifications des populations dues à l’exposition:
estimation de la diversité en espèces (richesse et composition – fréquence en pourcentage), de la population (nombre absolu
d’individus dans une zone), de l’abondance relative (comparaison des densités relatives) ou mesure de la densité (nombre
d’individus par unité de surface).
L’activité et les populations des amphibiens et des reptiles varient en fonction de la saison. La reproduction de certains
amphibiens dépend de la saison des pluies et la plupart des espèces sont inactives lors des périodes froides ou sèches.Certaines
espèces de reptiles peuvent être actives toute l’année ou moins actives lors des périodes plus froides ou plus sèches: leur
reproduction ne se produit qu’à des périodes spécifiques de l’année. Les effets d’un pesticide peuvent être comparés avant et
après le traitement et comparés en fonction de la durée écoulée depuis le traitement, dans la zone traitée et la zone non traitée.
Amphibiens et reptiles 215
La collecte d’échantillons est une tâche nécessaire pour les raisons suivantes:
• Obtention de spécimens témoins pour les études de biodiversité. Les spécimens sont conservés pour leur identification
ultérieure.
• Analyse des résidus organochlorés en laboratoire: les spécimens sont congelés ou conservés dans le formol (voir chapitre
6). Les niveaux de résidus sont exprimés en parts par million ou en mg/kg-1 (µg/g-1) de poids corporel sec ou frais ou en
lipides totaux. Le poids frais est la norme, c’est une indication utile pour estimer le niveau de résidus pénétrant dans la
chaîne alimentaire, puisque les prédateurs ingèrent les proies fraîches. Le poids sec permet d’effectuer des comparaisons
de niveaux avec d’autres matières (ex: sol et litière de feuilles), il reflète en général les niveaux dans l’atmosphère et
l’environnement. Les niveaux de lipides permettent de déterminer les effets sur les transformations physiologiques des
amphibiens et des reptiles.
• En présence de pesticides organophosphorés, les amphibiens et les reptiles vivants (particulièrement les lézards) sont
ramenés au laboratoire et gardés dans des cages pour des mesures de cholinestérase.
• Pour les animaux présentant des signes d’empoisonnement aigu dont la cause reste inconnue, les spécimens collectés sont
tués rapidement pour pratiquer une biopsie et une analyse de résidus.
DISPOSITIF EXPÉRIMENTAL
Les techniques de mesure des différences de population utilisées dans les études écologiques appliquées nécessitent d’être
normalisées. Les travaux de Heyer et al. (1994) fournissent une description des différentes méthodes normalisées de suivi des
populations d’amphibiens et de certains reptiles. Différentes techniques d’échantillonnage peuvent produire des résultats très
différents. Les estimations de taille et de densité de population sont limitées par les différences d’activité et de comportement
des espèces. Les problèmes proviennent des limites des techniques de recensement et de réplication des sites (voir chapitre
2).
Types de pesticides
Les pesticides organochlorés
Les pesticides organochlorés ont des effets chroniques et aigus sur les amphibiens, particulièrement la dieldrine, ses métabolites
et les isomères du HCB. Les résidus s’accumulent. Il convient de mesurer les niveaux au laboratoire sur des spécimens
d’amphibiens et de reptiles prélevés dans la zone traitée et dans celle non traitée. Les pesticides organochlorés peuvent avoir
des effets indirects sur les lézards par le biais de la contamination et de la réduction des populations d’invertébrés.
Les pesticides organophosphorés
Les pesticides organophosphorés, en particulier le parathion, ont des effets aigus sur certains amphibiens. Le chlorpyrifos utilisé
pour lutter contre les acridiens cause la mort des lézards. La mesure des niveaux de résidus chez les amphibiens et les reptiles
prélevés dans la zone traitée et celle non traitée permet de déterminer la cause de la mort. Il est également possible d’analyser
les niveaux d’acétylcholinestérase pour mettre en évidence l’impact d’un pesticide. Ces deux méthodes sont coûteuses et
l’interprétation des données est difficile. L’analyse de l’acétylcholinestérase est une méthode de spécialiste, elle nécessite de
l’azote liquide et des jeux de tests coûteux qui ne sont pas immédiatement disponibles. Les pesticides organophosphorés ont
des effets indirects sur les lézards par le biais de la contamination et de la réduction des populations d’invertébrés.
Les carbamates
Les carbamates (ex: bendiocarb) touchent les lézards directement et probablement indirectement, par le biais de la réduction
des populations d’invertébrés.
Les pyréthrinoïdes
Les pyréthrinoïdes ne sont pas très rémanents dans l’environnement mais ils ont des effets aigus sur certains amphibiens,
particulièrement à l’état de larve. Ils peuvent aussi avoir des effets indirects sur les lézards, par le biais de la réduction des
populations d’invertébrés.
216 M . L amb e r t
Les inhibiteurs de croissance (IGR) et les produits biologiques
Les inhibiteurs de croissance (IGR) et les produits biologiques ont peu ou pas d’effets directs sur les amphibiens et les reptiles.
Des effets indirects par le biais des impacts sur les proies ont été constatés.
Les herbicides
Les herbicides ont peu d’effets connus, mais le paraquat a été rapporté comme irritant les yeux des tortues terrestres. Ils
peuvent avoir des effets indirects sur les espèces par le biais de la destruction de la végétation où se réfugient les invertébrés
(proies).
Lieu d’utilisation
• Les écosystèmes agricoles: peu d’espèces d’amphibiens et de reptiles vivent dans les zones hautement cultivées et leur
diversité est faible. Les grenouilles et leurs têtards se retrouvent dans les canaux d’irrigation et peuvent dont être touchés
par le ruissellement dans les rizières.
• Zones boisées/forêts: la diversité en amphibiens et en reptiles doit être déterminée, car ces animaux sont touchés par les
pesticides. Il convient d’étudier également les nombreuses espèces fouisseuses ou arboricoles vivant dans la savane boisée,
ainsi que les amphibiens particulièrement nombreux dans les forêts pluviales tropicales.
• Pâturages/savane: la diversité en amphibiens et en reptiles doit être déterminée comme dans les zones boisées/forêts. Il
convient de déterminer également les nombreuses espèces de surface qui s’abritent dans des terriers, particulièrement les
lézards, les serpents et les tortues terrestres, ainsi que certaines espèces de crapauds dans leur cycle terrestre.
Méthode d’application
• Pulvérisateur à dos ou tracteur: ces méthodes d’application touchent la faune vivant dans les arbres et les buissons, à la
surface du sol et dans le sol.
• Pulvérisation en ultra bas volume: elle touche la faune vivant sur les buissons et la surface du sol. En cas de pulvérisation
aérienne, les amphibiens vivant dans la canopée, ainsi que les amphibiens et les reptiles arboricoles sont particulièrement
touchés.
• Brumisation: les amphibiens arboricoles et ceux vivant dans la canopée sont touchés, ainsi que les reptiles arboricoles.
• Pulvérisation aérienne: la faune est touchée, comme dans le cas de la pulvérisation en ultra bas volume et de la brumisation.
• Granulés/enrobage de semences: ces traitements peuvent toucher les amphibiens et les reptiles fouisseurs.
Toutes ces méthodes peuvent avoir des conséquences indirectes par le biais de la contamination et de la disparition des
populations d’invertébrés (proies).
Mesure des résidus de pesticides chez les amphibiens et les reptiles
Les niveaux de résidus chez les amphibiens et les reptiles sont en général exprimés en mg kg-1 ou µg g-1 (parts par million).
Poids frais
Les niveaux de résidus sont donnés en fonction du poids frais. Cette mesure chez les amphibiens et les reptiles permet d’établir
des comparaisons avec d’autres organismes, car ces animaux sont les proies d’organismes situés plus haut dans la chaîne
alimentaire. Les niveaux de résidus chez les amphibiens et les reptiles, calculés en fonction du poids corporel total frais, donnent
des informations sur les niveaux de pesticide entrant dans la chaîne alimentaire quand ils sont consommés par leurs prédateurs.
Les amphibiens et les reptiles consomment à leur tour des invertébrés pouvant être contaminés, ils contaminent alors leurs
prédateurs. Les niveaux de résidus sur le poids frais permettent de comparer les niveaux chez les amphibiens avec ceux relevés
dans l’environnement aquatique.
Amphibiens et reptiles 217
Poids sec
Pour pouvoir établir une comparaison avec les niveaux de résidus dans le sol et la litière de feuilles qui sont donnés en poids
sec, les niveaux chez les amphibiens et les lézards sont également exprimés en fonction du poids sec corporel total. Les niveaux
de résidus chez les animaux peuvent ainsi être rapprochés des niveaux de référence dans les matières constituant leurs habitats,
qui sont également les niveaux dans l’environnement global. Des niveaux élevés chez les amphibiens peuvent s’expliquer par
l’ingestion de proies contaminées.
Lipides
Les niveaux de résidus exprimés en fonction des tissus adipeux fournissent des informations sur les effets des pesticides sur la
physiologie des organismes. Les résidus sont séquestrés dans les tissus adipeux et leurs niveaux sont inversement corrélés au
pourcentage de graisse: des niveaux élevés de résidus (exprimés en mg kg-1 lipides) correspondent à de faibles pourcentages
de graisse et inversément. Les tissus adipeux sont utilisés par l’organisme lors des périodes de l’année où la nourriture se fait
rare, en conséquence, les niveaux de résidus augmentent et peuvent causer des modifications chroniques d’ordre physiologique
ou comportemental, voire même entraîner la mort si le niveau létal est atteint.
Modification des populations
La pulvérisation de pesticides peut réduire les populations ou même entraîner la disparition complète des amphibiens et des
reptiles pendant un certain temps. Ce facteur est important lors des études de biodiversité. La pulvérisation génère parfois une
distribution erratique, dont le suivi est compliqué (Swingland et Shorrochers, 1990). Le suivi des populations concerne l’étendue
du déclin ou le taux de récupération. À l’arrêt de la pulvérisation dans une zone, l’étude révèle des populations en début de
récupération ou en phase d’immigration à partir des zones adjacentes non traitées.
Modification de la distribution
Les reptiles peuvent éviter les zones présentant des niveaux élevés de contamination en pesticides. Les espèces vivant dans la
canopée des forêts, telles que les grenouilles arboricoles et certaines espèces de serpents et de lézards, sont particulièrement
sensibles à la pulvérisation aérienne. La technique d’application des pesticides modifie la hauteur à laquelle se postent les
amphibiens et les reptiles en savane boisée.
Pourcentage d’habitat occupé
Les amphibiens et les reptiles sont parfois tributaires d’habitats tels que les arbres ou les rochers. Consigner la proportion de
ces habitats occupés est une technique de suivi normalisée qui ne dépend pas de la densité.
Stade de développement, maturité/âge et sexe
La contamination par les pesticides perturbe la croissance et le développement des amphibiens: il en résulte des individus
anormaux et les larves ne peuvent plus se métamorphoser en juvéniles. La mesure de l’âge et du stade de maturité des
amphibiens adultes, et si possible du sexe (présence de callosités nuptiales chez les anoures mâles), particulièrement chez les
bioindicateurs, permet de révéler une modification des proportions après la pulvérisation. L’empoisonnement dû à l’ingestion
de résidus de pesticides réduit la longévité et modifie la pyramide des âges chez les amphibiens et les reptiles, c’est ainsi le cas
chez les lézards qui passent par trois stades de développement (juvéniles pendant la première année, immatures ou sub-adultes
pendant la deuxième et adultes pendant la troisième). Il est crucial, pour les bioindicateurs sélectionnés, de déterminer le sexe
des lézards adultes (les mâles ont une livrée souvent plus colorée que celle des femelles).
218 M . L amb e r t
INVENTAIRE, SUIVI ETTECHNIQUES D’ÉCHANTILLONNAGE
La richesse en espèces permet d’estimer la biodiversité. Les amphibiens et les reptiles sont observés ou prélevés lors des
recherches. Il existe plusieurs méthodes éprouvées pour le suivi des populations d’amphibiens et de reptiles sur le terrain. Les
amphibiens dépendent cependant beaucoup plus des points d’eau et des habitats humides que les reptiles, sauf les crocodiles,
les tortues et certaines espèces de varans et de serpents. La plupart des espèces de lézards occupent des habitats arides ou
semi-arides où les amphibiens sont absents ou inactifs, sauf lors de la saison des pluies.
Les techniques exposées dans ce qui suit sont, soit applicables aux amphibiens comme aux reptiles, soit applicables à un seul
de ces deux groupes (Tableau 11.1).Dans les fiches méthodologiques, les techniques spécifiques aux amphibiens sont clairement
séparées de celles concernant les reptiles (surtout les lézards).
Tableau 11.1 Techniques d’échantillonnage
Méthode Faune Habitat
herpétologique Terrestre Aquatique
Inventaire           
Observations          
visuelles
Échantillonnage par          
bloc
Échantillonnage par        
mosaïque d’habitats
Observation des       
sites de
reproduction
Analyse quantitative     
Inventaire complet des espèces
Le but d’un inventaire complet des espèces est d’enregistrer toutes les espèces présentes dans un habitat. Cet inventaire
constitue donc une étude de référence avant la pulvérisation de pesticides dans une zone; il fournit des informations sur la
richesse en espèces. L’inventaire comporte deux parties: les détections visuelles et l’étude des microhabitats (voir aussi les
chapitres sur les quadrats et les transects). Dresser un inventaire exige beaucoup de temps et n’est pas l’objectif de base d’une
étude d’impact d’un pesticide.
Détection visuelle
La détection visuelle est la méthode d’enquête la plus simple, elle permet de déterminer la diversité de la faune herpétologique
en fonction du nombre et de la fréquence des applications de pesticides dans une zone. Elle permet également de comparer la
diversité de la faune avant et après le traitement ou dans la zone traitée et la zone non traitée. Le nombre d’individus observés
par unité de temps donne une mesure de la densité relative, l’observation dure en général 1 h, en fonction du nombre
d’observateurs (la fréquence des détections est exprimée en nombre par homme-heure). Cette méthode nécessite cependant
plusieurs recensements répétés pour pouvoir établir des comparaisons statistiquement valides. Lors de la détection visuelle et
selon l’écologie des espèces concernées, un observateur (au moins) note le nombre et les espèces d’amphibiens ou de reptiles
qu’il rencontre en parcourant à pied une zone ou un habitat pendant une période de temps donnée. Le ou les trajets suivis par
le ou les observateurs sont, soit des lignes aléatoires, droites ou en zigzag, soit des parcours tracés dans un quadrat. Cette
technique permet de dresser une liste de la faune et de la fréquence des détections dans un assemblage faunique (pour la
composition en espèces) et d’estimer l’abondance relative (nombre par homme-heure), qui est un moyen d’expression de la
densité relative. La densité réelle ne peut être déterminée, car seule une partie des espèces est observée, certaines sont
fouisseuses et donc cachées (ces espèces sont comptées lors des recherches sur les microhabitats).
Reptile
Amph larves
Amph adultes
Zones
boisées
Forêt
Savane
Ecosyst agri
Zones
boisées
Forêt
Savane
Ecosyst agri
Amphibiens et reptiles 219
La plupart des recensements de ce type sur les amphibiens sont menés de nuit, à l’aide d’un projecteur à large faisceau, car les
yeux de la plupart de ces animaux reflètent la lumière (ex: grenouilles arboricoles dans les forêts pour les habitats terrestres
ou sur les berges des cours d’eau). Les conditions météorologiques (température de l’air, couverture nuageuse, pluviométrie,
etc.) doivent être enregistrées avant et après les recensements. Les recensements concernant les espèces diurnes de lézards,
telles que les lacertidés, les scinques et les margouillats dans les habitats terrestres, sont conduits de jour. Les recensements
concernant les espèces nocturnes (geckos et animaux dont les yeux reflètent la lumière, ex: tortues et crocodiles dans les
grandes masses d’eau) se déroulent la nuit, à l’aide d’un projecteur à large faisceau. Les conditions météorologiques
(température de l’air, couverture nuageuse, pluviométrie, etc.) doivent être enregistrées avant et après les recensements.
Limites Seule une proportion des individus des espèces observées en terrain découvert, de ceux au repos et de ceux non
dissimulés par la végétation sont enregistrés lors de ces recensements. Leur activité varie en fonction de l’heure de la journée,
de la température et d’autres conditions météorologiques saisonnières. Il est nécessaire d’effectuer des recensements répétés
pour effectuer des comparaisons.
Données obtenues Abondance relative (composition en espèces en pourcentage), fréquence des détections (nombre par
homme-heure) représentant la densité relative. Richesse en espèces et diversité dans un assemblage faunique.
Faune échantillonnée Adultes actifs chez la plupart des anoures (et des lézards).
Période d’échantillonnage Le jour et/ou la nuit, selon les espèces, le groupe d’espèces ou l’activité et le comportement du groupe.
Matériel Montres ou chronomètres, compteurs manuels, projecteur à large faisceau (de nuit), thermomètre ou psychromètre
fronde (voir chapitre 5) à importer. Les sacs en plastique peuvent être achetés localement. Récipients en aluminium avec
bouchon à vis (à importer) ou récipient en verre (bocaux à confiture achetés localement) pour la solution de conservation (le
formol à 45 % à diluer à 8-10% peut être acheté à l’hôpital local).
Personnel requis 2 observateurs minimum. L’augmentation de la durée du recensement (en homme-heure) accroît le nombre
d’animaux observés pendant une période de temps donné (ex: 1 homme-heure pour moins de 10 espèces, 5 hommes-heures
pour plus de 10, avec plusieurs observateurs).
Échantillonnage par blocs de quadrats
Cette méthode permet de déterminer les espèces présentes (richesse et composition), ainsi que leurs abondances relatives et
leurs densités par unité de surface, dans une zone où un pesticide a été pulvérisé au niveau du sol. Cette méthode est
particulièrement adaptée aux zones boisées possédant une litière épaisse et une couche de végétation masquant les espèces
et où la méthode par détection visuelle ne peut s’appliquer à certaines espèces d’amphibiens et de reptiles fouisseurs. Cette
méthode, par la recherche minutieuse des amphibiens et/ou des reptiles dans un ensemble de blocs de quadrats choisis de
manière aléatoire dans des habitats appariés, permet de déterminer les espèces présentes, leur composition et leur densité par
unité de surface (ex: nombre d’individus par hectare). Un côté de l’habitat est balisé et l’emplacement des carrés (distance à
partir du côté balisé) est choisi à l’aide d’une table de nombres aléatoires. La densité approximative des animaux est estimée
avant de commencer le recensement et la taille des carrés dépend du type et de la quantité de végétation présente. En fonction
du type d’habitat, les recensements sur les microhabitats en zones boisées imposent de retourner les pierres, de ratisser les
litières de feuilles, de sonder les trous et les crevasses à l’aide de bâtons, de fendre de vieilles souches pourrissantes, de retirer
les épiphytes, etc. Le temps mis pour effectuer les recherches doit toujours être consigné: la zone couverte dépend du nombre
d’animaux enregistré en fonction du couvert végétal (qualité et quantité). L’examen cesse quand il n’y a plus d’espèces nouvelles
à consigner. Il est également possible d’établir une durée limite en hommes-heures, selon le nombre d’espèces et d’individus
trouvés, le nombre d’observateurs et le type d’habitat (1 homme-heure avec peu d’individus ou d’espèces, 5 hommes-heures
avec 10 espèces ou plus, avec plusieurs observateurs).
220 M . L amb e r t
Limites Principalement en zones boisées ou en habitats similaires abritant des amphibiens inactifs et/ou des reptiles fouisseurs.
Données obtenues Abondance relative (composition en espèces exprimée en pourcentage), fréquence des détections (nombre
par homme-heure) représentant la densité relative lors des recensements à durée limitée sur microhabitats. Richesse en
espèces et diversité dans un assemblage faunique.
Faune échantillonnée Espèces actives et inactives, animaux fouisseurs ou individus cherchant refuge dans la végétation.
Période d’échantillonnage Le jour et/ou la nuit, dans la mesure où sont consignées l’heure exacte de début des recherches, la
température de l’air et les conditions météorologiques. Les recherches sont plus faciles à la lumière du jour, avec une bonne
visibilité.
Matériel Montre ou chronomètre, boussole, compteur manuel, thermomètre ou psychromètre fronde et altimètre à importer.
Machettes, râteaux de jardiniers et sacs en plastique pouvant être achetés localement. Récipients en aluminium avec bouchon
à vis (à importer) ou récipients en verre (bocaux à confiture achetés localement) pour la solution de conservation (le formol
à 45 % à diluer à 8-10 % peut être acheté à l’hôpital local).
Personnel requis 2 observateurs minimum. L’augmentation de la durée de recensement (en homme-heure) accroît le nombre
d’animaux observés pendant une période de temps donné (ex: 1 homme-heure pour moins de 10 espèces, 5 hommes-heures
pour plus de 10, avec plusieurs observateurs).
Échantillonnage par blocs de transects
La méthode des transects est une alternative à la méthode des quadrats. Elle utilise une procédure similaire de recherche sur
microhabitats. En fonction du type d’habitat rencontré, cette méthode peut nécessiter de retourner les pierres, de ratisser les
litières de feuilles, de sonder les trous et les crevasses à l’aide de bâtons, de fendre de vieilles souches pourrissantes, de retirer
les épiphytes, etc. Le temps mis pour effectuer les recherches doit toujours être consigné: la zone couverte dépend du nombre
d’animaux enregistré en fonction du couvert végétal. Comme pour les quadrats, l’examen cesse quand il n’y a plus d’espèces
nouvelles à consigner. Il est également possible d’établir une durée limite en hommes-heures, selon le nombre d’espèces et
d’individus trouvés, le nombre d’observateurs et le type d’habitat. Les transects sont tracés sous forme de bandes, ils
permettent de déterminer les clines de population d’amphibiens ou de reptiles sur des habitats présentant un gradient
(modification naturelle ou concentrations de pesticide). Les blocs sont positionnés sur le transect à l’aide d’une table de
nombres aléatoires, puis soumis à une recherche intensive. Cette méthode permet de déterminer les espèces présentes, leur
composition et leur densité par unité de surface (ex: nombre d’individus par hectare) le long du transect. La densité ainsi
obtenue (détection visuelle sur les transects) est une densité relative, car nombres d’animaux sont dans leurs terriers et sont
inactifs, donc non comptés. La marche le long des transects est également limitée dans le temps, ce qui permet d’obtenir
l’abondance relative en fréquence des détections (nombre d’individus par homme-heure). Cette donnée permet de vérifier la
corrélation statistique avec la densité par unité de surface.
Limites Principalement en zones boisées ou en habitats similaires abritant des amphibiens inactifs et/ou des reptiles fouisseurs.
Données obtenues Abondance relative (composition en espèces exprimée en pourcentage), fréquence des détections (nombre
par homme-heure) représentant la densité relative lors des recensements à durée limitée sur microhabitats. Richesse en
espèces et diversité dans un assemblage faunique.
Faune échantillonnée Espèces actives et inactives, animaux fouisseurs ou individus cherchant refuge dans la végétation.
Période d’échantillonnage Le jour et/ou la nuit, dans la mesure où sont consignées l’heure exacte de début des recherches, la
température de l’air et les conditions météorologiques. Les recherches sont plus faciles à la lumière du jour, avec une bonne
visibilité.
Matériel Montre ou chronomètre, boussole, compteur manuel, thermomètre ou psychromètre fronde et altimètre à importer.
Machettes, râteaux de jardiniers et sacs en plastique pouvant être achetés localement. Sacs en tissu à confectionner localement.
Récipients en aluminium avec bouchon à vis (à importer) ou récipients en verre (bocaux à confiture achetés localement) pour
la solution de conservation (le formol à 45 % à diluer à 8-10 % peut être acheté à l’hôpital local)
Personnel requis 2 observateurs minimum. L’augmentation de la durée des recensements (en homme-heure) accroît le nombre
d’animaux observés pendant une période de temps donné (ex: 1 homme-heure pour moins de 10 espèces, 5 hommes-heures
pour plus de 10, avec plusieurs observateurs).
Amphibiens et reptiles 221
Échantillonnage par mosaïque d’habitats
De fortes densités d’amphibiens et de certaines espèces de reptiles sont souvent associées à des microhabitats spécifiques
(mosaïques) sur une zone. Les microhabitats sont sélectionnés au hasard dans une zone où un pesticide a été largement
pulvérisé, puis comparés à ceux dans une zone similaire non traitée (ou moins traitée). Une ligne droite est tracée dans la zone
à étudier et les microhabitats sont sélectionnés perpendiculairement à des points sur cette ligne, espacés à l’aide d’une table
de nombres aléatoires. Les microhabitats sont examinés et leurs matériaux constitutifs enlevés (ex: retourner les rochers,
séparer les billes de bois, couper les buissons) pour consigner le nombre d’espèces, en s’assurant de bien inclure tous les
animaux associés au microhabitat donné. Cette méthode permet de déterminer le nombre, l’abondance relative et la densité
en espèces dans toute la zone.
Limites Principalement en zones boisées ou en habitats similaires abritant des amphibiens inactifs et/ou des reptiles fouisseurs.
Données obtenues Abondance relative (composition en espèces exprimée en pourcentage), fréquence des détections (nombre
par homme-heure) représentant la densité relative lors des recensements à durée limitée dans les microhabitats. Richesse en
espèces et diversité dans un assemblage faunique.
Faune échantillonnée Espèces actives et inactives, animaux fouisseurs ou individus cherchant refuge dans une végétation
spécifique ou un type précis de couvert végétal.
Période d’échantillonnage Le jour et/ou la nuit, dans la mesure où sont consignées l’heure exacte de début des recherches, la
température de l’air et les conditions météorologiques. Les recherches sont plus faciles à la lumière du jour, avec une bonne
visibilité.
Matériel Montre ou chronomètre, boussole, compteur manuel, thermomètre ou psychromètre fronde et altimètre à importer.
Machettes, râteaux de jardiniers et sacs en plastique pouvant être achetés localement. Récipients en aluminium avec bouchon
à vis (à importer) ou récipients en verre (bocaux à confiture achetés localement) pour la solution de conservation (le formol
à 45 % à diluer à 8-10 % peut être acheté à l’hôpital local).
Personnel requis 2 observateurs minimum. L’augmentation de la durée du recensement (en homme-heure) accroît le nombre
d’animaux observés pendant une période de temps donné (ex: 1 homme-heure pour moins de 10 espèces, 5 hommes-heures
pour plus de 10, avec plusieurs observateurs).
Échantillonnage quantitatif de larves d’amphibiens (et de reptiles aquatiques)
Les méthodes d’échantillonnage utilisées pour le dénombrement des larves d’amphibiens dans les mares, les lacs et les cours
d’eau à faible courant sont les suivantes: pêche à la senne, pêche à l’épuisette et piégeage dans un volume d’eau connu. Les
avantages du piégeage à l’aide d’un entonnoir par rapport à l’utilisation d’un filet et des observations à la torche ont été étudiés
par Griffiths (1985). Le nombre d’amphibiens à l’état larvaire et/ou adulte est consigné en fonction de la taille de la mare (dans
le cas de la pêche à la senne), du nombre de passages à l’épuisette, du nombre de pièges ou des volumes d’eau échantillonnés.
Tous les microhabitats d’une mare sont échantillonnés à l’aide d’un filet: surface de l’eau, sous les herbes aquatiques, berges,
surface de la boue sur le lit.
Ces méthodes permettent d’obtenir la richesse en espèces de larves d’amphibiens, la densité et la taille des populations
d’amphibiens, en fonction du pesticide présent par ruissellement en provenance des terres environnantes.
Limites Applicable principalement dans les eaux superficielles stagnantes (mares, lacs ou cours d’eau à faible courant); compte
principalement les têtards.
Données obtenues Abondance relative (composition en espèces exprimée en pourcentage), densités de têtards en fonction de
la taille de la mare ou du volume d’eau, fréquence (nombre d’individus par piège sur une période donnée, ex: 24 h) représentant
la densité relative. Richesse en espèces et diversité dans un assemblage faunique.
Faune échantillonnéeTêtards des espèces d’anoures qui dépendent de l’eau.
Période d’échantillonnage Le jour et/ou la nuit, dans la mesure où sont consignées l’heure exacte de début des recherches, la
température de l’air et les conditions météorologiques. Les recherches sont plus faciles à la lumière du jour, avec une bonne
visibilité. L’activité des têtards diffère le jour et la nuit.
Matériel Thermomètres, bottes ou cuissardes, épuisettes à long manche et lampes frontales à importer. La plupart des filets
peuvent être fabriqués localement. Sacs en plastique, piles de rechange, carnets de notes, etc. peuvent être achetés localement.
Récipients en aluminium avec bouchon à vis (à importer) ou récipients en verre (bocaux à confiture achetés localement) pour
la solution de conservation (le formol à 45 % à diluer à 8-10 % peut être acheté à l’hôpital local).
Personnel requis 1 observateur avec 1 à 2 assistants.
222 M . L amb e r t
Recensement des sites de reproduction (amphibiens)
Les amphibiens se rassemblent pour se reproduire, souvent à la saison des pluies, sur des sites proches de points d’eau. Les
adultes sont comptés le long de transects (individus observés ou entendus). Les larves sont présentes dans l’eau pendant de
plus longues périodes que les adultes. Les recensements sont menées principalement dans le cadre d’un suivi à long terme des
populations d’amphibiens et de reptiles dans des zones ou des régions où des pesticides ont été épandus. Les recensements
concernent également les sites où l’eau des mares de reproduction est contaminée par le ruissellement de surface.
Limites Applicable le long des berges des mares ouvertes, des lacs ou des cours d’eau. Compte les anoures adultes.
Données obtenues Abondance relative (composition en espèces exprimée en pourcentage), fréquence des détections (nombre
par homme-heure) représentant la densité relative. Richesse en espèces et diversité dans un assemblage faunique.
Faune échantillonnée Anoures adultes dépendants de l’eau.
Période d’échantillonnage Le jour et/ou la nuit, dans la mesure où sont consignées l’heure exacte de début des recherches, la
température de l’air et les conditions météorologiques. Les recherches sont plus faciles à la lumière du jour, avec une bonne
visibilité. Certains anoures ne sont actifs que la nuit.
Matériel Montre ou chronomètre, thermomètre ou psychromètre fronde à importer. Bottes ou cuissardes et vêtements
imperméables (si nécessaire), épuisettes à long manche et lampes frontales à importer, mais ces dernières peuvent être
fabriquées localement. Sacs en plastique, piles de rechange, carnets de notes, etc. pouvant être achetés localement. Récipients
en aluminium avec bouchon à vis (à importer) ou récipients en verre (bocaux à confiture achetés localement) pour la solution
de conservation (le formol à 45 % à diluer à 8-10 % peut être acheté à l’hôpital local).
Personnel requis 2 observateurs minimum. L’augmentation de la durée du recensement (en homme-heure) accroît le nombre
d’animaux observés pendant une période de temps donné (ex: 1 homme-heure pour moins de 10 espèces, 5 hommes-heures
pour plus de 10, avec plusieurs observateurs).
Méthodes supplémentaires pour les amphibiens
Heyer et al. (1994) décrivent des méthodes spécifiques d’échantillonnage des amphibiens, elles requièrent la présence de
spécialistes. Ce sont par exemple:
• Barrières d’interception et pièges de Barber placés le long de palissades droites forçant les espèces vivant sur le sol à
tomber dans des fosses ou des pièges entonnoirs. Cette méthode, qui nécessite la supervision d’un herpétologiste, est
utilisée à l’origine pour l’inventaire et le suivi à long terme des populations d’amphibiens adultes pendant une période
donnée, par exemple, pendant plusieurs mois ou saisons, dans des zones ou des régions où des pesticides ont été épandus.
• Palissades encerclant les mares de reproduction des amphibiens, servant de barrières d’interception, sous la supervision
d’un herpétologiste comme précédemment. Cette méthode est utilisée pour suivre les amphibiens lors de leur entrée et
sortie des sites de reproduction, elle vise à évaluer les modifications à long terme dues à l’application de pesticides.
• Transects sonores, pour de nombreuses espèces de grenouilles possédant un chant caractéristique. Les chants sont
enregistrés sur un magnétophone, après identification de l’espèce produisant le chant, pour estimer l’abondance relative
en mâles chanteurs (et donc l’abondance en adultes après détermination de la proportion des sexes), la composition en
espèces, l’utilisation des sites de reproduction et la phénologie.
• Mares artificielles placées sur une superficie suffisamment vaste pour être trouvées par les amphibiens. Cette méthode est
utile pour estimer la diversité en grenouilles et l’abondance en larves.
• Abris artificiels constitués de planches en bois ou de tôles ondulées placées sur le sol et sous lequel les animaux viendront
se réfugier. Cette méthode est utile pour estimer les populations de certaines espèces d’amphibiens.
Amphibiens et reptiles 223
• Piégeage lumineux, à la tombée de la nuit. Cette méthode permet le suivi à long terme des espèces prédatrices d’insectes
attirés par la lumière (ex: crapauds lors de leur stade terrestre). Elle est utilisée en cas d’application de pesticides sur
plusieurs années et sur de vastes zones. Les animaux sont enregistrés toutes les 30 ou 60 minutes, selon leur nombre,
pendant 2 à 4 heures après le coucher du soleil.
• Suivi acoustique automatique des chants de grenouilles. Cette méthode permet de déterminer le nombre de mâles et donc
le nombre d’adultes.
• Pistage radio à l’aide d’émetteurs-récepteurs. Cette méthode est utilisée pour observer l’utilisation des habitats par les
amphibiens hors de la saison de reproduction.
• Marquage radioactif pour localiser les individus marqués en fonction de leurs déplacements.
• Systèmes d’information géographique (SIG) et techniques de détection à distance, utilisés pour déterminer l’habitat des
espèces de densités connues.
Méthodes supplémentaires pour les reptiles
Les méthodes spécifiques d’échantillonnage des reptiles (ex: O’Shea, 1992) requièrent la présence de spécialistes. Ce sont par
exemple:
• Abris artificiels constitués de planches en bois ou de tôles ondulées placées sur le sol et sous lequel les animaux viendront
se réfugier. Cette méthode est utile pour estimer les populations de certains lacertidés, geckos, scinques et autres espèces
de serpents.
• Suivi d’un topofil: une bobine de fil de coton est attachée à l’animal et se dévide en fonction de ses déplacements dans son
habitat. Cette méthode a été utilisée avec succès pour enregistrer les déplacements des tortues terrestres. Cette méthode
nécessite la supervision d’un herpétologiste.
• Barrières d’interception et pièges de Barber placés le long de palissades droites forçant les espèces vivant sur le sol à
tomber dans des fosses ou des pièges entonnoirs. Cette méthode, qui nécessite la supervision d’un herpétologiste, est
utilisée à l’origine pour l’inventaire et le suivi à long terme des populations de reptiles pendant une période donnée, par
exemple, pendant plusieurs mois ou saisons, dans des zones ou des régions où des pesticides ont été épandus.
• Échantillonnages quantitatifs des reptiles aquatiques (tortues) à l’aide de sennes (le nombre d’individus capturés est
consigné en fonction de la taille de la mare). Cette méthode permet d’obtenir la densité suite aux effets indirects des
pesticides ruisselant des terres environnantes.
• Piégeage lumineux, à la tombée de la nuit. Cette méthode permet le suivi d’espèces comme les geckos, visibles sur les
surfaces plates et claires, chassant les insectes attirés par la lumière. Les animaux sont enregistrés toutes les 30 ou 60
minutes, selon leur nombre, pendant 2 à 4 heures après le coucher du soleil. Cette méthode enregistre les modifications
de populations à long terme, elle est utilisée en cas d’application de pesticides sur plusieurs années et sur de vastes zones.
• Pistage radio à l’aide d’émetteurs-récepteurs. Cette méthode est utilisée pour observer l’utilisation des habitats par les
serpents.
• Marquage radioactif pour localiser les individus marqués en fonction de leurs déplacements.
• Systèmes d’information géographique (SIG) et techniques de détection à distance, utilisés pour déterminer l’habitat des
espèces de densités connues.
TAXONOMIE
Certains principes de base de la taxonomie sont nécessaires pour déterminer la richesse en espèces (composition et
fréquence). En l’absence d’un herpétologiste possédant une bonne connaissance de la faune locale, il convient de se procurer
un guide de terrain avec des clés d’identification, même si l’utilisation de ces clés réclame des compétences affirmées. Les guides
de terrain concernant les amphibiens et les reptiles ne couvrent pas toutes les parties du globe et il n’est pas possible de
recommander un ouvrage adapté à toutes les zones tropicales, sub-tropicales et tempérées chaudes. Il faudra donc prélever
des spécimens, les étiqueter, les conserver et les envoyer à un musée pour confirmer leur identification.
224 M . L amb e r t
ÉVALUATION DE LA DIVERSITÉ
Les traitements aériens en couverture totale réduisent la diversité de la faune herpétologique, particulièrement en forêt. Des
échantillonnages quantitatifs fournissent des informations sur la diversité (le nombre d’espèces présentes dans un échantillon
de taille connue). La formule la plus largement adoptée est l’indice de diversité de Shannon-Wiener (H’):
Dans laquelle pi est la proportion d’individus de l’espèce i dans le nombre total d’individus (c’est à dire le nombre d’individus
d’une espèce divisé par le nombre total d’individus enregistré dans un échantillon). logn pi est le logarithme naturel (loge) de pi.
Les études de cas présentées ci-dessous sont extraites d’observations réelles.
Amphibiens
Tableau 11.2 Diversité des espèces en forêt pluviale: comparaison entre la forêt primaire et la
forêt secondaire adjacente gérée par l’homme (exposée au pesticide). Malaisie
péninsulaire, mars 1995.
Espèces comptées Forêt pluviale primaire Forêt secondaire
I pi p 1
i npi I pi p 1
i npi
1 13 0.200 – 0.322 25 0.338 – 0.367
2 9 0.138 – 0.274 13 0.176 – 0.306
3 9 0.138 – 0.274 11 0.149 – 0.283
4 7 0.108 – 0.240 8 0.108 – 0.240
5 4 0.062 – 0.172 5 0.068 – 0.182
6 3 0.046 – 0.142 5 0.068 – 0.182
7 3 0.046 – 0.142 2 0.027 – 0.096
8 2 0.031 – 0.107 2 0.027 – 0.096
9 2 0.031 – 0.107 2 0.027 – 0.096
10 2 0.031 – 0.107 2 0.027 – 0.096
11 2 0.031 – 0.107
12 2 0.031 – 0.107
13 2 0.031 – 0.107
14 1 0.015 – 0.064
15 1 0.015 – 0.064
16 1 0.015 – 0.064
17 1 0.015 – 0.064
18 1 0.015 – 0.064
Total 65 (1.000) – 2.528 74 (1.000) – 1.906
Amphibiens et reptiles 225
Exemple concret
pi est la proportion d’espèces (i) d’amphibiens sur le total: s’il existe 13 (= I) représentants de la première espèce dans la forêt
primaire sur un total de 65 amphibiens consignés, alors pi = 13/65 = 0.200 et pi x loge pi = – 0.322; ∑ pi loge pi (la somme de
(pi loge pi) pour la totalité des 18 espèces) = -2,528 et donc H’ = 2,528.
N.B.: la somme de pi doit être égale à 1, c’est un moyen de vérifier qu’il n’y a pas d’erreur de calcul. L’indice de diversité calculé
à l’aide de la formule de Shannon-Wiener (H’) se situe généralement entre 1 et 3 (inférieur à 1: faible diversité; supérieur à 2:
grande diversité).
Donc, le tableau indique qu’il y a 65 individus répartis sur 18 espèces dans la forêt pluviale primaire (selon la formule de
Shannon-Wiener H’ = 2,528) et 74 individus répartis sur 10 espèces (H’ = 1,906) dans la forêt secondaire. La diversité en
amphibiens est donc plus importante dans la forêt primaire. Ce fait peut être confirmé par traitement statistique (t = 4,33;
degrés de liberté 139; P<0,001) à l’aide du test de Magurran (1988).
Reptiles
Tableau 11.3 Diversité des espèces en savane boisée: comparaison entre une vallée non peuplée
de l’affluent du fleuve (Tug Gabibta) exposée au ruissellement du pesticide et la
vallée du fleuve principal (Tug Marodijeh) comprenant des habitats humains
(Hargeisa, Somaliland,mars 1993)
Espèces comptées Vallée de l’affluent Vallée habitée
I pi p 1
i npi I pi p 1
i npi
1 31 0.323 – 0.365 58 0.574 – 0.319
2 26 0.271 – 0.354 11 0.109 – 0.241
3 13 0.135 – 0.271 8 0.079 – 0.201
4 6 0.063 – 0.173 7 0.069 – 0.185
5 2 0.021 – 0.081 4 0.040 – 0.128
6 2 0.021 – 0.081 3 0.030 – 0.104
7 2 0.021 – 0.081 2 0.020 – 0.078
8 2 0.021 – 0.081 2 0.020 – 0.078
9 2 0.021 – 0.081 2 0.020 – 0.078
10 1 0.010 – 0.048 1 0.010 – 0.046
11 1 0.010 – 0.048 1 0.010 – 0.046
12 1 0.010 – 0.048 1 0.010 – 0.046
13 1 0.010 – 0.048 1 0.010 – 0.046
14 1 0.010 – 0.048
15 1 0.010 – 0.048
16 1 0.010 – 0.048
17 1 0.010 – 0.048
18 1 0.010 – 0.048
19 1 0.010 – 0.048
Total 96 (1.000) – 2.048 101 (1.000) - 1.596
226 M . L amb e r t
Comme dans l’exemple sur les amphibiens des forêts pluviales, 96 individus répartis sur 19 espèces dans la vallée de l’affluent
(selon la formule de Shannon-Wiener H’ = 2,048) et 101 individus répartis sur 13 espèces (H’ = 1,596) dans la vallée principale
habitée. La diversité est plus forte dans la zone non peuplée, ce qui est statistiquement confirmé (t = 2,52, degrés de liberté
195, P<0,01).
ÉTIQUETAGE DES SPÉCIMENS
Des spécimens d’espèces non identifiées doivent être prélevés (Simmons, 1987) et conservés en vue de leur identification et
d’une information sur leur distribution. Ils doivent être soigneusement étiquetés et porter les indications suivantes:
• Date de la capture.
• Emplacement exact (si possible localisé au GPS).
• Nom de la personne ayant effectué le prélèvement.
• Informations de base sur l’habitat, si possible (ex: rochers, sur un arbre, dans l’eau, près des habitations).
L’étiquette doit être en papier, en tissu ou en plastique blanc, sur lequel il est possible d’écrire. Cette étiquette sera attachée à
l’un des membres inférieurs de l’animal à l’aide d’un fil de coton (au cou des serpents et lézards apodes). Les informations
mentionnées sur l’étiquette seront écrites au crayon ou au feutre marqueur indélébile.
BIOINDICATEURS
Parmi les reptiles, les amphibiens et particulièrement les lézards ont des caractéristiques qui en font d’utiles bioindicateurs.
Amphibiens
Les grenouilles, les crapauds et autres amphibiens ont un cycle biologique comprenant un stade aquatique et un stade terrestre,
ce qui les expose aux polluants dans les deux habitats. Les produits chimiques sont rapidement absorbés par la membrane
gélatineuse des œufs, les branchies des larves et la peau des adultes. Les malformations osseuses dues aux polluants se voient
rapidement chez les larves dont le développement est rapide (têtards). Les amphibiens, comme les reptiles, sont des vertébrés
primitifs, dont le système enzymatique est simple. Ils ne sont pas capables de détoxifier les résidus de produits chimiques qu’ils
ingèrent avec leurs proies invertébrées contaminées. Ce sont des animaux à sang froid (ectothermes) qui métabolisent
difficilement les résidus de produits chimiques qui s’accumulent alors dans les tissus adipeux (ex: pesticides organochlorés), le
foie ou les autres tissus (y compris le cerveau) à des niveaux aisément mesurables. Les niveaux de résidus augmentent, jusqu’à
atteindre parfois le stade létal, particulièrement quand l’organisme utilise ces tissus adipeux lors des périodes de l’année où la
nourriture se fait rare.
Des niveaux élevés de résidus présentent à leur tour un danger pour les prédateurs situés plus haut dans la chaîne alimentaire
(de nombreuses espèces d’amphibiens constituent une ressource alimentaire pour les oiseaux et autres vertébrés prédateurs
dans les écosystèmes aquatiques et terrestres). Quand les niveaux de résidus augmentent, les effets chroniques deviennent
évidents et les amphibiens, ainsi que de nombreux lézards, modifient leur comportement et leur physiologie. Ils peuvent aussi
ne pas supporter l’exposition aux conditions toxiques lors de l’estivage ou de l’hibernation. Comme ils sont actifs, ils sont aisés
à repérer par la vue ou l’ouie (particulièrement dans les mares de reproduction), ce qui facilite le suivi de la population. Les
amphibiens peuvent également être soumis à de nombreuses expériences au laboratoire et sur le terrain.
Lézards et autres reptiles
Les lézards partagent avec les amphibiens des caractéristiques qui en font d’utiles bioindicateurs de pollution. Mais,
contrairement à la plupart des espèces d’amphibiens, particulièrement dans les régions tropicales, ils se rencontrent dans les
habitats arides et sont en général actifs pendant la saison sèche et la saison des pluies. Les lézards sont relativement statiques,
leur capacité d’émigration est faible, leur nombre suit donc les modifications de leur habitat, comme en cas de contamination
chimique. Les espèces diurnes sont actives et faciles à repérer à la vue, ce qui permet un suivi des populations sur le terrain.
Comme les amphibiens, les lézards sont insectivores et absorbent les pesticides en ingérant des proies contaminées. Ils sont
un maillon important dans la chaîne alimentaire entre les invertébrés, les oiseaux et les autres vertébrés prédateurs dans les
écosystèmes terrestres. La modification de leur comportement et de leur physiologie due aux polluants s’observe dans la
concurrence inter et intra-spécifique pour la nourriture et le territoire. Les lézards peuvent également être soumis à de
nombreuses expériences au laboratoire et sur le terrain.
Amphibiens et reptiles 227
RÉFÉRENCES
GRIFFITHS, R.A. (1985) A simple funnel trap for studying newt populations and an evaluation of trap behaviour in smooth and
palmate newts, Triturus vulgaris and T. helveticus. Herpetological Journal, 1(1): 5-10.
HEYER,W.R., DONNELLY, M.A., MCDIARMID, R.W, HAYEK, L.-A.C. and FOSTER, M.S. (eds) (1994) Measuring and Monitoring
Biological Diversity. Standard Methods for Amphibians. Washington DC: Smithsonian Institution Press.
MAGURRAN,A.E. (1988) Ecological Diversity and Its Measurement. London: Croom Helm.
O’SHEA, M. (1992) Expedition Field Techniques: Reptiles and Amphibians. London: Royal Geographical Society.
SIMMONS, J.E. (1987) Herpetological collecting and collections management.Herpetological Circular, No. 16: 1-70. Ithaca: Society
for the Study of Amphibians and Reptiles.
SWINGLAND, I.R. and SHORROCKS, B. (eds) (1990) Living in a Patchy Environment. Oxford: Oxford University Press.
POUR EN SAVOIR PLUS
CAMPBELL, H.W. and CHRISTMAN, S.P. (1982) Field techniques for herpetofaunal community analysis. pp. 193-200. In:
Herpetological Communities. Scott, N.J. (ed.). Wildlife Research Report, No. 13.Washington DC: US Fish and Wildlife Service.
FERNER, J.W. (1979) A review of marking techniques for amphibians and reptiles. Herpetological Circular, No. 9: 1-42. Ithaca:
Society for the Study of Amphibians and Reptiles.
HALLIDAY,T.R. and ADLER, K. (eds) (1986) The Encyclopaedia of Reptiles and Amphibians. Oxford: Equinox.
PISANI, G.R. (1973) A guide to preservation techniques for amphibians and reptiles. Herpetological Circular, No. 1: 1-22. Ithaca:
Society for the Study of Amphibians and Reptiles.
SPAWLS, S. (1988) Making a herpetological collecting trip to Africa. British Herpetological Society Bulletin, No. 24: 22-31.
SWINGLAND, I.R. (1978) Marking reptiles. pp. 119-132. In: Animal Marking. Stonehouse, B. (ed.). London: Macmillan.
WISE, M.A. (1994) Techniques for the capture and restraint of captive crocodilians. pp. 401- 405. In: Captive Management and
Conservation of Amphibians and Reptiles. Murphy, J.B., Adler, K. and Collins, J.T. (eds). Contributions to Herpetology, No. 11. Ithaca:
Society for the Study of Amphibians and Reptiles.
LES OISEAUX 12
Robert J. Douthwaite
Holly Oast, Hode Lane, Bridge, Canterbury, Kent CT4 5DH, R-U.
bobdouthwaite@onetel.com/bob.douthwaite@thenrgroup.net
Charles F. Dewhurst1
Natural Resources Institute, University of Greenwich at Medway, Central Avenue, R-U.
Chatham Maritime, Kent ME4 4TB, UK
INTRODUCTION
Avec plus de 9000 espèces, les oiseaux constituent l'un des groupes les plus variés et les plus couronnés de succès du point
de vue de l'évolution. Ils occupent presque tous les habitats de la terre, sont souvent en grand nombre et leurs formes sont
très variées, en particulier dans les tropiques. Leur taille va du minuscule colibri d'Helen (Mellisuga helenae) d'Amérique
centrale qui pèse à peine 2,0 g à l'autruche (Struthio camelus) d'Afrique qui pèse jusqu'à 130 kg. Ce groupe est probablement
l'un des plus faciles à inventorier, l'un des plus populaires à étudier et sans aucun doute l'un des plus fréquemment observés
et suivis de tous les taxa. Bien que de nombreuses espèces soient sédentaires, la puissance du vol permet à d'autres espèces
de profiter des changements saisonniers des disponibilités alimentaires pour migrer, avec une précision extraordinaire, sur des
centaines de kilomètres chaque année.
Ces attributs ont donné aux oiseaux une place particulière dans de nombreuses cultures humaines; face à l'intensification de
l'agriculture et de l'industrie, leur avenir est une préoccupation largement partagée. Par conséquent, de nombreuses recherches
ont été menées sur les effets des produits agrochimiques sur leurs populations. Elles ont mis en évidence que les oiseaux sont
souvent à risque, directement ou indirectement, lors de traitements avec des pesticides, mais que, dans certains cas, des
méthodologies robustes et peu coûteuses peuvent être mises en œuvre pour suivre et évaluer l'impact de ces traitements.
Ces travaux ont en effet démontré que certaines espèces d'oiseaux sont de bons indicateurs, révélant des effets – autrement
non détectés - des traitements avec des pesticides sur leurs proies – invertébrés ou poissons. Par exemple, des changements
dans la fréquence d'alimentation et son succès et dans le régime des martins-pêcheurs pie (Ceryle rudis) et des guêpiers nains
(Merops pusillus) ont montré que leurs proies – un petit poisson et des insectes volants diurnes respectivement – avaient été
affectées par des traitements avec des pesticides.
L'objectif du présent chapitre est d'aider les responsables des programmes ou projets agricoles, des programmes de contrôle
des vecteurs, des divisions de protection des plantes et des départements de la faune et de l’environnement, à décider quels
oiseaux, le cas échéant, doivent être suivis au cours des programmes de traitements avec des pesticides et quelles techniques
utiliser; l'objectif est également de fournir un guide de méthodes appropriées pour la détection des effets des pesticides sur
les populations d'oiseaux. Des méthodologies simples et peu coûteuses sont décrites.
EFFETS DESTRAITEMENTSAVEC DES PESTICIDES SUR LES OISEAUX
Les pesticides peuvent avoir des effets directs et/ou indirects sur les oiseaux avec des conséquences létales ou sub-létales. Les
avicides (par ex., le fenthion) sont, bien entendu, destinés à tuer les espèces d'oiseaux nuisibles telles que les quéléas (Quelea
quelea). Cependant, les opérations de traitements avec des pesticides de routine (pour les insectes nuisibles qui s'attaquent aux
cultures, aux forêts et à la santé humaine) tueront également des espèces d'oiseaux non cibles, y compris des oiseaux de proie.
1 Adresse: Ellanore House, Ellanore Lane, West Wittering, Chichester, West Sussex PO20 8AN, R-U. ou Senior Entomologist, PNG Oil Palm Research
Association Inc., Dami Research Station, PO Box 97, Kimbe,West New Britain 621, Papoue Nouvelle Guinée. Charles.dewhurst@pngopra.org,pg
230 R . D o u t hwa i t e e t C . D ewh u r s t
Les insecticides et les acaricides affectent principalement les populations d'oiseaux en réduisant la disponibilité des arthropodes
(proies), mais la consommation de proies contaminées (par ex., les fourmis contaminées au DDT ou les acridiens contaminés
au fénitrothion) peut entraîner la mort des oiseaux insectivores par empoisonnement aigu ou avoir des effets sub-létaux qui
affecteront leur comportement ou le succès de leur reproduction. La réduction de l'abondance et/ou de la disponibilité des
insectes (voir chapitre 8) entraînera une fréquence d'alimentation moindre, une moins bonne condition générale, un échec de
la reproduction et donc le déclin de la population. En outre, comme de nombreux insecticides sont nuisibles pour les poissons,
les oiseaux piscivores peuvent également être menacés. Le risque pour les espèces granivores est généralement moindre, bien
que de nombreuses espèces se nourrissent d'insectes (insectivores) pendant la période de reproduction. L'empoisonnement
peut se produire lorsque les graines traitées aux insecticides sont mangées. Le DDT, là où il est encore utilisé, présente un
risque particulier. Les résidus de cet insecticide s'accumulent chez les oiseaux de proie et entraînent une diminution de
l'épaisseur des coquilles d'œufs, ce qui se traduira par un échec de la reproduction et, à terme, par un déclin de la population.
Les herbicides peuvent affecter les populations d'oiseaux en réduisant la disponibilité des graines pour les espèces granivores,
l'abondance des invertébrés par l'élimination de plantes nécessaires à leur alimentation ou à leur habitat, et le couvert pour les
espèces nidicoles. Ces effets sont de mieux en mieux connus et constituent une préoccupation particulière étant donné que
l'utilisation des herbicides augmente rapidement dans de nombreux pays.
Les indicateurs d’un impact, dans les études sur les oiseaux, sont représentés par l'ampleur des changements d'un ou de plusieurs
éléments suivants:
• alimentation et régime
• santé
• comportement
• succès de la reproduction
• nombre (abondance relative).
DISPOSITIF EXPÉRIMENTAL
Une fois que l'objectif du programme de suivi est fixé (voir chapitre 1), le responsable doit élaborer le dispositif expérimental
et identifier les ressources nécessaires, en gardant constamment à l'esprit le temps dont on dispose pour le suivi, selon les
nécessités des programmes de traitement proposés.
Ressources
Le lieu, l'ampleur et la durée des opérations de traitement détermineront les ressources nécessaires pour:
• répéter les observations
• calculer le temps nécessaire pour collecter les données dans les zones avant traitement ou zones de référence
• déterminer la taille des échantillons
• estimer la durée du risque pour l'environnement et donc le temps dont on dispose pour une période d'échantillonnage
efficace.
Bien que certaines espèces d'oiseaux soient faciles à identifier et à dénombrer, il faudra généralement embaucher un biologiste
de terrain formé et expérimenté en ornithologie pour mener les études décrites ci-dessous.
Espèces étudiées
Les espèces courantes, aisément repérables et sédentaires peuvent être suivies avec moins de ressources que les espèces rares,
secrètes ou migratrices. En effet, il est habituellement peu pratique de suivre des espèces migratrices et travailler sur des
espèces rares et secrètes nécessitera le recours à un ornithologue professionnel.
Les oiseaux 231
Zones de l'étude
Deux parcelles d’étude au minimum doivent être choisies dans la zone traitée et deux autres hors de la zone traitée, afin de
réduire le risque que les différences entre les zones traitées et non traitées soient simplement dues au hasard.
L'abondance des espèces présentant un intérêt et la méthode d'échantillonnage choisie détermineront la taille des parcelles
d’étude. Ainsi, les parcelles peuvent être plus petites si les espèces étudiées sont très courantes ou si la méthode
d'échantillonnage est plus intensive ou la fréquence plus élevée.
Dans la mesure du possible, les sites choisis pour le suivi doivent être proches les uns des autres pour faciliter la logistique de
l'échantillonnage et pour réduire le risque que les différences entre les populations d'oiseaux soient dues à des différences
écologiques ou climatiques. Les conditions écologiques, les habitats et l'utilisation des terres de chacune des parcelles de l'étude
doivent être appariés le plus possible afin de réduire le risque que ces variables affectent les résultats de l'étude.
Cependant, il faut faire très attention à ne pas placer les parcelles non traitées sous le vent par rapport aux parcelles
traitées car la dérive de pulvérisation peut affecter des zones sous le vent sur plusieurs kilomètres dans des conditions
atmosphériques propices.
Durée de l'étude
La durée de l'étude est déterminée par la nécessité de collecter les données de référence avant le traitement, par la nature de
l'impact et par la période de rétablissement estimée.
• Si l'impact a des chances d'être soudain et sévère, mais le rétablissement rapide, on peut programmer une étude courte
qui s'étend de quelques jours avant le traitement à quelques jours après l'impact du traitement.
• Si le rétablissement est lent, mais s'il se produit au cours de la saison de l'impact, on peut alors organiser les observations
sur quelques semaines.
• Si des effets chroniques sont prévus en raison de traitements avec des herbicides ou de la rémanence de résidus de
pesticides, alors des études sur plusieurs mois ou plusieurs années peuvent être nécessaires pour garantir une bonne
compréhension des fluctuations saisonnières et annuelles normales de la taille des populations et un suivi complet du
processus de rétablissement.
Il est important de décider de la durée de l'étude dès que les informations de planification des traitements avec des pesticides
sont connues.
Précision des observations
Des variations dans la méthodologie d'échantillonnage (par ex., en utilisant des personnes différentes pour dénombrer les
oiseaux) peuvent causer davantage de variation dans l'estimation des populations que les pesticides eux-mêmes (Berthold et
al., 1986). La standardisation des techniques et l'uniformité des opérateurs sont donc cruciales pour garantir la collecte de
données statistiquement valables et l'obtention de résultats valables (Fowler et Cohen, 1986; Bibby et al., 1992).
Les biais peuvent être réduits et la précision du travail améliorée, en suivant certaines règles de fonctionnement:
• les observateurs doivent être capables d'identifier, de manière fiable, toutes les espèces d'oiseaux inclues dans l'étude;
• si nécessaire, une formation doit être fournie – à temps - aux observateurs;
• le même observateur doit être choisi pour répéter toutes les séries d'observations sur un site donné;
• des observateurs supplémentaires doivent être choisis pour échantillonner d'autres sites, en s'assurant qu'ils ont reçu les
informations et la formation nécessaires auparavant;
• il faut sélectionner des sites d'échantillonnage aussi semblables que possible et dans lesquels les espèces cibles peuvent
aisément être détectées;
• il faut maintenir la même vitesse d'échantillonnage et le même effort tout au long de l'étude (procédures standardisées)
(voir chapitre 2);
• les observations doivent être effectuées à la même heure chaque jour. Limiter les observations aux 3 ou 4 heures suivant
le lever du soleil, lorsque les oiseaux sont le plus actifs et la lumière est bonne;
232 R . D o u t hwa i t e e t C . D ewh u r s t
• si les conditions météorologiques changent significativement certains jours, laisser de côté les observations faites ces jours-
là (être prêt à s'organiser en cas d'événements imprévus de ce type); si différents observateurs sont concernés, ne pas
mélanger les séries de données et s'assurer que toutes les feuilles de données sont correctement étiquetées;
• noter toutes les informations relatives à la méthodologie utilisée et aux conditions sur le terrain (type et condition de
l'habitat, saison et conditions météorologiques, etc.) au moment du suivi.
Répétition des échantillons
La répétition des observations est importante pour réduire le risque que les changements qui se sont produits soient dûs au
hasard (voir chapitre 2). Le suivi doit porter sur au moins deux zones traitées et deux zones non traitées, bien que cela puisse
être impossible si de tels sites n'existent pas ou si les ressources sont insuffisantes.
Travailler sur plusieurs sites augmentera la fiabilité des résultats finaux, mais exigera davantage de ressources. Conserver
scrupuleusement la trace de toutes les procédures suivies.
Analyse des résidus
L'analyse des résidus demande beaucoup de temps et elle est très onéreuse; en outre, le travail de terrain qui établit une
relation entre l'exposition et les effets est pratiquement inexistant. Mesurer les taux de résidus ne présente aucun intérêt, sauf
si le risque associé peut être interprété. Il est donc recommandé de ne pas effectuer cette analyse. Si le suivi sur le terrain met
en évidence un impact néfaste, le ‘principe de précaution’ doit être adopté et des technologies de contrôle plus sûres sont
recommandées et doivent être mises en œuvre dans la mesure du possible.
Une exception peut être faite pour les oiseaux exposés au DDT ou à d'autres résidus de pesticides organochlorés rémanents.
Cependant, l'analyse des résidus doit être limitée aux mesures des concentrations de pesticides et de leurs métabolites dans
le cerveau ou dans les lipides corporels.
Organisation du travail sur le terrain.
Sélectionner les zones de l'étude bien avant les opérations de traitement.
• Si possible, éviter de choisir les parcelles non traitées sous le vent des parcelles traitées car la dérive de pulvérisation peut
affecter des zones sous le vent sur plusieurs kilomètres.
• Préparer des feuilles de données et s'assurer qu'elles sont en nombre suffisant pour tout le programme de travail.
• Chaque observateur doit utiliser de bonnes jumelles (de 8 x 30 à 10 x 40), de bons ouvrages d'identification des oiseaux
(avec les feuilles 1 à 4 pour noter les caractéristiques des oiseaux non identifiés sur le terrain), une planchette à pince, un
chronomètre, des crayons, des gommes, un canif et un carnet de notes.
• Jalonner les sites d'échantillonnage en marquant les pierres, les poteaux ou les arbres à la peinture blanche résistante à
l'eau ou à la peinture en bombe.
• Tester la méthodologie et les compétences des observateurs bien avant d'effectuer les opérations de traitement.
• Préparer une carte de la zone étudiée où figurent les éléments importants tels que les arbres, les cours d'eau, les sentiers
et les lignes des transects et points d’échantillonnage.
• Utiliser le système GPS pour les points de repère ou une boussole pour l'orientation.
Les oiseaux 233
MÉTHODES D'ÉCHANTILLONNAGE
TAILLE DES POPULATIONS
Suivre l'abondance relative est approprié lorsqu'il y a, au cours de l'étude, un risque de mortalité ou d'émigration/immigration
lié au traitement. Plusieurs méthodes sont disponibles. Leur adéquation dépend:
• de l'ampleur de l'opération de traitement;
• du type d'habitat traité;
• des espèces d'oiseaux présentant un intérêt: visibilité et comportement;
• des ressources (matérielles et financières) disponibles pour effectuer le suivi.
Stations d'écoute
C'est une méthode utile pour évaluer l'abondance relative d'espèces d'oiseaux courantes, sédentaires, non groupées, dans les
habitats forestiers ou buissonneux. Les zones d'échantillonnage doivent habituellement être vastes (au moins 20 km2).
L'observateur suit le nombre d'espèces présentant un intérêt, vues ou entendues, sur une série de points d’échantillonnage. Les
points d’échantillonnage peuvent être sélectionnés au hasard ou à intervalles réguliers, ou bien systématiquement le long de
routes identifiées avant le début des observations. La sélection systématique peut être utilisée lorsque des oiseaux d'un habitat
donné sont les oiseaux présentant un intérêt; sinon, sélectioner les sites au hasard.
Quelle que soit la méthode utilisée, les points d’échantillonnage ne doivent jamais être distants de moins de 200 m pour éviter
le risque d'observations qui se chevauchent. Les observations à chaque station sont faites dans un périmètre prédéfini à 50 m
maximum du point central choisi. Elles sont faites pendant une durée définie de 2 à 5 minutes. Le temps d'écoute alloué à
chaque station doit être le même, bien qu'il varie avec l'habitat et l'abondance des oiseaux.Ainsi, le temps estimé pour suivre
20 points (stations), en supposant qu'il faille 10 minutes pour effectuer les observations avant de changer de station, sera
d'environ 3 heures et demie. Les points d’échantillonnage seront clairement numérotés à l'aide d'étiquettes de plastique coloré
ou de peinture résistante à l'eau.
On recommande de suivre deux séries de 20 points dans la zone traitée et deux séries identiques dans la zone non traitée,
afin de comparer les changements entre les zones traitées et non traitées.Avec un véhicule, on peut facilement échantillonner
20 points en 2 ou 3 heures. Si aucun véhicule n'est disponible, il faut compter 1 heure et demie pour effectuer 10 points
d’échantillonnage. (Cette estimation prévoit 8 minutes pour passer d'un point d'échantillonnage à un autre et inclut le temps
nécessaire pour atteindre le point suivant.)
L'impact d'un traitement sur l'abondance relative de chaque espèce ou sur les guildes alimentaires (groupes d'oiseaux) est
comparé à l'intérieur d'un même traitement et entre les traitements (c.-à-d. à l'intérieur des zones traitées et des zones non
traitées, et entre les traitements – traité/non traité). Si l'abondance relative diminue avec le traitement dans les deux séries
d'échantillons traités, mais augmente ou reste constante dans les deux séries d'échantillons non traités, on peut conclure que
le traitement a un effet (Douthwaite, 1980, 1995).
Limites Il faut obtenir des données à partir d'un grand nombre d'échantillons, tous choisis au hasard. La précision des
dénombrements variera selon le moment de la journée, les conditions météorologiques, la saison, l'habitat et l'observateur. Les
résultats dépendent beaucoup de l'expérience des observateurs. Ce n'est pas une bonne méthode pour les habitats ouverts
où les oiseaux peuvent fuir l'observateur.
Faune échantillonnée Espèces d'oiseaux de taille petite à moyenne, courantes, sédentaires, non groupées (par ex., les gobe-
mouches, les pies-grièches, certains plocéidés).Appropriée pour les oiseaux chanteurs, moins adaptée aux espèces timides.
Procédure Enregistrement direct de la présence ou des observations sur la feuille de données.
Données obtenues Listes des espèces, fréquences, courbes et rapports des abondances relatives des espèces et taux de détection
selon le traitement avec des pesticides.
Période d'échantillonnage Chaque série de points d’échantillonnage doit être observée pendant 4 jours minimum avant
d'appliquer un traitement et pendant encore 4 jours immédiatement après le traitement (c.-à-d. 32 jours de travail sur le
terrain). Il faudra davantage de temps si les conditions météorologiques sont variables.
Matériel Jumelles et chronomètre.
Personnel requis 1 ou 2 observateurs compétents équipés d'un véhicule.
234 R . D o u t hwa i t e e t C . D ewh u r s t
Analyse des données issues des stations d'écoute.
• Additionner les dénombrements pour chaque espèce pour obtenir un total pour chaque inventaire.
• Dresser un tableau de contingence où figure le plus grand dénombrement de chaque espèce par zone d'échantillonnage et
par période d'échantillonnage (c.-à-d. avant ou après le traitement).
• Moins de 20% des cellules du tableau doivent avoir des fréquences estimées <5, aucune ne doit être <1. Si cela se produit,
combiner les données des espèces les moins courantes avec le type de régime alimentaire (frugivore, insectivore, etc.), par
méthode d'alimentation et par site. Si c'est impossible, laisser de côté ces espèces pour une analyse ultérieure.
• Comparer les fréquences de présence avant et après l'application du traitement à l'intérieur des traitements en utilisant le
test du χ2. Si les données sont homogènes, combiner les dénombrements à l'intérieur des traitements et comparer les
fréquences entre les traitements. Si les données sont homogènes, le risque d'un effet du traitement est minime.
• Si les données sont hétérogènes, le traitement a peut-être affecté l'abondance relative. Examiner les données par espèce
pour détecter la source de l'hétérogénéité et se pencher en particulier sur les espèces dont l'abondance n'a pas diminué
dans les deux zones non traitées mais diminué dans les deux zones traitées.
• En fonction des connaissances sur l'écologie de ces espèces, on peut faire des hypothèses sur la probabilité d'un effet du
traitement.
• Si un effet est probable, suivre les espèces en utilisant des méthodes différentes, plus intensives, lors des opérations de
traitement ultérieures.
Dénombrements sur des transects à largeur fixe
C'est une méthode utile pour échantillonner l'abondance relative d'espèces plutôt courantes, de taille moyenne à grande,
aisément repérables et sédentaires, dans des habitats ouverts, uniformes ou peu peuplés tels que les buissons ou les prairies
boisées (voir Mullie et Keith, 1993a). Elle nécessite moins d'espace que les stations d'écoute, mais en requiert davantage qu'une
cartographie des territoires. Il faut une zone traitée de plus de 10 km2 et une zone non traitée équivalente, si possible adjacente
à la zone traitée et présentant la même topographie et le même type d'habitat.
Les espèces présentant un intérêt, vues ou entendues dans des bandes de largeur connue, sont dénombrées pendant que
l'observateur marche lentement le long d'un transect défini. La longueur des transects est indifférente (la longueur idéale serait
de 1000 m) car elle peut ensuite être subdivisée en longueurs fixes comprises entre 100 m et 1000 m, ce qui facilitera l'analyse.
Les transects parallèles doivent être distants de 150 à 200 m dans les habitats fermés et de 200 à 500 m dans les habitats très
ouverts. La distance choisie doit toujours être maintenue afin d'éviter le risque d'un dénombrement double. La largeur des
transects doit se situer entre 10 et 100 m de chaque côté de l'observateur, le choix dépendant de l'habitat et de l'aisance de
l'observation; on choisit souvent une largeur de 20 m. Les oiseaux vus ou entendus hors du transect ne doivent pas être
comptés. En supposant que l'observateur se déplace à une vitesse de 2 km/h, un habitat de 10 à 20 ha peut être échantillonné
tous les matins. En principe, il faut 40 enregistrements par espèce pour obtenir une estimation raisonnable de la densité. On
recommande de suivre les densités d'oiseaux le long de deux transects au minimum dans la zone traitée et de deux transects
identiques dans la zone non traitée.
Le dénombrement sur des transects peut être fait depuis un véhicule, à condition que les espèces présentant un intérêts soient
aisément repérables et qu'il y ait suffisamment de route dans les zones traitées et non traitées pour obtenir des tailles
d'échantillons appropriées. Cette méthode a été utilisée pour suivre l'abondance relative des rapaces diurnes, des colonies de
mahalis (Douthwaite, 1992a) et des engoulevents (McWilliam, 1994).
Limites Il existe des différences de compétences entre les observateurs durant le travail sur le terrain. Les procédures doivent
être aussi standardisées que possible afin de réduire tous les biais subjectifs, en particulier lorsque plusieurs observateurs sont
impliqués (les observateurs auront tendance à faire les choses différemment sauf si des procédures claires leur sont expliquées
auparavant). Il faut environ 40 enregistrements par espèce pour obtenir suffisamment d'informations et une estimation
raisonnable de la densité. La précision des dénombrements variera selon le moment de la journée, les conditions
météorologiques, la saison, l'habitat et l'observateur.
Faune échantillonnée Espèces d'oiseaux relativement courantes, de taille moyenne à grande, aisément repérables et sédentaires
(par ex., les mésanges, les grives, les pics, les parulines des prés ou des fourrés).
Procédure Enregistrement direct des présences ou des observations sur la feuille de données.
Données obtenues Listes des espèces, fréquences, densités, abondances relatives des espèces ou rapport des abondances selon
les traitements avec des pesticides.
Période d'échantillonnage Au moins 4 jours d'observations répétées le long de chaque transect avant le traitement et 4 jours
après le traitement. Le chronométrage des dénombrements doit être fonction de la sévérité et de la durée estimées de l'impact
du traitement.
Les oiseaux 235
Matériel Des jumelles et une montre (ou un chronomètre) sont nécessaires.
Personnel requis 1 ou 2 observateurs compétents.
Analyse des données issues des dénombrements sur les transects.
• Relever les différences d'abondance des espèces par dénombrement et par sous-section de transects.
• Combiner les dénombrements des sous-sections de sorte que 40 individus au minimum d'une espèce ou d'une guilde
alimentaire soient échantillonnés (en moyenne) dans les séries d'échantillons avant traitement.
• Dresser un tableau des effectifs de chaque espèce vue ou entendue le long de chaque transect.
• Calculer l'indice B pour chaque espèce en utilisant l'équation suivante:
B = [(N/C) x ((N1/2 +1/C)x100)] + A
où N = nombre de sous-sections du transect sur lesquelles les espèces ont été enregistrées au cours de la première heure,N1/2
= nombre de sous-sections du transect sur lesquelles les espèces ont été enregistrées au cours de la première demi-heure, C
= nombre de recensements,
A = somme des rapports d’abondance (RA) > 1.
Les rapports des abondances sont estimés par:
RA 1 = 0 à 5 oiseaux; RA 2 = 6 à 10 oiseaux; RA 3 = >10 oiseaux.
• Utiliser le test du coefficient de corrélation de rang de Spearman (voir chapitre 2) ou le test apparié deWilcoxon pour
déterminer la signification des différences de dénombrements sur les transects dans les zones traitées et non traitées.
• Envisager l'hypothèse selon laquelle les changements d'abondance après traitement sont dûs à l'application du traitement.
Cartographie des territoires
C'est la méthode la plus précise pour surveiller la taille des populations; elle est adaptée à tous types d'habitats et porte sur
les parcelles d'étude les plus petites. Cependant, c'est également la méthode la plus longue et elle ne peut être appliquée qu'à
des espèces territoriales pendant la saison de la reproduction. Les mâles chantent pour identifier et défendre leurs territoires,
qui sont souvent clairement délimités. Les territoires des espèces présentant un intérêt sont cartographiés. Il faut générer un
code pour chaque espèce rencontrée (des exemples sont fournis enAnnexe, page 242). Une fois désignées, les abréviations des
noms des espèces ne doivent plus être modifiées. L'analyse des données collectées est assez compliquée et pour ceux que cette
méthode intéresse, il est fortement recommandé de se référer à Bibby et al. (1992), pages 42 à 65, avant de s'engager dans une
étude utilisant cette technique.
Des cartes détaillées à grande échelle, au minimum 1: 2500, sont utilisées pour tracer l'emplacement des oiseaux chanteurs ou
visibles et leurs mouvements.Tous les éléments caractéristiques évidents tels que les arbres, les étangs, les cours d'eau ou les
sentiers doivent être marqués sur la carte de la zone d'étude avant de commencer l'inventaire. Les parcelles de l'étude doivent
idéalement être rondes ou carrées; de longues parcelles ne sont pas appropriées parce que le rapport bords/surface est alors
trop élevé. Il faut choisir des zones d'étude relativement petites, la taille de la parcelle étant fonction de la facilité à la couvrir;
elle peut varier de 10 à 20 ha pour les bois relativement denses jusqu'à 50 à 100 ha pour les cultures ou les prairies boisées
ouvertes.
Il faut effectuer jusqu'à 10 visites pour établir les limites des territoires de tous les oiseaux avant le début du traitement et le
même nombre de visites après l'application du traitement. Le nombre de visites nécessaire dépend de leur durée et de la
richesse des espèces (plus il y a d'espèces, plus il faut de visites) à enregistrer au cours des visites. Lorsqu'il n'y a pas vraiment
de saisons (différences nettes de climat et/ou de photopériode à différents moments de l'année), les visites doivent être
organisées pendant les périodes de reproduction des espèces (par ex., pendant ou juste après la saison des pluies). Il est plus
difficile d'observer les oiseaux lorsque les arbres sont feuillus.
À chaque visite, l'observateur doit marcher lentement à l'intérieur des limites, à moins de 50 m de distance de celles-ci, dans
toute la parcelle, noter l'identité et l'activité des oiseaux présentant un intérêt et enregistrer les observations sous forme de
codes sur la carte. L'observateur doit se concentrer sur l'emplacement des oiseaux de même espèce qui peuvent être vus ou
entendus simultanément. Faire lever les oiseaux et réécouter les chants enregistrés aide à délimiter les territoires. Si les
territoires s'étendent au-delà des limites de la zone d'étude, il faudra probablement cartographier les territoires sur environ
100 m au-delà des limites, dans toutes les directions; la carte devra donc être élargie en conséquence.
236 R . D o u t hwa i t e e t C . D ewh u r s t
Une carte différente doit être préparée et utilisée pour les données collectées au cours de chaque visite sur la parcelle étudiée
(voir l'exemple de carte territoriale à la Figure 12.1 ci-dessous). Bien qu'un travail commencé tôt le matin donne des
informations plus rapidement (en réalité, il se peut que l'enregistrement des informations soit impossible en raison du grand
nombre de chants d'oiseaux), le moment de la journée et les conditions météorologiques sont moins cruciaux que pour les
stations d'écoute ou le dénombrement sur des transects. Il est important de marquer précisément l'emplacement des oiseaux.
La durée des visites dépend de l'endurance de l'observateur; dans tous les cas, il faut visiter toute la parcelle au moins une fois
à chaque visite.Chaque oiseau rencontré et les activités qui lui sont associées sont inscrits sur la carte en utilisant des symboles
préparés à l'avance (des exemples de comportements d'oiseau qui doivent être codés sont fournis en Annexe, page 242; ces
codes doivent être scrupuleusement respectés). Cette méthode convient à tous les types d'habitats. Dans un habitat boisé, on
peut observer seulement 2 ha environ en une heure, alors que dans un habitat ouvert, on peut observer jusqu'à 15 ou 20 ha
en une heure.
Le travail sur le terrain et l'analyse de la cartographie des territoires demandent beaucoup de temps, mais il en résulte des
estimations plus précises de la taille des populations par rapport au dénombrement sur les transects ou aux stations d'écoute.
Cette méthode convient pour étudier une espèce à la fois, à condition qu'elle soit territoriale (par ex., les grives, les tariers, les
parulines).
Idéalement, il faudrait effectuer un suivi sur deux parcelles traitées et deux parcelles non traitées. Cette méthode suppose que les
oiseaux vivent en couples et sur des territoires qui ne se chevauchent pas. Elle n'est pas fiable lorsque les oiseaux sont présents en
forte densité.
Les changements relevés après l'application du traitement peuvent être représentés par une diminution marquée du nombre
d'espèces d'oiseaux présentes ou par des changements de comportement, par rapport aux zones non traitées.
Limites Cette méthode demande beaucoup de temps; elle est donc coûteuse. Elle n'est pas utile pour les espèces qui vivent en
colonies ou en groupes dispersés. Elle suppose que les oiseaux vivent en couples dans des zones individuelles, c.-à-d. ne se
chevauchant pas, ce qui n'est pas souvent le cas.Même en suivant des directives normalisées, cette méthode est assez subjective
et dépend beaucoup de l'observateur. Elle perd en précision lorsque la densité des oiseaux est importante et ne convient que
pour des oiseaux en période de reproduction. Elle est donc soumise à la territorialité saisonnière.
Faune échantillonnée Une ou quelques espèces territoriales (par ex., les parulines, les tariers, les pies-grièches).
Procédure Les éléments observés sont directement reportés sur des cartes. S'efforcer de cartographier des éléments non
ambigus (par ex., des disputes territoriales) et de minimiser la collecte d'éléments ambigus (par ex., reporter le même oiseau
dans une autre zone de l'étude après avoir perdu sa trace).Des symboles devront être affectés à toutes les espèces rencontrées
et des symboles différents seront utilisés pour leur comportement. Cela pourra se traduire en une longue liste de symboles
(voir l'Annexe, page 242).
Données obtenues Cartes des limites territoriales avant et après le traitement ou entre les traitements. Les données peuvent
être difficiles à analyser, selon le nombre d'oiseaux dans les différentes zones (voir Bibby et al., 1992, avant toute étude). La
cartographie des territoires montrera comment les effets des pesticides affectent le nombre d'oiseaux et les limites de leurs
territoires. Si l'effet du traitement sur les espèces d'insectes est très important, les oisillons risquent également de mourir de
faim et les nids risquent d'être désertés.
Période d'échantillonnage Prévoir jusqu'à 10 visites du site au cours des 3 semaines précédant le traitement et 10 visites après
(c.-à-d. organiser une visite tous les deux jours pendant 3 semaines).
Matériel Des jumelles, un magnétophone enregistreur et des cartes sont nécessaires.
Personnel requis 1 ou 2 travailleurs formés mais non spécialisés; ils doivent être doués pour trouver les oiseaux et être capables
de reporter avec précision les données sur les cartes. Aucun véhicule n'est nécessaire, sauf pour atteindre le site à
échantillonner.
Les oiseaux 237
Analyse des cartes produites
Les données collectées sont reportées en fin de journée sur des cartes propres à chaque espèce; les cartes ainsi produites sont
nommées A, B, C, etc. Cela permet de voir la chronologie des observations. Chaque espèce est représentée sur une carte. La
carte du terrain apparaîtra très compliquée, mais sa complexité est réduite par la production d'une carte pour chaque espèce
(Marchant, 1983).Tous les territoires adjacents doivent être inclus dans la parcelle et il est tout à fait acceptable de s'aventurer
légèrement hors de la parcelle si des territoires adjacents sont rencontrés.
L'analyse des cartes territoriales nécessite la participation d'une personne qui a l'expérience de cette technique, en particulier
lors de l'analyse des territoires adjacents.
• Vérifier les cartes dès que possible, de retour au bureau, pour s'assurer que tous les symboles sont clairs; transposer les
données pour chaque espèce sur des calques à part. S'assurer qu'ils sont convenablement étiquetés.
• Lors de la transposition, substituer les codes d'espèce par des codes de visite.
• Utiliser les calques des espèces pour les visites suivantes afin de cartographier les limites territoriales.
• Décider si les éléments pour tracer des limites territoriales sûres sont suffisants ou s’il est nécessaire de prévoir d'autres
visites sur le terrain.
• Au terme de l'étude, examiner les changements territoriaux et déterminer si les changements observés dans les parcelles
traitées sont significativement différentes de ceux observés dans les parcelles non traitées.
• Des tests statistiques peuvent être utilisés pour tester les changements dans les territoires occupés par la même espèce
dans chaque zone (utiliser le test du χ2 ).
AUTRES MÉTHODES POUR ESTIMER L’ABONDANCE
La méthode de la cartographie des territoires combinée à la méthode des stations d'écoute a été utilisée pour suivre
l'abondance relative des traquets d'Arnott (Thamnolaea arnoti) le long de routes à l'intérieur et au-delà de zones traitées contre
les mouches tsé-tsé au Zimbabwe (Douthwaite, 1992b). Le chant enregistré a été joué en des points régulièrement espacés,
distants de 250 à 500 m, le long des routes et la réponse (et le dénombrement) de cette espèce a été relevée dans les 2,5
minutes qui suivaient.
Densité des nids
Cette méthode convient pour des zones traitées avec des insecticides rémanents ou des zones traitées annuellement avec des
insecticides ou des herbicides et pour lesquelles on suspecte des effets chroniques sur les populations d'oiseaux. Elle est
appropriée pour les oiseaux dont les nids sont bien visibles tels que les rapaces, les corbeaux, les tisserands, les guêpiers
coloniaux, les hérons ou les aigrettes. Cette méthode ne peut pas être utilisée si les nids sont camouflés ou cachés par les
oiseaux. À moins que le nid soit très visible et facilement identifié, ou bien aisément localisé en cherchant dans un habitat bien
précis, cette méthode risque d'être très longue et peu fiable.Avant de la tenter, il faut déterminer sa pertinence en évaluant
préalablement la zone.
238 R . D o u t hwa i t e e t C . D ewh u r s t
Figure 12.1: Exemple de cartographie des territoires rassemblant plusieurs cartes des visites (voir la fiche
méthodologique) (d'après Bird Census Techniques de Bibby, C.J., Burgess, N.D. et Hill, D.A. (1992) British
Trust for Ornithology et Royal Society for the Protection of Birds, reproduit avec la permission de l'Academic
Press, Londres.
Le nombre de nids par colonie, par kilomètre carré de terrain, par kilomètre de berge de rivière ou de rive de lac, peut être
contrôlé dans les zones traitées et non traitées à tout moment pendant la saison de la reproduction. Cependant, des assistants
locaux peuvent souvent être recrutés pour chercher les nids. Si tel est le cas, il est très important d'insister auprès d'eux pour
qu'ils n'endommagent pas, ni ne perturbent les nids, car les oiseaux ayant pondu pourraient facilement les déserter. Une autre
limite réside dans le fait que le travail ne peut être mené que pendant la période de reproduction, pour que les anciens nids
puissent être distingués des nouveaux, grâce à l'état des matériaux utilisés ou à l'état d'occupation des nids. En outre,
l'interprétation des résultats doit être faite avec prudence. Le caractère approprié de l'habitat peut varier d'une zone adjacente
à une autre et peut affecter la densité des nids (Douthwaite, 1992a, Hartley et Douthwaite, 1994); une densité élevée de nids
actifs peut indiquer un précédent échec de la reproduction plutôt que de bonnes conditions (Douthwaite, 1992c).
Limites Elles dépendent de la capacité à identifier et à estimer l'âge des nids.
Faune échantillonnée Espèces dont les nids sont aisément repérables.
Procédure Cartographier l'emplacement des nids et noter leur condition et leur contenu.
Données obtenues Densité des nids en fonction des traitements appliqués.
Période d'échantillonnage Elle dépend de l'ampleur estimée des effets des pesticides et de la durée de leur impact. Si les effets
sont importants, des recherches poussées doivent être effectuées 2 ou 3 semaines avant le traitement et 2 ou 3 semaines après.
Si les effets sont chroniques, des enquêtes annuelles ne seront valables que si elles sont menées pendant la saison de la
reproduction.
Les oiseaux 239
Matériel Jumelles. Du matériel d'escalade pour monter aux arbres ou sur les rochers sont nécessaires pour accéder aux nids
de certaines espèces (par ex., les oiseaux de proie, certains étourneaux ou pigeons).Attention: l'escalade d'arbres ou de rochers
ne doit être entreprise que par des personnes expérimentées.
Personnel requis Moyennement expérimenté mais avec une formation appropriée.
Les méthodes pour dénombrer les leks et les nids dans les colonies sont fournies par Gibbons et al. (1996).
Analyse des observations de densité des nids.
• Estimer une zone d'habitat approprié dans les zones traitées et non traitées.
• Calculer la densité des nids au kilomètre carré (ou, si les nids sont dans des colonies, le nombre de nids par colonie et/ou
la densité des colonies au kilomètre carré).
• Comparer la densité des nids dans les zones traitées et non traitées ou, si les nids sont dans des colonies, la taille moyenne
des colonies, en utilisant le test du χ2 .
• Si des différences apparaissent, on peut supposer qu'elles sont dues aux différences d'habitats entre les zones traitées et
non traitées. En fonction des observations faites au niveau des nids, on peut aussi supposer qu'elles sont dues à un échec
de la reproduction plus important dans l'une des deux zones.
Comportement alimentaire et régime
Les effets des pesticides se manifestent parfois indirectement, à travers des effets sur les disponibilités alimentaires. Les effets
des traitements sur les disponibilités alimentaires peuvent modifier le succès dans la quête alimentaire, la fréquence de
l'alimentation et le régime. Pour qu'on puisse les suivre, les espèces présentant un intérêt doivent être sédentaires, aisément
observables et doivent se nourrir d'éléments suffisamment gros, en vol ou perchés, pour pouvoir observer le succès. Le guêpier
nain et le martin-pêcheur pie ont tous deux été suivis avec succès en utilisant cette méthode dans le passé (Douthwaite, 1982;
Douthwaite and Fry, 1982). Si les espèces se nourrissent au sol ou sous un abri, ou bien si elles se nourrissent de petites proies,
ou sont dispersées, la continuité de l'observation sera interrompue et cette méthode ne pourra pas être utilisée.
Si les proies sont grosses, le régime peut être globalement déterminé directement par l'observation. Une analyse plus détaillée
consiste à examiner les boulettes régurgitées contenant os, poils ou exosquelettes d'arthropodes.Tirer sur des oiseaux pour
analyser le contenu de leur gésier peut être envisagé si cette mesure est jugée essentielle et à condition d'avoir les autorisations
nécessaires.Cette approche draconienne ne doit être envisagée que si elle est réellement indispensable et si c'est le seul moyen
d'obtenir des données autrement inaccessibles. Bien qu'un travailleur de terrain expérimenté puisse aisément localiser des
boulettes sur le sol, la collecte de boulettes de référence et les analyses qui en résultent sont laborieuses.
L'objectif doit être d'observer le comportement alimentaire de quelques individus d'une espèce insectivore ou piscivore
courante dans une zone traitée et de faire simultanément des observations dans une zone non traitée à proximité. Les
observateurs ne doivent pas nécessairement être des ornithologues, mais ils doivent être capables d'identifier les espèces
présentant un intérêt et ils doivent être de bons observateurs. Un véhicule, une motocyclette ou une bicyclette est préférable
car il augmente la mobilité et la capacité de l'observateur à trouver un nombre suffisant d'oiseaux à suivre.
Limites Capacité à suivre le comportement alimentaire et son succès de près. Le comportement alimentaire et son succès
varieront selon l'individu, le moment de la journée, les conditions météorologiques, la saison et l'habitat.
Faune échantillonnée Espèces courantes, sédentaires, relativement apprivoisées, insectivores ou piscivores (par ex., les guêpiers
nains, les martins-pêcheurs pie, les drongos).
Procédure Les données sont additionnées sur une période (par ex.,matin/après-midi/date), analysées par tentative d'alimentation,
résultat et type de proie.
Données obtenues Fréquence de l'alimentation, succès de l'alimentation et régime en fonction des traitements appliqués. Des
données seront également disponibles avant et après les effets des traitements.
Période d'échantillonnage Quelques jours avant et quelques jours après l'impact prévu.
Matériel Des jumelles et un chronomètre sont nécessaires.
Personnel requis Observateurs non expérimentés mais formés et motivés, équipés d'un véhicule.
240 R . D o u t hwa i t e e t C . D ewh u r s t
Analyse des observations des évaluations du comportement alimentaire.
• Additionner la durée totale des observations, le nombre de tentatives d'alimentation et le nombre de succès, ainsi que les
proies, par type, pour chaque période d'observation.
• Calculer la fréquence des tentatives d'alimentation, la fréquence de l'alimentation, la proportion des tentatives réussies et
la proportion des différentes proies constituant le régime pour chaque période d'observation. Exprimer les résultats avec
et sans les données "inconnues", pour indiquer la précision de l'estimation de l'échantillon.
• Si les échantillons sont petits, combiner les observations faites sur la journée.
• Tracer les résultats en fonction du temps et vérifier si de nets changements se sont produits dans la zone traitée peu après
l'application du traitement qui dépassent les variations observées durant la période précédant le traitement et qui sont
absents dans la zone non traitée.
• Utiliser les tableaux de contingences et les tests du χ2 pour vérifier les différences statistiques des données entre les zones
traitées et non traitées.
RÉFÉRENCES
BERTHOLD, P., FLIEGE, G., QUERNER, U. and WINKLER, H. (1986) Die Bestandsentwicklung von Kleinvogeln in
Mitteleuropa:Analyse von Fangzahlen. Journal für Ornithologie, 127: 377-439.
BIBBY, C.J., BURGESS, N.D. and HILL, D.A. (1992) Bird Census Techniques. London:Academic Press/British Trust for Ornithology
and Royal Society for the Protection of Birds.
DOUTHWAITE, R.J. (1980) Occurrence of birds in Acacia woodland in northern Botswana related to endosulfan sprayed for
tsetse fly control. Environmental Pollution, 22: 273-279.
DOUTHWAITE, R.J. (1982) Changes in Pied Kingfisher (Ceryle rudis) feeding related to endosulfan pollution from tsetse fly
control operations in the Okavango Delta, Botswana. Journal of Applied Ecology, 19: 133-141.
DOUTHWAITE, R.J. (1992a) Effects of DDT treatments applied for tsetse fly control on White-browed Sparrow-weaver
(Plocepasser mahali) populations in north west Zimbabwe. Journal of African Ecology, 30: 233-244.
DOUTHWAITE, R.J. (1992b) Effects of DDT treatments applied for tsetse fly control onWhite-headed Black Chat (Thamnolaea
arnoti) populations in Zimbabwe. Part I: population changes. Ecotoxicology, 1: 17-30.
DOUTHWAITE, R.J. (1992c) Effects of DDT on the Fish Eagle (Haliaeetus vocifer) population of Lake Kariba in Zimbabwe. Ibis,
134: 250-258.
DOUTHWAITE, R.J. (1995). Occurrence and consequences of DDT residues in woodland birds following tsetse fly spraying
operations in NW Zimbabwe. Journal of Applied Ecology, 32: 727-738.
DOUTHWAITE, R.J. and FRY, C.H. (1982). Food and feeding behaviour of the Little Bee-eater Merops pusillus in relation to
tsetse fly control by insecticides. Biological Conservation, 23: 71-78.
FOWLER, J. and COHEN, L. (1986) Statistics for Ornithologists. Guide No 22.Tring: British Trust for Ornithology.
GIBBONS, D.W, HILL, D. and SUTHERLAND,W.J. (1996) Birds. pp. 227-259. In: Ecological Census Techniques. A Handbook.
Sutherland,WJ. (ed.). Cambridge: Cambridge University Press.
HARTLEY,R.R. and DOUTHWAITE,R.J. (1994) Effects of DDT treatments applied for tsetse fly control on theAfrican Goshawk
in north-west Zimbabwe. African Journal of Ecology, 32: 265-272.
MARCHANT, J.H. (1983) BTO Common Birds Census Instructions.Tring: British Trust for Ornithology.
MCWILLIAM,A.N. (1994) Nocturnal animals. pp. 103-133. In: DDT in the Tropics:The Impact onWildlife in Zimbabwe of Ground-
spraying for Tsetse Fly Control. Douthwaite, R.J. and Tingle, C.C.D. (eds). Chatham, UK: Natural Resources Institute.
MULLIE,W.C. and KEITH, J.O. (1993) Locusticide impact on birds in northern Senegal. pp. 617-620. In: Proceedings of theVIII Pan-
African Ornithological Congress.
Les oiseaux 241
POUR EN SAVOIR PLUS
COLLAR, N.J., CROSBY M.J. and STATTERSFIELD, A.J. (1994) Birds to Watch 2. The World List of Threatened Birds. Cambridge:
Birdlife International.
EDWARDS, C.A. (1973) Persistent Pesticides in the Environment. Second Edition. Cleveland: CRC Press Inc.
GREAVES, M.P, SMITH, B.D. and GREIG-SMITH, P.W. (1988) Field Methods for the Study of Environmental Effects of Pesticides.
Proceedings of a Symposium Organized by the British Crop Protection Council, Churchill College Cambridge, 28-30 March
1988.Thornton Heath: British Crop Protection Council.
HART, A.D.M. (1990) Behavioural effects in field tests of pesticides. pp. 165-180. In: Pesticide Effects on Terrestrial Wildlife.
Somerville, L. andWalker, C.H. (eds). London:Taylor and Francis.
SOMERVILLE, L. andWALKER, C. H. (1990) Pesticide Effects on TerrestrialWildlife. London:Taylor and Francis.
242 R . D o u t hwa i t e e t C . D ewh u r s t
ANNEXE: EXEMPLES DE CODES D'ESPÈCE ET D'ACTIVITÉ
CODES D'ESPÈCE
Des exemples de codes (dans le format en usage au R.-U.) sont fournis ci-dessous pour certains oiseaux courants d'Afrique
de l'Est.Vous pouvez facilement élaborer le vôtre, mais conservez une copie sur papier des codes d'identification que vous
utilisez et/ou choisissez-les en vous assurant de ne pas utiliser deux fois les mêmes abréviations par inadvertance.
WFY = gobe-mouche de Fischer LBR = rollier à longs brins
HT = touraco de Hartlaub H = huppe
PK = martin-pêcheur pie YbH = calao à bec jaune
LBe = guêpier nain GH = bucorve
SM = coliou rayé CW = pic cardinal
CODES D'ACTIVITÉ
Ci-dessous figurent des descriptions d'activités d'oiseaux (modifiées à partir des symboles du Standard British Trust for
Ornithology (Bibby et al., 1992)) pour lesquelles des codes sont nécessaires. Pour les activités non mentionnées ci-dessous, des
codes peuvent facilement être choisis par l'observateur. Ces codes d'activité sont utilisés avec les codes d'espèce uniques
servant à identifier chaque espèce rencontrée.
• Données observées relatives à l'âge, au sexe ou, si nécessaire, au nombre d'oiseaux.Ne pas oublier d'enregistrer le nombre
de couples manifestes observés, en utilisant le code. (le code d'espèce est prédéfini selon le sexe et le nombre d'oiseaux vus)
• Jeune avec l'un des parents ou les deux parents auprès de lui. (le code d'espèce est suivi de ‘fam’)
• Adulte qui chante. (le code d'espèce est souligné)
• Adulte qui donne un signal d'alarme (ne chante pas) pouvant signifier son territoire. (le code d'espèce est souligné deux fois)
• Adulte qui chante à tue-tête. (le code d'espèce est entouré)
• Rencontre agressive entre deux oiseaux. (les codes d'espèce sont rapprochés et entourés d'un cercle brisé)
• Nid occupé (ne pas inscrire les nids vides). (le code d'espèce est précédé de ‘*‘)
• Oiseau adulte installé sur son nid. (le code d'espèce est précédé de ‘*‘ et suivi de ‘on’)
• Oiseau adulte transportant des matériaux pour son nid. (le code d'espèce est suivi de ‘mat’)
• Oiseau adulte transportant de la nourriture. (le code d'espèce est suivi de ‘food’)
• Oiseau adulte transportant des fèces. (le code d'espèce est suivi de ‘fcs’)
• Adulte qui chante en vol. (le code d'espèce est traversé d'une flèche et, si l'oiseau chante, est également souligné)
• Oiseau perché qui chante, puis s'envole. Non observé au sol. (le code d'espèce est entouré et suivi d'une flèche horizontale)
• Oiseau mâle qui vole vers la zone d'observation et s'y pose. (une flèche horizontale pointe vers le code d'espèce suivi du symbole
du mâle)
• Oiseau adulte qui se déplace entre deux perchoirs – si vous êtes sûr qu'il s'agit du même oiseau. (le code d'espèce est suivi d'une
flèche horizontale qui pointe vers le même code)
• Deux adultes qui chantent en même temps. (les codes sont entourés et reliés par des lignes en pointillés)
• Oiseau qui chante depuis différents perchoirs. (les codes sont entourés et, s'il est certain qu'il s'agit des mêmes oiseaux, sont reliés par
une ligne pleine)
• Deux différents enregistrements du même oiseau: cela se produit, par exemple, lorsque le parcours de l'inventaire traverse
de nouveau une zone déjà couverte. (les codes d'espèce sont entourés et les lignes qui les relient sont interrompues par un ‘?’)
Sur la carte des enregistrements journaliers, il est également important d'inscrire la vitesse du vent (par ex.,W3) en utilisant
l'échelle de Beaufort ou un anémomètre (voir chapitre 5 sur les paramètres environnementaux), la date et l'heure du
recensement et le nom de l'observateur. (D'après Ecological Census Techniques, A Handbook. Figure 1996 (ed.) reproduit avec
l'autorisation de Cambridge University Press.)
PETITS MAMMIFÈRES ET CHAUVES-SOURIS 13
Andrew N.McWilliam1
Natural Resources Institute, University of Greenwich at Medway, Central Avenue,
Chatham Maritime, Kent ME4 4TB, R-U.
INTRODUCTION
La diversité et l’abondance des ‘petits mammifères’ et des chauves-souris sont particulièrement importantes dans le monde.
Les ‘petits mammifères’ (principalement les rats, les souris, les campagnols et les musaraignes) comptent plus de 1500 espèces
(ordre des Rodentia et des Insectivora), et les chauves-souris (ordre des Chiroptera) comptent plus de 1000 espèces.
Vu leur abondance et leur dépendance vis-à-vis des plantes ou des insectes dont ils se nourrissent, ces deux groupes sont des
victimes non cibles des pulvérisations de pesticides et des sources potentielle d’empoisonnement secondaire pour leurs
prédateurs (oiseaux ou autres mammifères). Les petits mammifères et les chauves-souris insectivores sont plus exposés à un
empoisonnement dû à des proies contaminées. Les effets sub-létaux sur l’état corporel et la reproduction sont également plus
visibles chez eux, car leur métabolisme plus élevé les force à ingérer chaque jour presque l’équivalent de leur propre poids en
insectes. De plus, les pesticides ont sur ces animaux des effets indirects, via la réduction du nombre de leurs proies.
En dépit de leur intérêt écologique évident, le mode de vie discret et nocturne des populations de petits mammifères et de
chauves-souris signifie que leur suivi est difficilement faisable par la simple observation, mais requiert l’utilisation de pièges et
de techniques spécialisées de détection. La plupart des habitats abritent des espèces des deux groupes et peuvent servir
d’indicateurs écologiques pour les populations et même pour les communautés dans divers habitats des zones tropicales. Les
populations de rongeurs et de musaraignes ont une densité élevée et occupent des superficies relativement peu étendues, ce
qui facilite le piégeage et le suivi. Le suivi des chauves-souris insectivores permet d’évaluer les effets de pesticides appliqués
sur de plus vastes superficies dans le cadre de lutte contre les ravageurs à grande échelle. Par exemple, dans le projet
Boxworth, les mulots sylvestres ont servi d’indicateurs pour différents protocoles d’utilisation de pesticides sur cultures
céréalières (Johnson et al., 1991a, b) et une communauté de chauves-souris tropicales a servi de groupe indicateur clé pour le
suivi des impacts sur les petits mammifères, lors d’une pulvérisation de DDT à grande échelle pour lutter contre les mouches
tsé-tsé au Zimbabwe (McWilliam, 1994).
Même si les ressources sont disponibles, les décisions quant à la taille et à l’étendue de programmes de suivi dépendent de
nombreux facteurs: toxicité et rémanence des pesticides, taux d’application/de décomposition et exposition pour la faune non
cible. De même, l’exposition et l’effet sur les organismes non cibles sont influencés par les variations saisonnières du climat et
de l’habitat et les différences de sensibilité selon l’espèce, le sexe et la classe d’âge. Par exemple, les femelles chauves-souris en
phase de reproduction sont capables de produire des doses létales de métabolites du DDT, fortement rémanents, dans le lait
dont elles nourrissent leurs petits (et ce n’est bien entendu pas le cas des mâles). Des mulots sylvestres adultes, marqués
individuellement, morts empoisonnés après 2 à 4 jours d’épandage de granulés de méthiocarbe anti-limaces dans les champs
à l’automne, ont rapidement été remplacés par des juvéniles venant d’habitats adjacents.
En général, le suivi des populations de petits mammifères est conduit par des spécialistes de l’identification et de
l’échantillonnage. Cependant, ces animaux nécessitant d’être manipulés individuellement, ils peuvent être simplement marqués
puis relâchés et ainsi fournir des données valables sur l’impact des pesticides sur des périodes données et des zones
géographiques diverses. Ce chapitre présente les protocoles et les analyses que les responsables de programmes peuvent
utiliser lors des évaluations des impacts environnementaux des traitements chimiques sur les groupes non cibles.
1Adresse: The Macaulay Institute, Craigiebuckler, Aberdeen AB15 8QH, R-K. a.mcwilliam@macaulay.ac.uk
244 A .M cW i l l i am
EFFETS DES PESTICIDES
Les quatre principaux groupes de pesticides auxquels les petits mammifères non cibles risquent d’être confrontés sont les
suivants: organochlorés, organophosphorés, carbamates et pyréthrinoïdes. En général, toute investigation sur les impacts des
insecticides organochlorés nécessite une période prolongée d’étude car ces produits (DDT et dieldrine) ont une vie résiduelle
de plusieurs années et, étant solubles dans les matières grasses, ils s’accumulent dans la chaîne alimentaire. C’est la raison pour
laquelle les taxa situés à un niveau trophique plus élevé (ex: insectivores ou petits mammifères prédateurs et chauves-souris)
sont particulièrement en danger. De plus, les pesticides organochlorés, comme la dieldrine et l’endosulfan, ayant une toxicité
aiguë quand ils sont ingérés (par la nourriture ou le toilettage mutuel), les intervalles d’échantillonnage doivent être
suffisamment courts pour identifier la mortalité post-traitement. C’est le cas, par exemple, lors des pulvérisations en couverture
totale d’endosulfan qui est moins rémanent dans l’environnement (demi-vie entre 20 et 100 jours) et qui est excrété par
l’organisme en quelques jours.
Bien que les organophosphorés et les carbamates ne génèrent pas de bioaccumulation, ils sont très toxiques pour les vertébrés,
car ce sont des neurotoxiques inhibant la production de cholinestérase, une enzyme nécessaire à la transmission de l’influx
nerveux. Les pyréthrinoïdes sont peu rémanents, avec des demi-vies se comptant en semaines, et sont rapidement métabolisés
par l’organisme des mammifères. Ils ont cependant des effets aigus et sont des neurotoxiques qui perturbent la circulation du
sodium dans les fibres nerveuses. Les études visant à estimer les effets de ces groupes moins rémanents de pesticides se
focalisent sur la détection immédiate de la mortalité post-traitement et se comptent en jours et en semaines plutôt qu’en mois
et en années, comme pour les pesticides organochlorés rémanents. Bien que les insectivores soient plus susceptibles d’être
touchés par un empoisonnement secondaire dû à l’ingestion d’insectes contaminés, les petits mammifères herbivores ou
granivores doivent également être suivis quand leurs sources d’alimentation sont traitées (ex: champs de maïs ou savanes
arborées).
DISPOSITIF EXPÉRIMENTAL
Il est difficile de fournir des instructions très précises, car les objectifs des études, les environnements et les ressources
opérationnelles sont très variables. Cependant, les études des impacts des pesticides sur la faune non cible consistent à
comparer l’abondance en espèces et la structure des populations, soit entre un site traité et un site témoin, soit avant et après
le traitement sur un même site.
Les parcelles étudiées doivent être suffisamment vastes pour permettre le suivi de la faune: un minimum de 1 km2 sur les
grandes zones traitées pour les petits mammifères et de 10 km2 pour les chauves-souris insectivores. Dans les deux cas, il est
capital d’effectuer des échantillons répétés (aléatoires ou stratifiés) pour obtenir une estimation de la variation naturelle entre
les traitements. Il est également nécessaire, pour le calcul statistique, d’avoir au moins 3 sites différents lors de la comparaison
avant et après traitement et au moins 3 sites traités et 3 sites témoins lors d’une comparaison entre sites.
Dans ce dernier cas, la sélection du site est une étape cruciale, car la parcelle témoin et la parcelle traitée doivent être
soigneusement appariées pour limiter toute variation incontrôlée (c’est-à-dire qu’il faut comparer des choses comparables).
Pour réduire la variation due aux différences de durée d’échantillonnage, la parcelle témoin et la parcelle traitée doivent
idéalement être échantillonnées simultanément. Elles doivent donc être suffisamment proches pour réduire les temps de
transport, mais suffisamment éloignées pour éviter la contamination ou l’échange de populations. Si l’application de pesticides
qui nécessite le suivi n’est ni homogène, ni distribuée uniformément dans l’environnement, le dispositif expérimental devra se
tourner vers les recensements ponctuels. Par exemple, si le suivi concerne des termitières en savane ou sur des terres agricoles,
la technique des échantillons répétés sera adoptée.
Lors de comparaisons avant et après le traitement, il est important d’avoir une période d’échantillonnage adéquate avant le
traitement pour estimer la variation naturelle de l’abondance ou de la composition de la population. Ce point pose
effectivement un problème lors des évaluations des opérations d’urgence, mais, pour la plupart des études portant sur les
mammifères, il est recommandé de prévoir un minimum de 4 semaines et au moins 3 périodes d’échantillonnage.
Petits mammifères et chauves-souris 245
En pratique, le calendrier et la durée de l’étude dépendent de la nature du produit chimique (degré de toxicité et rémanence)
et du déroulement des applications (cycles de traitement réguliers et répétés ou une seule application). Cependant, quand les
mammifères sont utilisés comme indicateurs, il est important de prendre en compte la nature saisonnière de leurs cycles
biologiques qui peut influencer l’interprétation des données. De nombreux petits mammifères et chauves-souris ont des cycles
de reproduction saisonniers, ainsi que des périodes d’inactivité relative (hibernation pendant l’hiver ou torpeur pendant la
saison sèche) qui déterminent les valeurs de l’abondance relative. Il est particulièrement important de considérer ces
fluctuations naturelles lors des comparaisons avant et après le traitement ou de toute opération de suivi. Par exemple, les tailles
des populations de petits mammifères à nombreuses portées augmentent fortement quand les jeunes commencent à se
déplacer: cette caractéristique peut masquer la mortalité due aux pesticides si la pyramide des âges est négligée dans l’étude.
Il faut en général des semaines ou des mois d’étude pour déterminer la sévérité de l’impact d’un pesticide et/ou le
rétablissement des populations de mammifères. Les précautions particulières à prendre lors des suivis à long terme dépendent
de:
• l’échelle du traitement chimique, qui peut être de grande envergure en agriculture ou lors d’épidémies et donc réduire les
chances de rétablissement des populations locales par immigration;
• la présence d’espèces ou d’habitats protégés devant être sauvegardés.
Les enquêtes portant sur les petits mammifères exigent parfois de nombreuses personnes et ressources, particulièrement lors
des opérations de lutte d’urgence à grande échelle (pulvérisation aérienne contre les acridiens) et nécessitent le suivi simultané
du site témoin et du site traité. En règle générale, un nombre minimum de 4 personnes est requis, même en pratiquant
l’échantillonnage du site témoin et du site traité sur des jours alternés. Une division efficace du travail consiste à former une
équipe avec une personne qui enregistre les données, une qui relève les pièges, une qui manipule/mesure les animaux et une
qui regarnit les pièges d’appâts.
MÉTHODES DE SUIVI
Bien que des techniques sophistiquées utilisant un balisage radio soient maintenant disponibles pour étudier les petits
mammifères, elles sont généralement trop coûteuses et demandent trop de main d’œuvre pour être applicables à l’évaluation
des animaux non cibles dans les tropiques, sauf si elles sont imposées par le suivi d’espèces rares ou en danger. Kenward (1987)
propose une introduction pratique sur ce sujet.
L’approche la plus communément employée pour évaluer l’impact des pesticides sur les petits mammifères est la méthode CMR
de capture-marquage-recapture à l’aide de pièges Longworth ou Sherman munis d’appâts. Les dispositifs en quadrillage, bien
que nécessitant une main d’œuvre abondante, sont préférables aux lignes de piégeage pour les études à long terme car ils
permettent de comparer, sur des parcelles expérimentales, le taux de survie, la densité de population et les territoires des
individus marqués, avant et après le traitement avec des zones témoins appariées.
Carrés de piégeage
La conception du programme de piégeage en termes de durée, nombre et densité de pièges, dépend entre autres du type
d’habitat, de la densité et de l’abondance des petits mammifères et de la logistique. Les recommandations fournies dans ce
document proviennent de la littérature disponible sur le suivi de la réponse des petits mammifères aux impacts
environnementaux, tels que les applications de pesticides (Douglass, 1989; Flowerdew, 1988; Greig-Smith et Westlake, 1988;
Johnson et al., 1991a, b;Tarrant et al., 1990). Elles sont à adapter aux différentes situations de terrain.
246 A .M cW i l l i am
Schéma d’échantillonnage
La grille utilisée doit être carrée pour en faciliter le marquage et l’analyse. Il est recommandé d’utiliser une grille de 10 x 10
points en espaçant les points tous les 5 m dans les prairies, tous les 10 ou 15 m en zones boisées et tous les 20 m en terres
agricoles. Il est cependant possible d’utiliser une grille moins dense sur une plus longue période pour obtenir des taux de
piégeage comparables. Deux pièges au moins sont placés à chaque point pour réduire la probabilité qu’un animal visite un piège
déjà occupé. La taille des pièges est adaptée à l’espèce étudiée. En général, des pièges supplémentaires devront être placés à
chaque point si plus de 50 à 60 % des pièges ont permis d’attraper des animaux.
Dispositif expérimental
Pour distinguer les effets du traitement sur les populations des influences dues à l’environnement, il convient de placer
simultanément deux carrés de piégeage minimum avant et après le traitement, un sur le site expérimental et un sur le site
témoin (sites appariés). Le type d’habitat, ainsi que la composition et la structure de la végétation doivent correspondre aussi
étroitement que possible entre les sites appariés, qui doivent être séparés par une distance suffisamment grande pour éviter
une contamination de la zone témoin par la dérive de pulvérisation. Chaque site apparié est ainsi son propre témoin: toute
modification des populations dues à l’environnement dans le bloc témoin ne peut être confondue avec l’effet du traitement
chimique dans la zone traitée. Cependant, si le nombre de pièges disponibles le permet, il est conseillé d’obtenir des échantillons
répétés, surtout dans le cas d’opérations touchant une grande variété d’habitats ou utilisant de nombreux protocoles de
traitement. Cette précaution permet de valider et d’extrapoler les résultats obtenus dans les différents sites. Avec des
ressources limitées, il est préférable de constituer deux grilles répétées de 7 x 7 au lieu d’une seule grille de 10 x 10 points,
les deux systèmes requièrent en effet environ 200 pièges.
Bien que la durée des périodes d’échantillonnage avant et après le traitement résulte d’un compromis entre les ressources
disponibles et les objectifs de l’étude, il existe des exigences minimales qui doivent être respectées. Pour assurer le marquage
de (presque) toute la population présente sur la grille et la recapture de suffisamment d’individus pour établir leurs territoires
avant le traitement, il faut au minimum 8 jours de piégeage (1600 pièges-nuits avec 2 pièges par point sur une grille de 10 x 10).
Idéalement, cette opération est effectuée au cours de 2 campagnes de 4 nuits, au moins une semaine avant l’application et sur
les 4 journées qui précèdent immédiatement le traitement pour faire la distinction entre les animaux de passage et ceux qui
résident dans la zone. De même, il est recommandé de mener 2 campagnes de suivi post-traitement: un piégeage commençant
2 jours après l’application, pour détecter toute mortalité immédiate, et une enquête de suivi au moins 1 semaine après le
traitement. Le temps disponible pour le suivi lors des luttes contre les ravageurs étant souvent limité par des considérations
opérationnelles, il est cependant possible d’obtenir des différences significatives entre les individus ayant survécu dans la grille
témoin et la grille traitée, même si le piégeage est restreint à une campagne unique de 7 jours avant et après le traitement.
Dans la mesure du possible, le programme de piégeage devra coïncider avec les phases de nouvelle lune, car les prises sont
plus rares à la clarté lunaire. Quatre campagnes de piégeage (1 par semaine sur 1 mois) avant le traitement et 4 campagnes
après celui-ci procurent des données de meilleure qualité.
Analyse des données
Ces études visent à obtenir la proportion d’individus résidants survivant au traitement, par rapport à ceux toujours vivants, au
bout de la même période, dans la grille témoin appariée. Ces chiffres sont aisément analysés par traitement statistique non
paramétrique, comme le test du χ2.
Une méthode graphique permet d’illustrer l’impact de l’application d’un produit chimique en traçant le nombre cumulé de
captures et d’individus en fonction de l’effort de piégeage cumulé (en nombre de pièges-nuit).Tout changement de direction
des courbes peut alors être lié au traitement. De plus, si la courbe du nombre d’individus atteint un plateau, l’asymptote indique
la taille de la population. Il est recommandé de tracer les données quotidiennement pour donner une indication de l’effort
d’échantillonnage encore à fournir pour échantillonner la plupart de la population résidente.
Petits mammifères et chauves-souris 247
Pour faciliter les comparaisons avec d’autres études ou entre les sites et les périodes d’échantillonnage, il est intéressant de
calculer certains indices de taille de la population et de succès de capture. Bien que les estimations de la taille de la population
puissent découler de la proportion d’individus marqués par rapport à ceux qui ne le sont pas lors de piégeages successifs, la
réalité contredit souvent cette hypothèse (Montgomery, 1987). En conséquence, la détermination du nombre minimum
d’animaux vivants dans la grille pendant la période d’échantillonnage est une mesure plus fiable de la taille de la population
quand la plupart des animaux a pu être capturée (ce qui nécessite des taux de recapture élevés). Un autre indice de
comparaison utilisé pour surmonter les légères différences constatées dans l’effort de piégeage entre les périodes ou les sites
d’échantillonnage est le nombre de captures par piège-nuit (obtenu en divisant le nombre d’animaux capturés par le nombre
de pièges utilisé et le nombre de nuits de piégeage). Bien qu’il soit toujours possible d’affiner le calcul (Gurnell et Gipps, 1989),
les densités de population sont obtenues en divisant la taille de la population dans chaque grille par la superficie de la grille.
Ligne de piégeage
La ligne de piégeage est une méthode permettant de couvrir de plus grandes superficies et avec une moindre densité de pièges
que la grille. Elle consiste à placer des pièges à des distances égales le long de transects dans un habitat.
Schéma d’échantillonnage et dispositif expérimental
Développée pour l’échantillonnage de vastes champs cultivables pour le projet Boxworth, cette technique consiste à tracer des
lignes de 10 points espacés de 20 m avec 2 pièges à chaque point. Des lignes sont placées à une densité d’1 ligne de pièges
pour 2 ha (chaque ligne de 200 m est distante de 100 m de la suivante). Elles peuvent être laissées 2 jours dans le cas d’une
approche moins exigeante en main d’œuvre. Le côté aléatoire et répété de l’échantillonnage est garanti par l’utilisation de 5
lignes de pièges dans un site d’étude de 10 ha (soit 100 pièges): l’emplacement de la première ligne est choisi au hasard dans
le premier bloc de 2 ha et les autres lignes sont placées à égale distance les unes des autres. Pour limiter les effets des
conditions météorologiques, les lignes de pièges pourront être placées au hasard sur différents blocs de 2 jours pendant la
période d’échantillonnage. Une zone témoin séparée doit faire l’objet d’un suivi similaire et un minimum de 2 campagnes avant
le traitement et deux campagnes après celui-ci, chaque campagne s’étalant sur 2 jours complets et 2 nuits complètes, peut être
effectué sur 2 semaines, si le temps est limité. Il est cependant recommandé de débuter la première campagne post-traitement
2 jours après l’application, pour donner aux effets du traitement le temps de se faire ressentir, et de débuter la seconde
campagne de piégeage quelques jours après la première, soit par exemple 7 jours après l’application.
Analyse des données
Les traitements peuvent également être comparés par le test du χ2 appliqué sur les nombres d’individus capturés par piège-
nuit (100 pièges-nuits) et la proportion d’animaux recapturés après le traitement. L’indice de densité est calculé en établissant
la somme des captures des individus pendant la première campagne de 2 jours pour toutes les lignes de pièges, puis en divisant
le chiffre obtenu par la superficie d’échantillonnage couverte. Dans les études à long terme qui mettent en œuvre les grilles et
les lignes de piégeage, l’indice de densité peut être étalonné à l’aide de la densité de population réelle trouvée dans les grilles
(Flowerdew, 1988).
CONSIDÉRATIONS PRATIQUES
L’exploitation efficace des méthodes décrites plus haut nécessite une bonne compréhension du piégeage des petits mammifères
vivants (Gurnell et Flowerdew, 1994;Wilson et al., 1996). Gurnell et Flowerdew donnent dans leurs ouvrages des indications
précieuses sur la manière de consigner les données et d’analyser les résultats, il est conseillé d’adopter les fiches de relevé et
les tableaux récapitulatifs qu’ils proposent.
Traçage des grilles
Les angles droits de la grille doivent être calculés à l’aide d’un compas à prismes et les distances séparant les pièges sont
mesurées à l’aide d’une chaîne d’arpenteur de 30 m. Les points où sont positionnés les pièges sont repérés à l’aide de piquets
de balisage ou de bâtons de 2 x 2 cm coupés pour rester visibles juste au dessus de la végétation (environ 1 m dans les prairies
en zone tropicale). Une fois une ligne de piquets établie sur un côté de la grille, les autres points sont alignés à vue, après mesure
de l’intervalle correct. Un numéro est assigné aux piquets et aux pièges qui leurs sont associés, ce numéro est inscrit à l’aide
d’un feutre marqueur indélébile, il permet d’enregistrer les positions des animaux et d’en dresser des cartes.
248 A .M cW i l l i am
Pièges
Les pièges Longworth et Sherman sont des modèles adaptés à la capture des animaux vivants, ils sont légers et fabriqués en
aluminium. Cependant, lorsque le volume de transport est limité ou lors du suivi environnemental en zones tropicales éloignées,
l’utilisation des pièges Sherman pliants est recommandée (voir illustration sur la fiche méthodologique). Ces pièges existent en
plusieurs tailles et capacités et peuvent être transportés à plat dans des boîtes en contreplaqué fournies avec les pièges
(www.shermantraps.com).
Les pièges Longworth sont plus solides car composés de deux parties: le tunnel avec son mécanisme de déclenchement intégré
et le corps du piège séparé (voir illustration sur la fiche méthodologique). Gurnell et Flowerdew (1994) fournissent de plus
amples informations sur le fonctionnement de ces pièges et les endroits où ils peuvent être achetés.
Les pièges sont placés à 1 m des piquets de balisage et leur emplacement améliore le succès de piégeage: il est conseillé de les
placer avec la porte au ras du sol, le long des passages, dans l’herbe ou près des touffes d’herbes. Dans les zones boisées ou
en présence de végétation composée d’arbustes, les pièges sont placés le long de branches tombées ou de souches, ils sont
toujours placés à l’ombre. Une fois la position du piège choisie le premier jour, le piège est laissé en place tout en vérifiant que
le mécanisme de déclenchement n’est pas bloqué par un appât ancien ou de la végétation. Les pièges sont vidés tous les matins
et l’appât est remplacé comme requis.
Appâtage
On peut encourager les animaux à pénétrer dans les pièges en y plaçant de la nourriture. Un mélange qui a fait ses preuves
dans les tropiques consiste en 1 part de raisins secs, 2 parts de beurre de cacahuète et suffisamment de flocons d’avoine pour
donner au mélange la consistance du mastic. Une boule de ce mélange est placée au fond du piège ou juste à l’extérieur du
piège si un préappâtage est requis (le préappâtage consiste à placer un appât pendant 1 à 3 jours en laissant la trappe du piège
ouverte pour familiariser les animaux avec la présence des pièges). Cette méthode n’est pas recommandée lors d’essais de
terrain lorsque le temps est limité, mais elle peut être nécessaire dans les prairies, pendant la première campagne avant la
pulvérisation, pour limiter l’évitement des pièges, en particulier par les campagnols, lors des comparaisons des taux de capture
avec les périodes post-traitement.
Entretien
On doit vérifier le contenu des pièges au moins deux fois par jour: tôt le matin, pendant les 3 premières heures de l’aube, avant
les heures chaudes de la journée afin de minimiser le stress dû à la chaleur (cette visite permet aussi de renouveler les appâts)
et en fin d’après midi, avant le crépuscule (pour éventuellement retendre les pièges et remettre des appâts pour la capture de
nuit). La litière n’a pas été jugée indispensable dans les tropiques, mais, si les températures tombent en dessous de 10 ºC, il sera
nécessaire de placer de l’herbe sèche, du foin, du papier ou de la bourre de coton au fond des pièges.
Dans les tropiques, l’expérience montre qu’il faut placer des appâts frais tous les deux jours, car ils tendent à se dessécher à
de fortes températures ou à être consommés par les insectes. Le mélange raisins secs/flocons d’avoine peut être rafraîchi et
réutilisé par l’adjonction de beurre de cacahuète. Une manière commode de fabriquer et de transporter l’appât est d’utiliser
des seaux de plastique munis de couvercles étanches.
MANIPULATION DESANIMAUX
Les petits mammifères doivent être manipulés avec soin. Une formation dispensée par un expert est indispensable avant
d’entreprendre une telle activité. Les pièges occupés sont vidés dans de grands sacs de toile solides, d’au moins 20 x 30 cm, à
fermeture par cordelette. Le sac est ensuite transporté au bout d’un bâton par la cordelette jusqu’au véhicule ou au camp de
base pour identification, classement, mesure et marquage du spécimen. Il suffit en général d’ouvrir l’une des trappes du piège
et de faire glisser l’animal doucement dans le sac. L’animal est ensuite maintenu dans l’ouverture du sac à l’aide de gants ou
d’un autre sac pour faciliter son examen sur une surface plate.Toutes les précautions doivent être prises pour ne pas étouffer
l’animal en le serrant trop fort lorsqu’on essaie d’éviter les morsures. Il est conseillé de tenir les animaux par la peau du cou,
entre le pouce et l’index, les doigts fermement positionnés à la base du crâne pour empêcher l’animal de se tourner et de
mordre.
Petits mammifères et chauves-souris 249
Identification
Les espèces sont identifiées à l’aide de guides de terrains et de clés taxonomiques. Si l’identification de certaines espèces pose
problème, et c’est souvent le cas dans les habitats tropicaux, les animaux sont décrits et un numéro d’indentification temporaire
leur est assigné en attendant d’obtenir de la part des autorités l’autorisation de les envoyer à un expert. Il est inutile d’aller au-
delà de cette étape sans une formation dispensée par un mammologiste. Si besoin est, les animaux sont tués en les mettant au
contact avec un coton hydrophile imbibé de chloroforme ou d’éther pendant 10 à 15 minutes dans le sac en tissu de collecte
et dans un sac plastique hermétique. Cette méthode permet de prélever les ectoparasites qui seront ensuite conservés dans
de l’alcool à 70 %. La conservation des spécimens, dans de l’alcool à 70 % ou du formol à 10 % en cas de recherche de résidus,
est facilitée en pratiquant une incision longitudinale dans la cavité abdominale et en perforant le diaphragme jusqu’aux poumons.
Les dents sont une caractéristique taxonomique importante: il est conseillé de maintenir la gueule du spécimen ouverte à l’aide
d’un petit bâton avant de le conserver. Chaque spécimen doit toujours porter une étiquette mentionnant le nom de l’opérateur,
l’emplacement et la date de sa capture, son sexe et ses mensurations (poids, longueur totale (de l’extrémité du museau à la
dernière vertèbre caudale), longueur de la queue (de la base de la queue à l’extrémité de la dernière vertèbre caudale), longueur
du pied postérieur (de l’extrémité du doigt le plus long au talon) et longueur de l’oreille (de la base, brèche de l’oreille, à la
marche la plus éloignée du pavillon). Les travaux de Yates et al. (1996) donnent les détails pratiques sur la préparation des
spécimens conservés à des fins taxonomiques.
Mesure
Un jeu de pesons à ressort ‘Pesola’ (50 g, 100 g, 300 g, 1,5 kg) permet le pesage des animaux (à se procurer auprès du BTO,
www.bto.org). La méthode la plus pratique consiste à peser l’animal dans le sac de collecte puis à soustraire du poids obtenu
le poids du sac seul. Les petits animaux sont pesés dans un sac léger de polythène. Une baisse sévère du poids corporel indique
une modification de l’état dû aux pesticides, qui agissent soit directement, soit indirectement par la disparition des proies.
Une règle métallique de 30 cm suffit dans la plupart des cas pour effectuer les mesures, mais une meilleure précision est
obtenue par l’utilisation de pieds à coulisses (disponibles au BTO, qui fournit également les sacs de tissu, - à faire confectionner
par les tailleurs locaux dans les tropiques). Les mesures standard indiquées facilitent l’identification et doivent être consignées
dès les premières captures, car elles permettent de différencier les espèces.
Stade de maturité sexuelle
Le sexe des animaux et leur âge sont déterminés, ils sont pesés avant le marquage, puis relâchés. La distinction entre les adultes
et les juvéniles se base sur l’observation de la taille, de la couleur du pelage (très gris chez les juvéniles) et du stade de maturité
sexuelle (testicules descendus dans le scrotum chez le mâle adulte, et les femelles adultes peuvent être reconnues par la
gravidité ou les mamelles bien visibles chez les femelles allaitantes). Les femelles juvéniles se reconnaissent à la présence d’un
vagin intact, recouvert d’une membrane. Gurnell et Flowerdew (1994) proposent un guide de détermination des stades de
maturité sexuelle chez les rongeurs.
Marquage
Pour les études de terrain à court terme ne durant que quelques semaines, le marquage du pelage aux ciseaux est la méthode
qui perturbe le moins les animaux: elle consiste à couper des poils sur différentes parties du corps. Les combinaisons ainsi
obtenues fournissent un ensemble d’identifications individuelles. Par exemple, 6 découpes sur les épaules droite et gauche, les
flancs et l’arrière-train à gauche et à droite (ex: notés A à F) donnent 41 marques possibles pour chaque sexe de chaque espèce
(voir Gurnell et Flowerdew, 1994, Figure 3). Si le pelage repousse sur les animaux recapturés, la découpe est renouvelée. Pour
les études à long terme, l’utilisation de colliers cause le moins de perturbations: ils consistent en billes d’acier inox sur lesquelles
sont fixées des anneaux métalliques numérotés ou colorés (la construction et l’utilisation de ce type de collier sont indiquées
dans les ouvrages de Rudran (1996)).
250 A .M cW i l l i am
ANALYSE BIOCHIMIQUE ETANALYSE DE RÉSIDUS
L’exposition des animaux aux pesticides peut être directement évaluée en prélevant des échantillons de tissus pour envoi dans
un laboratoire qui pratique des analyses biochimiques et des analyses de résidus. Ces deux types d’analyse requièrent une
bonne qualification et elles sont coûteuses, mais elles sont indispensables pour confirmer l’exposition aux traitements
chimiques. Avant d’effectuer l’analyse de résidus, il faut pratiquer les autopsies et déterminer les effets pathologiques ou
histologiques sur tout animal agonisant ou mort découvert après la pulvérisation (Tarrant, 1988). Les animaux ainsi trouvés sont
enveloppés dans des feuilles d’aluminium doubles puis congelés immédiatement sur le terrain à l’aide d’un congélateur portable
(voir chapitre 6). Les autopsies seront limitées si les spécimens ne peuvent être congelés, mais les organes tels que le foie ou
le cerveau, ainsi que les carcasses ou les tubes digestifs stockés dans des récipients en aluminium contenant du formol à 10 %
permettent l’analyse de résidus.
Analyse biochimique
L’exposition aux produits chimiques entraîne des modifications biochimiques dans le sang. Par exemple, la mort due aux
pesticides organophosphorés ou au carbamate se produit par asphyxie, par tétanie du diaphragme résultant d’une stimulation
excessive du système nerveux central. Ce phénomène est dû à l’accumulation d’acétylcholine suite à l’inhibition de
l’acétylcholinestérase.
Les expositions sub-létales à des niveaux relativement bas de pesticides peuvent dorénavant être estimées chez les oiseaux et
les mammifères non cibles (de même que chez les humains concernés par l’application) par la mesure du degré d’inhibition de
l’estérase dans le sérum sanguin (Thompson and Walker, 1994). Cette méthode de prélèvement indolore a été expérimentée
avec succès chez les petits mammifères lors du projet Boxworth au Royaume-Uni, mais les ressources techniques nécessaires
sont considérables. De plus, la nécessité d’obtenir des données de référence fiables grâce à un large échantillonnage des espèces
témoins avant la pulvérisation limite l’utilité de cette méthode dans les habitats où les espèces non cibles sont difficiles à
attraper. Le degré d’inhibition de l’estérase est également fortement influencé par la durée écoulée depuis l’exposition et il
varie d’une espèce à l’autre et d’un individu à l’autre. En conclusion, les contraintes logistiques posées par le travail de terrain
dans les tropiques et les limitations pratiques de cette méthode excluent cette approche pour détecter les expositions, à moins
qu’elle ne s’inscrive dans un projet de recherche à long terme. Il est préférable de conserver les animaux non cibles morts ou
les animaux capturés dont le comportement indique un empoisonnement pour les envoyer au laboratoire à des fins d’analyse
de résidus.
MÉTHODES D’ENQUÊTE POUR LES CHAUVES-SOURIS
Les chauves-souris insectivores sont communes dans de nombreuses zones tropicales, même si leur abondance dépend
largement de la disponibilité en insectes. Elles forment ainsi un excellent groupe indicateur pour le suivi de la santé des habitats
après l’application d’un produit chimique. Leur présence la nuit est déterminée à l’aide de méthodes spéciales de capture
d’individus vivants (filets japonais en nylon fin tendu sur des piquets, pièges à filins constitués d’un cadre rectangulaire tendu
verticalement de fils de pêche) ou par l’utilisation de détecteurs électroniques de chauves-souris qui convertissent les émissions
ultrasonores de l’écholocation en sons audibles.
Il n’existe à ce jour qu’une seule étude ayant utilisé ces techniques pour suivre les impacts à grande échelle d’une application
de pesticides sur une communauté de chauves-souris; cette méthode était accompagnée d’une analyse de résidus (McWilliam,
1994). Cette étude a mis en œuvre des recherches détaillées et à long terme des pesticides organochlorés rémanents (DDT)
et a nécessité des ressources qui ne sont généralement pas disponibles dans la plupart des études concernant la faune sauvage.
Comme la capture et la manipulation de nuit des chauves-souris prennent du temps et nécessitent un personnel formé (et,
dans certains pays, des autorisations spéciales), il est recommandé d’utiliser des détecteurs pour le suivi de l’abondance relative
des chauves-souris lors des recherches écotoxicologiques. Cette méthode évite également de blesser les animaux.
Petits mammifères et chauves-souris 251
Détecteurs de chauves-souris
Même utilisés avec des équipements de traitement et d’enregistrement du son permettant d’assigner les appels d’écholocation
à chaque espèce (Fenton and Bell, 1981; Vaughan et al., 1997), les détecteurs de chauves-souris ne donnent qu’un indice de
l’abondance relative car ils ne peuvent différencier les individus. En effet, plusieurs détections, ou «passages de chauve-souris»
sur un site, peuvent aussi bien provenir de la même chauve-souris passant à portée du détecteur que de plusieurs chauves-
souris qui se succèdent. De plus, cette technique présente un biais: les espèces dont les cris sont plus intenses sont détectées
à de plus longues distances de l’instrument. Malgré ces inconvénients, le nombre de passages de chauves-souris par unité de
temps ou par transect permet de mesurer l’activité des animaux et d’effectuer des comparaisons entre habitats. Cette mesure
permet aussi de comparer les impacts des pesticides avant et après la pulvérisation dans un même site. Les suivis sont menés,
soit sur la totalité du spectre ultrason à l’aide de détecteurs à large bande pour la totalité de la faune, soit à l’aide de détecteurs
plus sensibles à bande étroite réglés sur une fréquence commune au spectre d’écholocation du plus grand nombre d’espèces.
La plupart des études portant sur l’activité des chauves-souris sont effectuées à une fréquence de 40 ou 45 kHz (McWilliam,
1994,Walsh et al., 1995).
Le Bat Conservation Trust est une source utile de renseignements sur le principe de fonctionnement et l’utilisation des
détecteurs de chauves-souris, il donne également des informations sur les fournisseurs de modèles de détecteurs portables
(www.bat.org.uk). Des modèles peu coûteux sont utilisés au Royaume-Uni à la date de cette publication, comme le Batbox III
de Stag Electronics (www.batbox.com), le Mini III de Ultra Sound Advice (www.ultrasoundadvice.co.uk) et le Skye SBR 1200 de
Skye Instruments Ltd (www.skyeinstruments.com).Waters and Walsh (1994) ont effectué des comparaisons sur ces différents
modèles, ils ont conclu que le Batbox III est le modèle le plus sensible, mais au détriment de la précision sur les fréquences les
plus hautes. Les fournisseurs cités construisent des modèles plus sophistiqués qui peuvent être utilisés si le budget du projet
le permet. Petersson Electronik AB (www.batsound.com) propose également des modèles très appréciés de diverses
spécifications.
Il n’est pas inutile de consulter les ouvrages généraux sur la détection des chauves-souris (voir ‘Pour en savoir plus’, page 254).
Les experts en analyse acoustique peuvent distinguer les espèces entre elles en fonction de leurs cris d’écholocation (plage de
fréquence, en fréquence constante [CF] ou en modulation de fréquence [FM], avec différentes durées d’impulsion et
combinaisons). Cependant, pour les enquêtes écotoxicologiques préliminaires menées par des novices, il est permis de
considérer toutes les séquences détectées d’au moins deux impulsions d’écholocation comme un passage de chauve-souris,
sans différentiation entre les espèces. Dans certains cas, il peut être intéressant de noter séparément les passages de chauves-
souris qui, par des taux croissants de répétitions des impulsions (signaux de capture), permettent de distinguer les individus en
quête de nourriture de ceux simplement de passage. Ces catégories sont combinées lors de l’analyse.
Si les ressources le permettent, il est possible de mettre en place des stations de suivi de l’activité des chauves-souris, placées
à des points équidistants le long d’un transect: cette méthode consiste à enregistrer les passages de chauves-souris en reliant
les détecteurs de chauves-souris à des enregistreurs déclenchés par la voix. Cette technique permet de réduire le temps passé
sur le terrain, mais la mise en place du matériel et l’analyse des enregistrements représentent un investissement important et
exigent la présence d’un expert.
Transects
Les détecteurs de chauves-souris sont utilisés, soit en parcourant en continu des transects à pied ou dans un véhicule roulant
à vitesse régulière, soit sur des points d’écoute limités dans le temps, placés de manière aléatoire ou régulièrement le long du
trajet. Même si certaines espèces sont rarement enregistrées en raison de la faible intensité de leurs cris, la présence des
chauves-souris est détectée à une distance de 10 à 50 m pour la plupart des modèles. Si l’application du produit chimique est
uniforme sur de vastes superficies, comme lors d’une pulvérisation aérienne, il est conseillé d’effectuer un échantillonnage
stratifié car les chauves-souris partent en chasse près des points d’eau, particulièrement à la saison sèche, et dans des habitats
complexes comme les forêts fluviales où les insectes sont particulièrement abondants. Ainsi, après le suivi de l’activité des
chauves-souris sur des transects en zones boisées pour évaluer l’impact d’une pulvérisation au sol de DDT dans le cadre de
la lutte contre les mouches tsé-tsé au Zimbabwe, le marquage et la recapture des chauves-souris ont été effectués sur des sites
appariés dans la zone témoin et la zone traitée, autour des mares saisonnières dans les zones boisées, près des fleuves et dans
la végétation adjacente et autour des barrages (McWilliam, 1994).
252 A .M cW i l l i am
Dans des endroits présentant toutes les conditions de sécurité, l’échantillonnage continu s’effectue à pied sur des transects,
avec éventuellement certains points d’écoute. Dans de nombreux habitats plus dangereux des zones tropicales (rencontres de
nuit avec des personnes mal intentionnées ou de la faune sauvage), il est conseillé de pratiquer la méthode du point d’écoute,
à des points choisis le long d’un transect et, si besoin est, sur le toit du véhicule 4 x 4. Cette technique présente l’avantage de
faciliter la prise de note et l’enregistrement des conditions météorologiques à chaque point (couverture nuageuse, clarté
lunaire, température et vitesse du vent). Même dans les tropiques, la température détermine l’activité des chauves-souris, par
le biais de son influence sur l’activité des insectes.
Échantillonnage et dispositif expérimental
Lors d’applications de produits chimiques plus localisées (ex: le long d’habitats linéaires, comme les bords des routes, les bords
des champs, les lisières de forêt ou les berges de cours d’eau ou de lacs), le suivi s’opère sur des transects placés de façon
aléatoire ou régulièrement espacés. Il est recommandé de tracer des transects répétés d’au moins 1 km de long dans la zone
témoin et dans la zone traitée. En ce qui concerne la méthode du point d’écoute, il faut prévoir un minimum de 100 m entre
les points. Si la zone traitée est moins linéaire et plus étendue (au moins 10 km2), 15 à 20 points espacés de 200 à 250 m
assurent une bonne couverture. Si l’étendue de la zone traitée permet de tracer des transects parallèles, ils seront éloignés de
250 m les uns des autres. Dans les régions autorisant le parcours à pied des transects, l’opérateur doit adopter une vitesse
uniforme de 2 à 3 km/h et consigner ses observations par écrit ou utiliser un magnétophone pour transcription ultérieure
(temps mis et nombre de passages de chauves-souris par segment de transect).
Sur des points d’écoute chronométrés, le temps nécessaire pour le suivi à chaque point dépend du niveau d’activité des
chauves-souris. L’expérience indique qu’un échantillonnage de 5 minutes, suivi par 5 minutes de déplacement jusqu’au prochain
point, est une bonne approche qui permet de couvrir 16 points en 2 h et demie environ. Le suivi commence à une heure fixe,
entre 15 et 30 minutes après le coucher du soleil pour couvrir le pic de chasse de début de soirée. Il est conseillé de suivre
chaque transect répété dans la zone témoin et la zone traitée pendant au moins 2 campagnes de 4 nuits chacune, espacées
d’une semaine et ce, avant et après le traitement. Il faut en général 2 jours pour que l’application de produit chimique atteigne
les insectes, la première campagne post-traitement commencera donc à ce moment. Dans la mesure du possible, le suivi devra
coïncider avec les phases de nouvelle lune, car l’activité des chauves-souris est réduite à la clarté lunaire.
ANALYSE DE RÉSIDUS POUR LES CHAUVES-SOURIS
Le suivi ne peut signaler une migration des chauves-souris vers des zones plus riches en nourriture, mais peut révéler la
présence d’un effet aigu et d’une mortalité par empoisonnement. Dans ce cas, des spécimens sont prélevés par un spécialiste
(avec l’autorisation des autorités compétentes en matière de faune sauvage) à l’aide de filets japonais ou de pièges à filins, puis
conservés en vue d’une analyse de résidus (McWilliam, 1994). Si possible, les spécimens sont congelés après avoir été emballés
dans une double couche de papier aluminium. Ils peuvent aussi être conservés dans du formol à 10 % après incision de la cavité
abdominale et du diaphragme pour assurer une conservation efficace (voir chapitre 6).
RÉFÉRENCES
DOUGLASS, R.J. (1989) Assessment of the use of selected rodents in ecological monitoring. Environmental Management, 13 (3):
355-363.
FENTON, M.B. and BELL, G.P. (1981) Recognition of species of insectivorous bats by their echolocation calls. Journal of
Mammalogy, 62: 233-243.
FLOWERDEW, J.R. (1988) Methods for studying populations of wild mammals. pp. 67-76. In: Field Methods for the Study of
Environmental Effects of Pesticides. Greaves, M.P, Smith, B.D. and Greig-Smith, PW (eds). BCPC Monograph, No. 40.Thornton Heath:
British Crop Protection Council.
GREIG-SMITH, P.W. and WESTLAKE, G.E. (1988) Approaches to hazard assessment for small mammals in cereal fields. pp. 67-
76. In: Field Methods for the Study of Environmental Effects of Pesticides. Greaves, M.P, Smith, B.D. and Greig-Smith, P.W (eds).
BCPC Monograph, No. 40.Thornton Heath: British Crop Protection Council.
Petits mammifères et chauves-souris 253
GURNELL, J. and FLOWERDEW, J.R. (1994) Live Trapping Small Mammals - A Practical Guide.Third edition. Occasional Publication,
No. 3. London:The Mammal Society. (Address:The Mammal Society, 15 Cloisters Business Centre, 8 Battersea Park Road,
London SW8 4BG, UK.)
GURNELL, J. and GIPPS, J.H.W. (1989) Inter-trap movement and estimating rodent densities. Journal of Zoology, London, 200:289-
292.
JOHNSON, I.P, FLOWERDEW J.R. and HARE, R. (1991a) Effects of broadcasting and of drilling methiocarb moluscicide pellets
on field populations of wood mice, Apodemus sylvaticus. Bulletin of Environmental Contamination and Toxicology, 46: 84-91.
JOHNSON I.P., FLOWERDEW, J.R. and HARE, R. (1991b) Populations and diet of small rodents and shrews in relation to
pesticide usage. pp. 144-156. In: The Boxworth Project: Pesticides, Cereal Farming and the Environment. Greig-Smith, P.W, Frampton,
G.K. and Hardy,A.R. (eds). London: HMSO.
KENWARD, R.E. (1987) Wildlife Radio Tagging: Equipment, Field Techniques and Data Analysis. Biological Techniques Series.
London:Academic Press.
MCWILLIAM, A.N. (1994) Nocturnal animals. pp.103-133. In: DDT in the Tropics:The Impact on Wildlife in Zimbabwe of Ground-
spraying for Tsetse Fly Control. Douthwaite, R.J. and Tingle, C.C.D. (eds). Chatham, UK: Natural Resources Institute.
MONTGOMERY, W.I. (1987) The application of capture-mark-recapture methods to the enumeration of small mammal
populations. Symposium of the Zoological Society of London, No. 58: 25-57. Oxford: Oxford University Press.
RUDRAN, R. (1996) Methods for marking animals. pp. 299-310. In:Measuring and Monitoring Biological Diversity. Standard Methods
for Mammals.Wilson, D.E., Cole, FR., Nichols, J.D., Rudran, R. and Foster, M.S. (eds).Washington DC: Smithsonian Institution Press.
TARRANT, K.A. (1988) Histological identification of the effects of pesticides on non-target species. pp. 313-317. In: Field Methods
for the Study of Environmental Effects of Pesticides. Greaves, M.P, Smith, B.D. and Greig-Smith, PW (eds). BCPC Monograph, No.
40.Thornton Heath: British Crop Protection Council.
TARRANT, K.A., JOHNSON, I.P., FLOWERDEW, J.R. and GREIG-SMITH, P.W. (1990) Effects of pesticide applications on small
mammals in arable fields, and the recovery of their populations. pp. 173-182. In: Proceedings of the 1990 Brighton Crop Protection
Conference on Pest and Diseases,Volume 1.Thornton Heath: British Crop Protection Council.
THOMPSON, H.M. and WALKER, C.H. (1994) Blood esterases as indicators of exposure to organophosphorus and carbamate
insecticides. pp. 37-62 In: Nondestructive Biomarkers in Vertebrates. Fossi, M.C. and Leonzio, C. (eds). Boca Raton: Lewis.
VAUGHAN, N., JONES, G. and HARRIS, S. (1997) Habitat use by bats (Chiroptera) assessed by means of a broadband acoustic
method. Journal of Applied Ecology, 34: 716-730.
WALSH,A.L., HARRIS, S. and HUTSON,A.M. (1995) Abundance and habitat selection of foraging vespertilionid bats in Britain:
a landscape-scale approach. Symposia of the Zoological Society of London, 67: 325-344.
WILSON, D.E., COLE, F.R., NICHOLS, J.D., RUDRAN, R. and FOSTER, M.S. (eds) (1996) Measuring and Monitoring Biological
Diversity. Standard Methods for Mammals.Washington DC: Smithsonian Institution Press.
YATES, T.L., JONES, C. and COOK, J.A. (1996) Preservation of voucher specimens. pp. 265-273. In: Measuring and Monitoring
Biological Diversity. Standard Methods for Mammals.Wilson, D.E., Cole, FR., Nichols, J.D., Rudran, R. and Foster, M.S.
(eds).Washington DC: Smithsonian Institution Press.
254 A .M cW i l l i am
POUR EN SAVOIR PLUS
AHLEN, I. (1990) Identification of Bats in Flight. Stockholm: Swedish Society for Conservation of Nature.
CORBET, G.B. and HILL, J.E. (1991). AWorld List of Mammalian Species. Oxford: Natural History Museum Publications/Oxford
University Press.
GREIG-SMITH, P.W. (1990) Intensive study versus extensive monitoring in pesticide field trials. pp. 217-239. In: Pesticide Effects
on TerrestrialWildlife. Somerville, L. and Walker, C.H. (eds). London:Taylor and Francis.
KREBS, C.J. (1989) Ecological Methodology. New York: Harper & Row.
KUNZ, T.H., WEMMER, C. and HAYSSEN, V. (1996b) Sex, age and reproductive condition. pp. 279-290. In: Measuring and
Monitoring Biological Diversity. Standard Methods for Mammals.Wilson, D.E., Cole, FR., Nichols, J.D., Rudran, R. and Foster, M.S.
(eds).Washington DC: Smithsonian Institution Press.
TEW,T.E.,TODD, I.A. and MACDONALD, D.W. (1994) The effects of trap spacing on population estimation of small mammals.
Journal of Zoology, London, 233: 340-344.
GLOSSAIRE
Abcission: Processus naturel entraînant la séparation de deux parties d’un organisme; chute des feuilles.
Abiotique: Milieu impropre à la vie.
Abondance: Nombre total d’individus d’un taxon dans une zone, un volume, une population ou une communauté.
Abondance absolue: Nombre précis d’individus d’un taxon dans une zone, un volume, une population ou une communauté
donnés.
Abondance relative: Nombre total des individus d’un taxon comparé au nombre total des individus de tous les autres taxa
combinés, par unité de surface, volume ou communauté; abondance non absolue.
Absorption: Phénomène par lequel une substance est absorbée ou incorporée dans une autre.
Acaricide: Produit chimique (en général) ou agent biologique qui détruit les acariens ravageurs ou vecteurs de maladies.
Acétylcholinestérase: Enzyme qui hydrolyse l’acétylcholine, médiateur chimique jouant un rôle dans la transmission de l’influx
nerveux.
Action par contact: Mode d’action d’un pesticide qui peut pénétrer la peau ou la cuticule et causer la mort. L’efficacité peut
également être facilitée par un contact secondaire, c’est-à-dire lorsque les organismes entrent en contact avec les gouttelettes
d’insecticide qui se trouvent sur la végétation ou d’autres surfaces. Ce mode d’action est à comparer avec celui des produits
agissant par ingestion et qui doivent être consommés pour être efficaces.
Action par ingestion:Mode d’action d’un pesticide qui tue les ravageurs après consommation et non après contact (cf.‘Action
par contact’).
Adipeux (tissu): Tissu graisseux.
Adsorption:Adhérence des molécules à la surface d’un solide ou d’un liquide formant une couche ultramince.
Aigu: Grave (souvent létal); de courte durée.
Aluminium extrudé: Récipient en aluminium.
Ammonification: Transformation de l’azote organique en NH +
4 sous l’effet des enzymes et des microorganismes.
Anémomètre: Instrument permettant de mesurer la vitesse du vent.
Anoure:Animal dans l’ordre taxonomique qui comprend les grenouilles et les crapauds.
Anti-appétent: Propriété d’un pesticide qui empêche les animaux (en général, les insectes ravageurs) de s’en nourrir.
Appâtage: Méthode de lutte consistant à mélanger un insecticide à un support alimentaire que les ravageurs ingèreront; ce
mélange est à placer ou à disperser dans un endroit où les ravageurs pourront le trouver.
Aridisols,Ultisols: Ordres (catégories) taxonomiques décrivant les sols sur la base d’un ensemble de caractéristiques communes.
Aspirateur:Dispositif permettant d’aspirer les invertébrés.
Assemblages fauniques: Groupements d’espèces animales trouvés dans un site, un habitat ou un écosystème donné.
Atomisation: Processus de la pulvérisation, c’est-à-dire de fractionnement d’un liquide en gouttelettes.
Atomiseur rotatif: Atomiseur tournant à grande vitesse et fractionnant le pesticide en fines gouttelettes.
Balisage:Technologie de pulvérisation- placer des fanions ou d’autres objets (véhicules, personnel, feux produisant de la fumée)
aux extrémités d’un bloc de pulvérisation.
Bande ou bande larvaire: Groupe grégaire, de taille et densité variables, de larves d’acridiens progressant ensemble.
Barrière: Dans le cadre de la lutte contre les acridiens, bande de végétation traitée avec un pesticide. Lorsque des pesticides
rémanents sont utilisés contre des larves, ils sont généralement épandus en barrières pour que les bandes larvaires qui traversent
la barrière en s’alimentant soient tuées par le pesticide ingéré avec la végétation.
Bassin versant: Aire de collecte comprenant les mécanismes souterrains ou de surface assurant le stockage et l’écoulement
des eaux.
256 G l o s s a i r e
Benne de Petersen: Instrument permettant d’échantillonner les sédiments.
Benne Ekman: Instrument à mâchoires permettant l’échantillonnage des sédiments.
Benthique:Qui se rapporte au fond des rivières ou des lacs.
Bilharziose: Parasitose humaine véhiculée par l’eau et due à un ver plat appelé schistosoma. Le cycle du parasite fait intervenir
des mollusques d’eau douce comme hôtes intermédiaires.
Bioaccumulation:Augmentation de la concentration d’un produit chimique dans les organes et les tissus des organismes, due
à la consommation d’eau ou de nourriture contaminée.
Bioconcentration: Accumulation par les organismes aquatiques de polluants à une concentration supérieure à celle mesurée
dans l’eau.
Biodiversité: Diversité des espèces, variabilité génétique entre les espèces. Différences entre écosystèmes ou à l’intérieur d’un
même écosystème; variété et variabilité de tous les animaux, plantes et microorganismes vivant sur terre.
Bioindicateur: Espèce (ou autre groupe taxonomique) utilisée comme indice d’adaptations biologiques et de modifications des
habitats.
Biomagnification:Augmentation des concentrations de contaminants chimiques dans les tissus animaux tout au long des chaînes
alimentaires.
Biomasse: Estimation quantitative de la masse totale des organismes constituant tout ou partie d’une population, tout ou partie
d’une unité spécifique ou présente à un moment donné à un endroit donné. Elle peut être exprimée en volume, en poids vif, en
poids mort, en poids sec libre de cendres ou en calories; culture sur pied ou bétail sur pied.
Biome: Région ou formation biogéographique; grande communauté écologique régionale, caractérisée par des formes de vies
distinctes ainsi que des plantes (biomes terrestres) ou des animaux (biomes marins) majeurs.
Biométricien: Spécialiste de l’analyse statistique en biologie.
Biopesticide: Microorganisme qui peut être pulvérisé dans le but d’infecter et détruire un type de ravageur.
Biotique: Milieu qui permet le développement de la vie.
Bloc de traitement:Toute surface désignée pour recevoir un traitement de pulvérisation.
Buse hydraulique: Dispositif simple qui atomise le liquide en le faisant passer sous pression à travers un petit orifice.
Buse pneumatique: Atomiseur qui dépend d’un jet d’air pour fractionner le liquide de pulvérisation lorsqu’il sort à faible
pression d’une buse.
Callosités nuptiales: Petites callosités se développant sur les pouces des anoures mâles lors de la saison de reproduction et
permettent au mâle de rester accroché à la femelle lors de l’amplexus (accouplement).
Cannibalisme: Comportement des organismes qui mangent les individus de leur propre espèce.
Canopée: Couvert formé par les feuilles et les branches des arbustes, des arbres ou des forêts.
Caoutchouc nitrile: Caoutchouc synthétique plus résistant aux pesticides et aux solvants.
Carnivore: Qui se nourrit de chair.
Cécité des rivières:Voir Onchocercose.
Chaîne alimentaire: Hiérarchie d’organismes sur différents niveaux trophiques successifs dans une même communauté. L’énergie
est transférée d’un niveau à l’autre par l’alimentation.
Chitine: Substance dure formant la carapace (exosquelette) de nombreux arthropodes.
Cholinestérase: Enzyme impliquée dans la transmission des influx nerveux dans les neurones moteurs
CL50: Concentration létale pour 50 % d’une population, c’est-à-dire la concentration d’un produit qui tuera 50 % des organismes
d’une population test.
Classement: Positionnement hiérarchique.
Cline: Évolution graduelle d’un caractère écologique sur une distance donnée.
Cocktails:Terme parfois appliqué à des formulations de pesticide contenant un mélange de matières actives.
Communauté: Ensemble d’organismes occupant le même environnement et interagissant les uns avec les autres pour former
un système vivant distinct possédant une composition, une structure, des relations environnementales, un développement et des
fonctions propres.
G l o s s a i r e 257
Concentration en matière active (m.a.): Quantité de pesticide en grammes dans un volume donné de produit commercial.
Exprimé généralement en % de poids par volume; par ex.: 96% de fenitrothion signifie 960 grammes m.a. dans 1 litre (1000 cc)
de produit.
Concentration en oxygène: Quantité d’oxygène contenue dans l’eau et exprimée en mg/l.
Concentré émulsionnable (CE): Formulation de pesticide diluée dans l’eau et appliquée sous forme d’émulsion.
Conductivité: Capacité de l’eau à conduire l’électricité, elle est fonction des sels dissous.
Confluence: Point où se rejoignent deux fleuves ou cours d’eaux.
Confondu:Terme statistique. État dans lequel l’effet d’un traitement particulier ne peut être séparé de celui dû à une variable
incontrôlée qui influence également l’expérience.
Contaminant: Substance présente dans l’environnement à une concentration supérieure à la concentration de fond et, dans le
contexte de ce manuel, résultant généralement d’activités humaines.
Convection: Phénomène de déplacement ascendant des masses d’air échauffées au contact du sol.
Cuticule: Zone superficielle du tégument des arthropodes et autres invertébrés portant souvent des cils ou des soies.
Dambos: Zones ou canaux inondables, souvent utilisés en agriculture, par exemple, dans la culture du riz.
Danger: Qui constitue une menace. Le risque que présentent les pesticides est égal au danger multiplié par le niveau d’exposition
au produit.
Dégradation: Décomposition physique, chimique ou biologique d’un polluant chimique.
Délimiter: Déterminer les limites d’une zone cible ou d’une infestation par les ravageurs.
Demi-vie: Temps requis pour réduire de 50 % la concentration d’une substance (ex: produit chimique) dans un milieu tel que
l’eau par le transport, la dégradation, la volatilisation, etc.
Densité:Terme souvent utilisé pour indiquer le nombre d’organismes sur une zone donnée. Exemple: nombre par m2.
Dépôt: Terme utilisé pour décrire la manière dont une gouttelette tombe sur une surface, verticalement ou horizontalement,
par impact ou par sédimentation.
Dépôt uniforme: Pour les pesticides, dépôt de quantités égales de produit à différentes distances sous le vent d’un passage de
pulvérisation. Un seul passage d’un pulvérisateur UBV ne permet pas d’obtenir un tel dépôt.
Dérive: Dans le cas de la pulvérisation de pesticides, le déplacement des gouttelettes de pesticide sur les courants d’air ou le
vent.
Dérive (aquatique): Mouvement des organismes aquatiques vers l’aval, portés par le courant. Il s’agit souvent d’un comportement
naturel ou en réponse à une crue ou à la présence de pesticides.
Dérive de pulvérisation: Pesticide porté par le vent ou la pesanteur loin de la cible vers un site non cible.
Détergent: Produit chimique qui abaisse la tension de surface. Souvent utilisé comme produit de nettoyage.
Diamètre médian du nombre (DMN): Diamètre de la gouttelette tel que la moitié du nombre total de gouttelettes est
constituée de plus grosses gouttelettes et l’autre moitié de gouttelettes plus petites.
Diamètre médian du volume (DMV): Diamètre de la gouttelette tel que la moitié du volume de pulvérisation est constituée
de plus grosses gouttelettes et l’autre moitié de plus petites.
Diazotrophes: Organismes capables d’utiliser l’azote atmosphérique comme nutriment.
Dimorphisme sexuel: Ensemble des différences entre le mâle et la femelle dans la forme, la taille ou la couleur du corps.
Dissipation: Réduction de la concentration d’un composant par dispersion et/ou déplacement.
Diversité: Caractère de ce qui présente des différences par rapport à une caractéristique ou trait donné.
DL50: Dose létale pour 50 % d’une population, c’est-à-dire la dose qui tuera 50 % des organismes d’une population test.
Données de référence: Données relatives à une situation avant toute intervention: ensemble de données de base ou
élémentaires.
Dose: Quantité de matière active (m.a.) en grammes appliquée sur une unité de surface donnée (généralement 1 ha).
Dose recommandée: Quantité de matière active d’un insecticide dont l’efficacité a été démontrée pour éliminer efficacement
et sans gaspillage un ravageur donné.
258 G l o s s a i r e
Durée de conservation: Période durant laquelle un pesticide stocké reste efficace.
Échantillonnage avec benne:Méthode permettant d’échantillonner le sédiment d’un cours d’eau ou d’un lac avec une benne.
Échantillonnage par coups de pied: Méthode d’échantillonnage dans les cours d’eaux consistant à agiter le substrat en donnant
des coups de pied.
Échantillonneur Surber: Instrument permettant de collecter des invertébrés benthiques dans les cours d’eau.
Écologie: Étude des relations entre les organismes et leur environnement.
Écosystème: Ensemble d’espèces différentes, de leur environnement abiotique et de leurs interactions.
Écotoxicologie: Étude des effets des polluants sur les écosystèmes.
Ectothermie: Définit un organisme qui règle sa température interne en fonction de la température extérieure.
Effet de choc: Propriété de certains insecticides, notamment les pyréthrinoïdes, consistant à faire tomber très rapidement les
insectes après l’application de produit. Ceux-ci peuvent ne pas être morts et, si la dose n’est pas suffisante, ils peuvent se rétablir
dans certaines circonstances.
Effet direct: Produit chimique tel un pesticide ayant un effet chronique ou aigu sur le comportement ou la physiologie des
ravageurs ou des organismes non cibles, sans besoin d’étapes intermédiaires.
Effet dose: Courbe montrant les effets des concentrations de pesticides (ou de tout produit chimique toxique) sur des
organismes tests.
Effet indirect: Produit chimique tel un pesticide qui affecte indirectement un organisme par son impact (effet chronique ou aigu)
sur un autre organisme dont le premier dépend, en général, pour se nourrir.
Efficacité: Se réfère généralement au pourcentage de ravageurs tués.
Efficience: Comparaison de l’efficacité et du coût, en termes de finance et d’effort.
Émergence d’un insecte: Sortie de l’insecte adulte hors de l’eau.
Émigration: Déplacement d’organismes hors d’une zone.
En marche: Se rapporte aux acridiens. Comportement de bandes larvaires se déplaçant ensemble.
Endofaune:Totalité de la vie animale à l’intérieur d’un sédiment.
Environnement: Tout ce qui entoure un organisme individuel, comprenant les éléments inanimés (air, sol, eau, etc.) et animés
(autres organismes et autres membres de sa propre espèce).
Épandage contrôlé de gouttelettes: Technique permettant d’épandre des gouttelettes dans une gamme de taille étroite
considérée comme la plus efficace pour la cible et les conditions particulières.
Époxydation microbienne: Réaction impliquant l’intervention d’une flore microbienne où l’oxygène est combiné à deux atomes
de carbone pour former un éther cyclique à trois branches ou oxyrane. Exemple: oxyde d’éthylène.
Équilibre carbonate-bicarbonate: Relation, dans une solution aqueuse, entre le pH, le dioxyde de carbone, les carbonates, H+,
Ca et Mg formant un système tamponné qui maintient le pH constant.
Espacement entre les passages: Distance entre les passages d’un pulvérisateur.
Espèces: Groupes de populations naturellement féconds entre eux mais stériles avec tout individu d’une autre espèce.
Espèces témoins:Voir bioindicateur.
Essaim: Grand groupe d’insectes ou d’autres animaux grégaires pouvant voler sur de longues distances sous forme d’une masse
unique d’individus.
Étalonnage: Processus qui consiste à régler un pulvérisateur pour être en mesure d’appliquer la bonne dose d’insecticide avec
des gouttelettes de taille souhaitée au bon endroit.
Eutrophique:Ayant une forte productivité primaire; se rapporte aux eaux riches en substances nutritives minérales nécessaires
aux plantes vertes.
Extrémité face au vent: Extrémité du bloc située le plus près de la direction d’où vient le vent.
Extrémité sous le vent: Extrémité du bloc de pulvérisation la plus éloignée de la direction d'où vient le vent.
Faune erpétologique:Terme utilisé pour désigner les espèces d’amphibiens et de reptiles.
Filet:Toile munie d’un manche tenu à la main, utilisée pour échantillonner des espèces aquatiques ou terrestres.
G l o s s a i r e 259
Filet fauchoir: Filet muni d’un manche tenu à la main, utilisé pour échantillonner des organismes vivant sur la végétation
(terrestre, aquatique ou émergente).
Fongicide: Produit chimique ou biologique utilisé pour détruire les champignons parasites (maladies fongiques).
Formulation: Produit fourni par le fabricant, c’est-à-dire la matière active mélangée aux solvants, aux agents stabilisants et aux
autres matières inertes qui constituent le reste du volume.
Fouisseur:Adapté pour creuser et/ou vivre dans des terriers ou sous la surface du sol.
Frai: Masse gélatineuse contenant les œufs déposés par les femelles amphibiens.
Gecko: Membre des Gekkonidae (famille des lézards).
GPS: Système de positionnement global par satellite (Global positioning system). Instrument utilisant les signaux émis par des
satellites en orbite autour de la Terre et permettant d’estimer la position de l’utilisateur (latitude et longitude)
Granivore: Qui se nourrit de graines; qui se nourrit de semences végétales.
Grégaire: Relatif à des individus se rassemblant en groupes de grande taille.
Guilde: Ensemble des espèces qui exploitent, d'une façon comparable, la même catégorie de ressources dans un écosystème et
ont les mêmes stratégies de quête de nourriture.
Guildes alimentaires: Groupe d’espèces vivant dans le même habitat et ayant la même alimentation ou une alimentation similaire.
Habitat: Localité, site et type particulier d’environnement local occupé par un organisme.
Habitat fermé: Habitat dominé par les arbres, les buissons de grande taille ou toute autre végétation qui, du moins partiellement,
cache la lumière du soleil.
Habitat ouvert: Habitat avec peu ou pas d’arbres, de buissons ou autre végétation dense.
Hauteur d’émission: Hauteur à laquelle un traitement est effectué dans l’air.
Hémimétabole: Mode de développement marqué par des métamorphoses incomplètes de la nymphe à l’adulte.
Hémocytomètre:Appareil utilisé pour compter les cellules sanguines, utilisé également pour compter le plancton.
Herbicide: Produit chimique (en général) ou biologique utilisé pour détruire les adventices.
Herbivore: Qui se nourrit de végétaux.
Herbivore mandibulé: Organisme (généralement un insecte) pourvu de pièces buccales robustes en chitine (mandibules).
Hétérogénéité:Ayant une structure ou composition non uniforme.
Holométabole: Mode de développement marqué par une métamorphose complète et qui comprend un stade pupal entre l'état
larvaire et l'état adulte (imago).
Homogénéité: Similaire d’un bout à l’autre; de structure ou de composition uniforme.
Horizon du sol: Couche horizontale de sol mature possédant une texture et composition spécifiques.
Hygromètre fronde: Instrument servant à mesurer la température et l’humidité relative.
Hypothèse:Assertion ou énoncé de travail menant à des prédictions que l’on soumet à des tests; supposition destinée à expliquer
des faits observés, proposée pour tester ses conséquences.
Imago: Insecte adulte, arrivé à son développement complet .
Impact: A lieu quand une gouttelette portée latéralement par le vent atterrit sur une surface verticale telle qu’une plante ou
un insecte. La gouttelette atteint la surface à cause de la vitesse horizontale générée par le vent.
Impact sur l’environnement: Effets directs ou indirects des interventions sur l’environnement. Dans le cas des pesticides, les
effets négatifs (ou parfois positifs) sur des organismes non cibles et/ou leurs fonctions.
Inhibiteurs de croissance (Insect growth regulators, IGR): Produits qui interfèrent avec la croissance d’un organisme,
généralement en perturbant les mues.
Insecticide: Produit chimique ou biologique utilisé pour détruire les insectes ravageurs.
Insecticide végétal: Extrait de plante pouvant être appliqué pour tuer ou dissuader les ravageurs.
Insecticides microbiens: Pesticides à base de préparations virales ou microbiennes servant à détruire les ravageurs.
Insectivore: Qui se nourrit d’insectes.
260 G l o s s a i r e
Inventaire: Comptage de population; observations systématiques permettant d’évaluer l’abondance absolue ou relative.
Inventaire des espèces: Liste des espèces présentes dans un site particulier (dressée grâce à une liste de contrôle comprenant
toutes les espèces connues d’un taxon donné).
Invertébré:Animal sans colonne vertébrale.
Invertébrés de surface: Neuston ou organismes vivant à la surface de l’eau.
In vivo: Se réfère aux mesures biologiques effectuées sur le terrain, par opposition aux essais en laboratoire (in vitro).
Isomères: Se dit de produits chimiques de même formule brute, mais différents par leurs structures.
Jet d’air: Souffle d’air produit par un ventilateur ou des gaz d’échappement.
Large spectre: Propriété d’un pesticide qui élimine une large gamme d’organismes différents.
Largeur de l’andain: Largeur de la bande à angle droit de la passe du pulvérisateur et sur laquelle s’observe un dépôt significatif
de produit.
Larves ou bande larvaire:Un groupe grégaire de larves d’acridiens se déplaçant ensemble, dont la taille et la densité peuvent
varier.
Lentique:Qui est propre aux habitats aquatiques stagnants, calmes ou se déplaçant lentement.
Lessivage: Migration de substances chimiques solubles dans l’eau, de la surface du sol vers les couches plus profondes ou vers
la nappe phréatique.
Létal: Qui entraîne directement la mort, se rapportant à la mort.
Lipide: Corps gras.
Lotique: Qui est propre aux eaux courantes, telles que les fleuves et les rivières.
Lutte mécanique: Utilisation de méthodes physiques telles que le battage, le brûlis ou l’enfouissement.
Margouillat: Membre des Agamidae (famille de lézards) comprenant notamment les genres Agama et Uromastyx en Europe, Asie
et Afrique.
Matière active (concentration en m.a.): Quantité réelle de pesticide en grammes dans une quantité donnée (en général, un
volume) d’un produit commercial. La concentration est généralement exprimée en % de poids/volume. Ex: 96% de fenitrothion
signifie généralement 960 grammes de m.a. dans 1 litre (1000 cc) de produit.
Maturité: Stade atteint par un organisme adulte quand ses organes sexuels se développent et qu’il est alors prêt à s’accoupler.
D’autres caractéristiques permettent d’identifier un adulte mature, par ex. les criquets pèlerins matures ont soit une couleur jaune
pâle (solitaires), soit jaune vif (grégaires).
Métabolisme: Utilisation de l’énergie et de la matière pour satisfaire les besoins d’un organisme en matière de croissance et
de reproduction; réactions chimiques se produisant dans la cellule.
Métabolites: Molécules impliquées dans et produites par le métabolisme. Chez les pesticides, produits de décomposition,
dégradation ou réaction résultant d’un produit agrochimique donné.
Métamorphose:Transformation structurelle importante lors du développement d’un organisme, représentant souvent le passage
du stade larvaire au stade adulte.
Méthode de lutte: Équipement, pesticide et technique utilisés pour éliminer un ravageur.
Microhabitat: Petit habitat spécialisé ou partie détaillée d’un habitat global. Exemple: litière de feuilles dans un bois.
Minéralisation:Transformation d’un composé organique du sol en ses parties constitutives.
Morpho-espèce: Groupe d’organismes défini uniquement sur des caractères morphologiques, sans considération d’autres
caractéristiques biologiques (souvent identifié par une lettre, un nombre ou autre notification).
Morphologie: Étude des formes et structure des organismes, particulièrement des caractéristiques externes.
Mortalité:Terme généralement utilisé pour indiquer le pourcentage d’organismes cibles et non cibles tués.
Mue: Phénomène par lequel un organisme se débarrasse de sa peau ou de son exosquelette et le remplace par un neuf pour
permettre sa croissance (voir aussi métamorphose).
Muer: Chez les insectes, effectuer la mue imaginale
Nappe phréatique:Totalité des eaux s’étant infiltrées à partir de la surface du sol dans le substrat rocheux.
Nématicide: Produit chimique (en général) ou biologique utilisé pour détruire les nématodes.
G l o s s a i r e 261
Neurotoxique: Produit interférant avec le système nerveux d’un organisme.
Niche écologique: Espace occupé par une espèce (ou tout autre groupe taxonomique) donnée et incluant le milieu physique
et le rôle fonctionnel de l’espèce en question.
Nitrification: Processus chimique et microbiologique ayant lieu dans le sol et l’eau et assurant l’oxydation du NH4+ en N03-
Nom chimique: La première lettre d’un nom chimique est en minuscule, ex: fénitrothion.
Nom de marque ou nom commercial: La première lettre d’un nom commercial est en majuscule, ex: Sumithion
Nymphes: Jeunes chez les hémimétaboles invertébrés avant leur développement au stade adulte.
Odomètre: Dispositif sur le compteur de vitesse d’un véhicule servant à mesurer les distances.
Oligotrophe:Ayant une faible productivité primaire; décrit des eaux avec de faibles niveaux en nutriments minéraux nécessaires
à la croissance des plantes vertes; substrats pauvres en nutriments.
Omnivore: Qui se nourrit de plantes ou d’animaux vivants ou morts.
Onchocercose: Maladie humaine vectorielle due à Onchocerca volvulus et transmise par les simulies adultes.
Opérateur: Personne utilisant un pulvérisateur (dans ce manuel, il peut s’agir du personnel à pied, du chauffeur d’un véhicule
ou d’un pilote à bord d’un aéronef).
Organisme non cible: Organisme pouvant être touché par une intervention humaine, alors qu’il n’en est pas l’objet (dans le
cadre de ce manuel, l’intervention se rapporte à la pulvérisation de pesticide).
Organismes benthiques: Organismes vivant au fond des rivières ou des lacs.
Organochlorés: Classe de pesticides caractérisés par des atomes de carbone, d’hydrogène et de chlore.
Organophosphorés: Classe de pesticides caractérisés par des atomes de carbone, d’hydrogène et de phosphore.
Ornithologie: Étude des oiseaux.
Otolithes: Petites particules calcaires présentes dans l’oreille interne des vertébrés, servant de capteurs de pesanteur et
d’accélération.
Parasite: Organisme dont la vie et le développement se font aux dépends d’un autre organisme.
Parcelle traitée: Zone destinée à recevoir un traitement par pulvérisation.
Passage de pulvérisation: Passage du pulvérisateur le long de son parcours de pulvérisation.
Perchage: Comportement de repos des animaux (qui se perchent généralement sur la végétation ou à l’intérieur des bâtiments
ou grottes).
Perpendiculairement au vent: À 90° de la direction du vent.
pH: Mesure relative de l’acidité et de l’alcalinité d’un milieu. Donne une mesure sur une échelle de 0 (acide) à 14 (alcalin), 7 étant
neutre.
Phéromone: Substance chimique secrétée par un insecte et stimulant un autre insecte de la même espèce.
Photopériode: Phase lumineuse d’un cycle jour-nuit.
Phytoplancton: Formes de vie végétale (généralement microscopiques) dépendant des mouvements de l’eau pour se déplacer
ou maintenir leur position.
Piège à émergence: Dispositif permettant de piéger des insectes adultes sortant de l’eau, du sol ou de la végétation.
Piscivore: Qui se nourrit de poissons.
Plocéidés: Membres de la famille des Ploceidae incluant les passereaux et les moineaux.
Polluant: Substance trouvée dans l’environnement, résultant des activités humaines et ayant un effet délétère sur les organismes
vivants.
Population: Individus d’une espèce rencontrés dans une zone déterminée.
Porte-fanion: Personne utilisant un fanion (drapeau) pour baliser les endroits de passage des pulvérisateurs et guider ainsi
l’opérateur du pulvérisateur.
Poudrage:Action de mélanger de l’insecticide à une poudre inerte tel que la craie ou le talc et de saupoudrer ce mélange sur
les ravageurs, leur habitat ou les cultures visées.
Pourcentage (%) de saturation: Oxygène dissous dans l’eau, exprimé en pourcentage de sa capacité normale de rétention.
262 G l o s s a i r e
Prédation: Comportement alimentaire des animaux se nourrissant d’autres animaux.
Prélèvement à la benne: Méthode d’échantillonnage des sédiments de rivières ou de lacs à l’aide d’instruments mécaniques à
mâchoires (bennes preneuses).
Principe de précaution: Dans le cadre de ce manuel, le principe selon lequel un produit agrochimique est dangereux jusqu’à
ce que son innocuité ait été démontrée.
Profil de dépôt: Forme de la courbe de dépôt du pesticide sous le vent à partir d’un passage de pulvérisation.
Pseudo-réplication: Utilisation d’observations répétées qui ne permettent pas de comparaisons statistiques valides entre la
variabilité d’un traitement et la variation aléatoire parmi les traitements, ou qui permettent la détection de différences statistiques
entre les observations de différentes zones mais ne PERMETTENT PAS de conclure à une différence entre les traitements.
Pulvérisateur à dérive passive: Pulvérisateur émettant passivement des gouttelettes perpendiculairement au vent. En opposition
aux pulvérisateurs à jet porté qui émettent des gouttelettes en les projetant initialement dans un jet d’air.
Pulvérisateur portable: Pulvérisateur porté par un opérateur durant la pulvérisation.
Pulvérisateur porté par un véhicule: Pulvérisateur monté sur un pick-up tout terrain.
Pulvérisation:Fractionnement d’un liquide en fines gouttelettes. Dans le cadre de ce manuel, pour l’épandage des pesticides sur
les ravageurs ou leur nourriture.
Pulvérisation aérienne: Pulvérisation, en général de pesticides, effectuée par un aéronef, avion ou hélicoptère.
Pulvérisation aqueuse: Utilisation d’une formulation insecticide qui peut être mélangée avec de l’eau, généralement un concentré
émulsionnable (CE) ou une poudre mouillable (PM). Le mélange est ensuite épandu à haut volume (centaines ou même milliers
de l/ha-1).
Pulvérisation à gouttelettes contrôlées (PGC):Technique d’application de gouttelettes de petite taille, considérée comme la
plus efficace pour une cible et des conditions particulières.
Pulvérisation cumulative: Pulvérisation effectuée perpendiculairement au vent pour qu’un dépôt s’accumule avec le
chevauchement des andains.
Pulvérisation résiduelle:Application d’une forte dose d’insecticide dans le but d’en prolonger les effets sur l’organisme cible.
Quadrat: Une petite superficie d’échantillonnage, souvent délimitée par une barrière solide (métal, bois, corde, etc.) dans laquelle
le nombre d’organismes présents est compté.
Quantitatif: Numérique; basé sur le dénombrement, les mesures, les proportions ou autres valeurs.
Rapport DMV/DMN (appelé R):Valeur du DMV divisée par celle du DMN pour mesurer la largeur du spectre des gouttelettes.
Si R est supérieur à 2, le spectre est large, s’il est inférieur à 2, il est relativement étroit et plus approprié à une pulvérisation UBV.
Une valeur de 1 signifierait que toutes les gouttelettes sont de la même taille mais aucun pulvérisateur ne peut produire un tel
spectre.
Rapport dose/réaction:Graphique indiquant les effets des concentrations de pesticide (ou de tout produit chimique toxique)
sur les organismes étudiés.
Recensement:Dénombrement de la population; observations systématiques pour examiner l’abondance absolue ou relative.
Régurgitation: Retour dans la bouche de matières ingérées.
Relèvement: Un relèvement à la boussole est le nombre de degrés entre une direction donnée et le nord magnétique. Le nord
correspond à 0, l’est à 90°, le sud à 180° et l’ouest à 270°. Les relèvements à la boussole fournissent un chiffre entre 0 et 360
degrés.
Rémanence: Propriété d’un pesticide qui reste efficace sur le terrain pendant une longue période.
Résidus: En termes chimiques, matière subsistant dans l’environnement pendant longtemps suite à un épandage ou à une quantité
déversée,
Respiration (aérobie): Processus se produisant dans les cellules des organismes vivants et par lequel l’oxygène et les molécules
organiques réagissent pour produire de l’énergie, de l’eau et du dioxyde de carbone.
Rhizome:Tige souterraine poussant horizontalement et, par ramification, permettant la propagation végétative.
Rhizosphère:Zone dans l’entourage immédiat des racines des plantes.
Richesse en espèces: Nombre d’espèces dans une zone donnée.
Risque: Jugement scientifique attestant la probabilité d’un dommage; dans le cadre de ce manuel, un concept statistique liant la
fréquence ou la probabilité d’effets délétères de l’exposition d’organismes à des toxines.
G l o s s a i r e 263
Rodenticide: Produit chimique (en général) ou biologique qui détruit les espèces de rongeurs nuisibles.
Ruissellement: Après la pluie, écoulement de produits chimiques dissous dans l’eau ou adsorbés sur les particules de sol en
suspension, en provenance de zones d’épandage de pesticides ou d’autres produits agrochimiques.
Scinque: Membre des Scincidae (famille de lézards) comprenant notamment les genres Chalcides et Mabuya en Europe,Asie et
Afrique.
Sédentaire:Qui reste dans une région déterminée.
Sédimentation: Phénomène qui se produit lorsqu’une gouttelette tombe verticalement et atterrit sur une surface horizontale.
La gouttelette tombe sur la surface sous l’effet de la pesanteur.
Séquestrer: Isoler, écarter. Ex: la formation isolée de résidus de pesticides dans le tissu adipeux des vertébrés.
Services environnementaux: Bénéfices fournis par les écosystèmes par le biais de leurs fonctions écologiques qui sont utilisées
pour maintenir les moyens d’existence humains.
Seuil de nuisibilité: Dans la lutte contre les ravageurs, le nombre de ravageurs par m2 (par hectare ou km2) à partir duquel des
opérations de lutte sont jugées utiles. Ce seuil varie d’une culture, d’une saison et d’un pays à un autre.
Sigmoïde: En forme de S.
Spécificité: Dans le cadre de ce manuel, action d’un pesticide dont l’effet est limité à une gamme étroite d’organismes.
Spectre des gouttelettes: Gamme des tailles de gouttelettes produites par un type donné de pulvérisateur.
Spectre large: Propriété d’un insecticide qui tue une large gamme d’organismes différents.
Stade: Étapes de développement par lesquelles passent certaines larves d’insectes avant la mue imaginale.
Stagnant:Qui se rapporte à des habitats aquatiques statiques, calmes ou à faible courant.
Strate: Couche (ex: dans les roches ou la végétation) présentant des caractéristiques permettant de la distinguer des couches
adjacentes.
Stratification: Organisation en couches horizontales; structure verticale d’une communauté ou d’un habitat en couches
horizontales superposées; groupement d’individus dans une communauté ou habitat en classes particulières; en statistique, le
regroupement d’échantillons pour tenir compte de caractéristiques particulières communes.
Sub-adulte:Ayant presque atteint la taille adulte, mais encore sexuellement immature.
Sub-létal: En dessous de la concentration qui entraîne directement la mort. Les concentrations sub-létales peuvent avoir sur le
comportement, la biochimie et la physiologie des individus des impacts pouvant passer inaperçus.
Substrat: Milieu servant de nourriture ou de support aux organismes (sol, feuilles, sédiment, etc.).
Substrat artificiel: Milieu composé par exemple de pierres, briques et tuiles, utilisé pour collecter les organismes qui le
colonisent.
Succès dans la quête alimentaire: Efficacité dans la recherche de la nourriture.
Suivi: Mesure systématique dans le temps des variables et processus dans un but spécifique (ex: recherche d’un type spécifique
de changement dans une variable donnée; assurer qu’un critère ou qu’une norme particulière soit respectée).
Surdosage/sous-dosage: Quand une quantité d’insecticide supérieure/inférieure à la dose recommandée a été utilisée.
Surveillance:Programme continu de recensements permettant de collecter un ensemble d’observations dans le temps; collecte
systématique de données dans le temps.
Symbiotique:Association entre espèces présentant éventuellement des avantages pour chacun.
Système enzymatique: Ensemble d’enzymes contrôlant le comportement et la physiologie d’un organisme. Ex: acétyl-
cholinestérase.
Taille de la gouttelette: Se réfère au diamètre d’une gouttelette. Elle s’exprime en micromètres (microns) et s’écrit µm. Un
micromètre est égal à un millionième de mètre. Un point de 100 µm diamètre est visible à l’oeil nu. Des gouttelettes d’une taille
inférieure sont difficiles à distinguer.
Taxon: Tout groupe d’organismes considéré comme suffisamment différent des autres groupes pour être traité comme une
unité indépendante.
Taxonomie:Théorie et pratique consistant à décrire, nommer et classifier les organismes; systématique.
Témoin (non traité):Autre terme désignant une zone non traitée appelée « témoin non traité ».
264 G l o s s a i r e
Temps de convoyage:Temps passé par un aéronef pour effectuer des trajets aller-retour entre la piste d’atterrissage et la cible
afin de se ravitailler en carburant ou en insecticide.
Terrestre:Relatif à la surface du sol ou de la terre.
Territoire: Surface comprise à l’intérieur du domaine vital d’un animal, occupé plus ou moins exclusivement par un animal ou
un groupe d’animaux de la même espèce et défendu au moyen d’avertissements ou de comportements explicitement agressifs.
Thermistor/thermocouple: Sondes permettant de mesurer la température.
Topographie: Étude détaillée ou carte des caractéristiques physiques d’une zone.
Tourbillonnants (essaims):Acridiens (ou autres insectes) effectuant de brefs vols au-dessus d’une population essentiellement
posée. Cela peut se produire le soir quand l’essaim se pose sur des perchoirs ou le matin quand il se prépare à partir.
Toxicité: Capacité d’une matière à causer des effets nocifs sur les organismes vivants.
Toxicité pour les mammifères: Mesure du caractère toxique d’un produit pour les mammifères; la toxicité est généralement
testée sur les rats en laboratoire et exprimée en DL50.
Toxine: Poison.
tr/min:Tours par minute, mesure standard de la vitesse de rotation d’un atomiseur, moteur, etc.
Traitement en couverture totale:Pulvérisation sur l’ensemble de la surface cible, contrairement à la pulvérisation en barrières
(cf. « Barrière »).
Traitement en formation: Au moins deux opérateurs effectuant une pulvérisation en même temps, mais d’une manière telle
que toute contamination mutuelle est évitée.
Traitement sélectif: Méthode d’application de pesticides impliquant une réduction ou une délimitation de la zone cible et/ou
des intervalles d’application permettant de limiter la quantité de produit chimique nécessaire.
Transect: Ligne de longueur et de trajectoire fixées, utilisée pour compter la densité d’un groupe faunique ou floral particulier.
Trypanosomose: Maladie vectorielle touchant les hommes et le bétail, due au trypanosome et transmise en Afrique par les
mouches tsé-tsé.
Turbulence:Agitation de l’air causée par l’action du vent sur un terrain accidenté ou présentant des obstacles, due à la rencontre
de masses d’air de températures différentes, etc.; écoulement non uniforme de l’eau dû à la présence d’objets immergés, etc..
UBV: Pulvérisation en ultra bas volume.Application de faibles volumes (généralement de 0,5 à 1,0 l/ha-1 pour les acridiens) sous
forme de très fines gouttelettes de pesticide concentré. Les pesticides UBV sont pulvérisés non dilués, ils sont huileux pour
réduire l’évaporation et ne peuvent donc pas être dilués dans de l’eau.
Vasculaire (vascularisé): Chez les animaux, contenant de nombreux vaisseaux sanguins; les capillaires, les veines et les artères
transportent l’oxygène, les nutriments et les produits chimiques dans le corps d’organismes vertébrés et de certains invertébrés.
Chez les végétaux, contenant le tissu conducteur pouvant générer les racines, les tiges et les feuilles.
Vecteur:Voir ‘Vecteur de maladie’.
Vecteur de maladie: Organisme nuisible transmettant une maladie.
Végétation émergente:Végétation enracinée en zone littorale et sortant de l’eau.
Vent arrière:Vent soufflant dans le même sens que celui d’avancement de l’aéronef.
Vêtements de protection:Vêtements portés par les opérateurs de pulvérisateurs pour se protéger des pesticides.
Vitesse d’action: Rapidité avec laquelle un insecticide tue l’insecte après exposition.
Vitesse d’exécution: Superficie pouvant être traitée avec un produit agrochimique au cours d’une période donnée, généralement
exprimée en hectares par heure (ha/h).
Voie d’exposition: Dans le cadre de ce manuel, la voie par laquelle un insecticide pénètre dans un organisme vivant. Elle peut
être cutanée (par la peau), orale (par la bouche et l’estomac) ou par inhalation.
Volatile: Qui s’évapore facilement.
Volume d’application (VA): Volume du liquide (pour une application UBV, volume du produit) en litres ou en ml épandu sur
une unité de surface donnée (1 ha).
G l o s s a i r e 265
Zone de courant: Partie peu profonde du lit d’un cours d’eau sur laquelle l’eau coule rapidement et se brise en vagues sur les
obstacles submergés.
Zone de traitement: En statistique, la zone soumise volontairement à un effet, une condition ou tout autre influence externe
déterminée.
Zone écologiquement sensible (ZES): Zone ayant une valeur notable à l’état naturel.
Zone euphotique: Zone des lacs et rivières où la lumière pénètre suffisamment pour permettre la photosynthèse.
Zone tampon: Zone proche d’une zone écologiquement sensible ou d’un habitat dans lequel aucun traitement n'est effectué
pour éviter une contamination par la dérive de pulvérisation.
Zooplancton: Formes de vie animale (généralement microscopiques) dépendant des mouvements de l’eau ou de l’air pour se
déplacer ou maintenir leur position.
ABRÉVIATIONS
ANOVA Analyse de la variance
CE Concentré émulsionnable
CGL Chromatographie gaz-liquide
CLHP Chromatographie en phase liquide à haute performance
CMR Capture - marquage - recapture
CNUED Conférence des Nations Unies sur l’environnement et le développement
CPUE Captures par unité d’effort
CRE Capacité de rétention d’eau
DMN Diamètre médian du nombre
DMV Diamètre médian du volume
EIE Étude d’impact sur l’environnement
EPS Extraction en phase solide
EQR Évaluation quantitative des risques
ET Écart-type
FAO Organisation des Nations Unies pour l’alimentation et l’agriculture
FC Fréquence constante
FM Modulation de fréquence
GPS Système de positionnement global par satellite (Global positioning system).
HCH Hexachlorocyclohexane
IGR (Insect growth regulators): Inhibiteurs de croissance des insectes
LoD (Lower limit of determination): Limite inférieure de détection
m.a. Matière active
MLG Modèle linéaire généralisé
NMA Nombre minimal d’animaux
OC Pesticide organochloré
OD Oxygène dissous
ONG Organisation non gouvernementale
OP Pesticide organophosphoré
PDE Poudre dispersible dans l’eau
PM Poudre mouillable
ppb parts par milliard
ppm parts par million
QS Indice de Sørensen
RAP Radiations actives dans la photosynthèse
SE (Standard error): Erreur type
SED (Standard error of the difference): Erreur type entre deux traitements
SS (Sum of Squares): Somme des carrés des écarts
tr/min Tours par minute
UBV Ultra bas volume
UICN Union internationale pour la conservation de la nature (Alliance mondiale pour la nature)
VA Volume d’application
ZES Zone écologiquement sensible
FICHES MÉTHODOLOGIQUES
MÉTHODES
DE SUIV I
ÉCOLOGIQUE
POUR ÉVALUER LES EFFETS DES 
PESTICIDES DANS LES TROPIQUES
E d i t é  p a r I a n  F.  G r a n t  e t  C o l i n  C .  D.  T i n g l e
Tr a d u c t i o n  f r a n ç a i s e  :  A g ro o h !  B i o s c i e n c e  t r a n s l a t i o n s
Mesure de la largeur de l’andain pour des
pulvérisateurs UBV
À RETENIR
ÉQUIPEMENT: pulvérisateur, formulation à base d’huile, traceur fluorescent, papiers oléosensibles,
colle ou pâte adhésive, piquets pour accrocher les papiers oléosensibles, vêtements de protection,
gants de caoutchouc nitrile, chaîne d’arpenteur, seau, planchette à pince, fanions, anémomètre (ou
échelle de Beaufort), thermomètre, lampes à lumière ultraviolette, gabarits de comptage, loupe.
Méthode
• Trouver la direction du vent et, à l’aide de fanions, baliser une ligne de pulvérisation d’au moins 60 m le long du passage
de l’opérateur, à 90° de la direction du vent. À partir de la ligne de pulvérisation, planter une ou plusieurs lignes de piquets
sous le vent. Positionner les piquets avec l’écartement indiqué sur le schéma ci-dessous. Si l’étude concerne le suivi d’une
pulvérisation aérienne ou effectuée à partir d’un véhicule, l’espacement des lignes de piquets doit être plus grand: par
exemple 500 m à 1 km.
Schéma d’échantillonnage de pulvérisation
Vent Fanion
0 m 1 m 2 m
4 m
6 0 m 7 m
100 m maxi
• Les piquets doivent être positionnés à 0, 1, 2, 3, 5, 7, 10, 15, 20, 30, 50, 80 et 100 m sous le vent (voir illustration de la fiche
méthodologique ‘Utilisation d’échantillonneurs rotatifs à oxyde de magnésium’). Ces distances sont adaptées aux
pulvérisateurs manuels. En cas de pulvérisateurs montés sur véhicules ou de pulvérisation aérienne, les piquets doivent
couvrir une distance maximale de 200 m et 500 m respectivement et l’écartement entre les échantillonneurs doit être
ajusté proportionnellement.
• Manipuler les papiers oléosensibles avec soin, car ils se marquent facilement et les traces de doigts sur la surface sensible
peuvent gêner le comptage des gouttelettes. Seule la face brillante est sensible. Astuce: Porter des gants de caoutchouc
nitrile. Manipuler les papiers par leur extrémité, sans toucher le milieu. Fixer les papiers au sommet des piquets (à l’aide de
punaises, de pâte adhésive, etc.) face au vent, avec la face sensible du papier vers l’extérieur.
• L’opérateur procède alors à l’application du produit, de la même manière que pour un traitement normal.
• Lors de la pulvérisation, enregistrer la vitesse et la direction du vent.
• Après la pulvérisation, ramasser les papiers aussi vite que possible. Étiqueter les papiers oléosensibles avec leur position
et le traitement appliqué, puis les coller sur une feuille de papier (à l’aide par exemple d’un bâton de colle).Veiller à ce que
rien ne touche la surface des papiers oléosensibles, car cela pourrait provoquer l’étalement des gouttelettes et rendre leur
comptage difficile.N.B.: Porter des vêtements de protection et des gants de caoutchouc nitrile car les surfaces seront
contaminées par le pesticide.
• Au laboratoire, à l’aide d’un gabarit de comptage (cf. ci-dessous), d’une lampe ultraviolette et d’une loupe, compter le
nombre de gouttelettes sur les papiers. Si les gouttelettes sont nombreuses, compter le nombre dans le cadre de 0,25 cm2
et multiplier par 4 pour obtenir le nombre de gouttelettes par cm-2. Si les gouttelettes sont peu nombreuses, compter le
nombre dans le gabarit de 1 cm2, aucune correction n’est nécessaire.
• Tracer un graphe du nombre de gouttelettes par cm-2 (sur l’axe vertical ou axe des ordonnées y) en fonction de la distance
sous le vent (sur l’axe horizontal ou axe des abscisses x).
C h a p i t r e 4 TRA ITEMENTS AVEC DES PEST IC IDES : MA ÎTR I SE ET SU IV I H . D o b s o n e t W. K i n g
Gabarit pour le comptage Profil de dépôt sur un andain
des gouttelettes
0.25 cm2
0.5 cm2
1 cm2
Gabarit en carton
N.B.: La répartition réelle du volume risque d’être sensiblement différente de la répartition du nombre, car les gouttelettes
comptées près du pulvérisateur sont en général plus grandes que celles prélevées plus loin sous le vent.
CONSEILS
S’il s’agit de l’étalonnage d’un pulvérisateur, l’opérateur doit effectuer 3 passages du pulvérisateur le long de la même
ligne. Ce n’est pas une pratique standard mais elle permet de réduire la variation naturelle du dépôt rencontrée sur le
terrain.
Si aucun anémomètre n’est disponible, noter la vitesse du vent avec une échelle de Beaufort.
Les gouttelettes doivent être comptées aussi vite que possible, sinon, elles risquent de s’évaporer. Le comptage doit
être effectué dans les 2 à 3 heures.
Enregistrer les données sur une fiche similaire à celle indiquée (Fiche de comptage des gouttelettes).
C h a p i t r e 4 TRA ITEMENTS AVEC DES PEST IC IDES : MA ÎTR I SE ET SU IV I H . D o b s o n e t W. K i n g
Mesure des gouttelettes et détermination
du DMN et du DMV
À RETENIR
ÉQUIPEMENT: Microscope, micromètre à objectif, réticule Porton, surfaces d’échantillonnage (lames
enduites d’oxyde de magnésium MgO) avec le dépôt de pulvérisation, fiche de mesure de la taille des
gouttelettes, papier millimétré (programme informatique ou feuille de calcul DMN/DMV).
ÉTALONNAGE DU RÉTICULE ET PRÉPARATION DE LA FICHE DE MESURE
Méthode
• À l’aide du micromètre à objectif,
mesurer la taille de l’un des plus grands
cercles sur le réticule Porton.
A Z 5 7 9 11 13
• Calculer toutes les autres limites
10
supérieures des classes de tailles à l’aide 9
8
d’une progression arithmétique de 7
0 1 2 3 4 5 6
racine carrée. Entrer les valeurs B
obtenues dans la colonne 2 de la fiche
de mesure des gouttelettes.
C 6 8 10 12 14
• Dans la colonne 3 de la fiche de
mesure, corriger les tailles des classes D
par le facteur d’étalement sur la
surface d’échantillonnage. Pour la lame E
0 1
enduite de MgO: multiplier par 0,86; 2 3 4 5 6 7
8
pour d’autres surfaces 9
10
d’échantillonnage, ce facteur peut F
Z 5 7 9 11 13
varier en fonction des différentes
classes de tailles: se référer à
l’étalonnage précédent de la
combinaison surface Nouveau réticule Porton G12  Progression arithmétique de racine carrée
d’échantillonnage/formulation de la Réticule Porton
pulvérisation.
• Calculer la moyenne géométrique de la
classe de tailles (racine carrée de la
limite supérieure x limite inférieure) et entrer cette valeur dans la colonne 4. Le tableau est maintenant prêt à recevoir
les données.
MESURE DES GOUTTELETTES
Méthode
• Examiner au microscope (lumière transmise) la lame enduite de MgO qui a été exposée à la pulvérisation de gouttelettes.
Avant de commencer les mesures, il est recommandé d’observer toute la surface d’échantillonnage car la taille des
gouttelettes dépend de leur emplacement. Les plus petites gouttelettes se trouvent en général près des bords des
échantillonneurs verticaux.Attribuer des classes de tailles aux gouttelettes. Chaque gouttelette peut être comparée, sur
le réticule Porton, aux cercles noirs, aux cercles vides ou aux distances entre les lignes. Une gouttelette est rangée dans
la classe 5 si elle est inférieure à la limite supérieure de la classe en question: si cette gouttelette est légèrement plus
grande que le cercle noir n° 5, elle doit être rangée dans la classe 6.
• Travailler à deux permet de faciliter cette opération: un opérateur mesure et dicte la valeur, l’autre inscrit les données sur
la fiche.
• Mesurer au moins 100 gouttelettes, un nombre supérieur est préférable.
• Si on a besoin d’un échantillon plus représentatif du dépôt complet, mesurer les gouttelettes sur plusieurs lames
échantillons. En général, examiner de 5 à 10 lames permet d’obtenir un échantillon précis.
C h a p i t r e 4 TRA ITEMENTS AVEC DES PEST IC IDES : MA ÎTR I SE ET SU IV I H . D o b s o n e t W. K i n g
• Effectuer les calculs indiqués sur la fiche de mesure des gouttelettes et compléter entièrement les colonnes 6 et 9.Tracer
les données obtenues sur du papier millimétré, indiquant, sur les axes, la taille des gouttelettes et les pourcentages cumulés.
Le pourcentage cumulé en nombre et le pourcentage cumulé en volume sont représentés sur le même graphique par deux
courbes. Il est possible d’utiliser du papier millimétré classique,mais un papier à échelle fonctionnelle logarithmique permet
de tracer des courbes plus régulières et plus faciles à interpréter.
• Relever, sur le papier millimétré, le diamètre des gouttelettes correspondant à un pourcentage cumulé en nombre et en
volume de 50 %. Les deux points obtenus sont respectivement le DMN et le DMV.
• Au lieu de tracer manuellement le DMN et le DMV, il est possible d’utiliser un programme informatique en BASIC ou une
feuille de calcul Microsoft Excel préformatée (disponibles auprès des auteurs).
C h a p i t r e 4 TRA ITEMENTS AVEC DES PEST IC IDES : MA ÎTR I SE ET SU IV I H . D o b s o n e t W. K i n g
FICHE DE MESURE DES GOUTTELETTES
Nom Date Liquide testé
Type de pulvérisateur tr/min et pression:
Surface d’échantillonnage Facteur d’étalement:
1 2 3 4 5 6 7 8 9
Classe de tailles sur Limite supérieure de Limite réelle Moyenne Nombre de Pourcentage Volume de la Nombre x Pourcentage
le réticule Porton la classe (MgO) supérieure de la géométrique de la gouttelettes dans cumulé du nombre gouttelette volume cumulé du
classe (MgO x 0,86) classe réelle (racine la classe total (4/3 pi r3) volume total
carrée de lim. sup. x
lim. inf.)
Unités µm µm µm % µm3 µm3 %
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
11
12
13
14
Nombre total Volume total
tr/min = tours par minute
FAIRE DES COPIES DE CETTE FICHE
Ch a p i t r e 4 TRA ITEMENTS AVEC PEST IC IDE : MA ÎTR I SE ET SU IV I H . D o b s o n e t W. K i n g
FICHE DE COMPTAGE DES GOUTTELETTES
Papier collecteur Date
Détails de la Heure O p é r a t e u r
pulvérisation:
Pesticide
Vitesse du vent lors de la pulvérisation
Formulation
Distance Surface du Nombre de gouttelettes Nombre Nombre
sous le vent gabarit utilisée (4 comptages) moyen de moyen de
(m) (0,25; 0,5 gouttelettes gouttelettes
or 1 cm2) par cm2
0
1
2
4
7
etc.
FAIRE DES COPIES DE CETTE FICHE
4 TRA ITEMENTS AVEC DES PEST IC IDES : MA ÎTR I SE ET SU IV I H . D o b s o n e t W. K i n g
Technique de prélèvement permettant de mesurer le
débit d’un pulvérisateur
À RETENIR
ÉQUIPEMENT: Carnet, stylo, chronomètre ou montre chronomètre, éprouvette graduée (100 ml ou
500 ml), seau, vêtements de protection, eau et savon, pulvérisateur, insecticide étiqueté.
Cette technique est utilisée quand le liquide de pulvérisation peut être prélevé facilement au fur et à
mesure de son émission.
Méthode
• Enfiler les vêtements de protection.
• Remplir le pulvérisateur et le positionner pour qu’il émette
l’insecticide dans un seau.
• Laisser l’insecticide s’écouler du pulvérisateur dans le seau
pendant une durée chronométrée (M). En général, 3 minutes
suffisent.
• Verser le contenu du seau dans l’éprouvette graduée pour
mesurer le nombre de litres émis et recueillis (E).
• Calculer le débit (D) en l/min-1 à l’aide de la formule suivante:
 
D (1 min-1) = E (1)
M(min)
• Ajuster le débit du pulvérisateur en tournant la buse ou en
appliquant la méthode préconisée dans le manuel d’utilisation
pour arriver à la valeur requise et vérifier à nouveau.
Continuer le réglage et la vérification jusqu’à l’obtention du
débit souhaité.
• Quand le débit souhaité a été obtenu, procéder à la
vérification deux fois de plus pour s’assurer de son exactitude.
CONSEILS
Consulter la notice d’utilisation du fabricant avant de régler le débit pour la première fois. Les informations
habituellement fournies sur l’étalonnage constituent un point de départ pour évaluer le débit.
Le débit peut être vérifié en continu (particulièrement dans le cas d’un aéronef) en notant le temps de pulvérisation et
la quantité d’insecticide utilisée. Si la quantité d’insecticide semble trop importante ou trop faible, le débit devra être
mesuré à nouveau et réglé une nouvelle fois si nécessaire.
.
C h a p i t r e 4 TRA ITEMENTS AVEC DES PEST IC IDES : MA ÎTR I SE ET SU IV I H . D o b s o n e t W. K i n g
Mesure de la quantité manquante pour déterminer
le débit
À RETENIR
ÉQUIPEMENT: Carnet, stylo, chronomètre ou montre chronomètre, éprouvette graduée (100 ml ou
500 ml), vêtements de protection, eau et savon, pulvérisateur, insecticide étiqueté.
Cette technique est à utiliser lorsque le liquide de pulvérisation ne peut pas être facilement recueilli
au fur et à mesure de son émission.
Méthode
• Remplir le pulvérisateur avec de l’insecticide jusqu’à un niveau déterminé (soit jusqu’à ce qu’il soit plein, soit jusqu’à un
niveau marqué) et pulvériser la zone cible en utilisant la technique de pulvérisation habituelle pendant une durée
chronométrée (M). En général, 10 minutes suffisent.
• Utiliser l’éprouvette graduée pour mesurer la quantité d’insecticide nécessaire pour remplir le pulvérisateur jusqu’au
niveau initial. Cela donnera le volume en litres émis (E).
• Calculer le débit (D) en l/min-1 en utilisant la formule ci-dessous et ajuster le pulvérisateur pour obtenir la valeur requise.
 
D (1 min-1) = E (1)
M(min)
• Quand le débit voulu a été obtenu, procéder à la vérification deux fois de plus pour s’assurer qu’il n’y a eu aucune erreur
de mesure.
CONSEILS
Consulter la notice d’utilisation du fabricant avant de régler le débit pour la première fois. Les informations
habituellement fournies sur l’étalonnage constituent un point de départ pour évaluer le débit.
Le débit peut être vérifié en continu (particulièrement dans le cas d’un aéronef) en notant le temps de pulvérisation et
la quantité d’insecticide utilisée. Si la quantité d’insecticide semble trop importante ou trop faible, le débit devra être
mesuré à nouveau et réglé une nouvelle fois si nécessaire.
C h a p i t r e 4 TRA ITEMENTS AVEC DES PEST IC IDES : MA ÎTR I SE ET SU IV I H . D o b s o n e t W. K i n g
Étalonnage des pulvérisateurs UBV
À RETENIR
ÉQUIPEMENT: Carnet, stylo, chronomètre ou montre chronomètre, éprouvette graduée (100 ml ou
500 ml), seau, vêtements de protection, eau et savon, pulvérisateur, pesticide étiqueté, chaîne
d’arpenteur, fanions ou autres balises, gazole ou kérosène.
ÉTAPES D’ÉTALONNAGE
• Trouver la dose (g m.a./ha). Identifier la substance active du pesticide utilisé et déterminer la dose recommandée en
g m.a. ha-1.
• Convertir la dose en volume d’application (l ha-1). Lire sur l’étiquette la concentration de la formulation du
pesticide exprimée en g m.a. ha-1. Utiliser la formuleVA ci-dessous pour calculer le volume d’application (VA) en l ha-1.
• Calculer le débit nécessaire (l min-1). Utiliser la formule du débit ci-dessous pour calculer le débit nécessaire à
l’obtention du volume d’application VA (en utilisant des chiffres réalistes pour l’espacement entre les passages et la
vitesse d’avancement).
Volume d’application requis (l ha-1) = Dose recommandée (g m.a. ha-1) (formuleVA)
Concentration de la formulation (g m.a. ha-1)
Par exemple, si une formulation de bendiocarbe contient 200 g m.a. l-1, la dose recommandée pour le bendiocarbe est de
100 g m.a. ha-1. Par conséquent, le volume d’application peut être calculé comme suit:
VA (l ha-1) = 100 g m.a. ha-1 = 0,5 l ha-1
200 g m.a. l-1
Calculer les paramètres du pulvérisateur pour obtenir le volume d’application (VA)
Afin d’appliquer le volume d’application requis (ce qui donnera la dose correcte), il faudra régler trois paramètres de
pulvérisation:
1. L’espacement entre les passages (la distance entre les passages du pulvérisateur). Si l’espacement entre les passages
augmente, le VA diminue.
Pour déterminer l’espacement entre les passages
• Choisir un espacement entre les passages d’après la documentation du constructeur, la vitesse et la direction du vent et
sa propre connaissance du pulvérisateur. Les espacements entre les passages habituels sont de 10 m pour les
pulvérisateurs manuels à disque rotatif, de 25 m pour les pulvérisateurs à dérive montés sur véhicule et de 100 m pour
les aéronefs.
• L’espacement entre les passages est déterminé par le type de pulvérisateur ainsi que la vitesse et la direction du vent
durant la pulvérisation. Cet espacement doit être suffisamment large pour que les zones cibles puissent être traitées
rapidement, mais pas trop large, sinon le pesticide ne couvrira pas de façon suffisamment uniforme les zones entre les
passages.
2. La vitesse d’avancement. Si la vitesse d’avancement augmente, le VA diminue.
Pour déterminer la vitesse du pulvérisateur
• À l’aide d’un chronomètre, vérifier la vitesse du pulvérisateur sur une distance établie et utiliser ce chiffre dans les calculs.
Pour un aéronef, consulter le pilote pour vérifier la vitesse normale de vol lors d’une pulvérisation.
• La vitesse d’avancement est principalement déterminée par les limitations du système de transport du pulvérisateur,
c’est-à-dire la vitesse à laquelle une personne peut marcher confortablement (environ 90 m min-1), la vitesse à laquelle
un véhicule peut rouler sans danger sur un terrain accidenté (7 km h-1 environ) ou la vitesse normale de vol d’un aéronef
(entre 140 et 200 km h-1).
C h a p i t r e 4 TRA ITEMENTS AVEC DES PEST IC IDES : MA ÎTR I SE ET SU IV I H . D o b s o n e t W. K i n g
3. Débit du pulvérisateur (ou taux d’émission). Si le débit augmente, le volume d’application (VA) augmente.
Pour calculer le débit à utiliser
• Appliquer la formule suivante pour déterminer le débit approprié:
Débit (l min-1) = VA (l ha-1) xVitesse (km h-1) x Espacement entre les passages (m) (formule du débit)
600
Le débit est normalement le plus facile de ces facteurs à ajuster. Il doit être réglé pour que le volume d’application (et donc la
dose) corresponde à l’espacement entre les passages et à la vitesse d’avancement choisis. Mesurer et régler le débit en suivant
la procédure donnée dans la fiche méthodologique sur la mesure du débit d’un pulvérisateur.
Exemple
La cible est constituée de bandes larvaires d’acridiens traitées par un pulvérisateur porté par véhicule, rempli de 20 %
de bendiocarbe et se déplaçant à une vitesse de 4,8 km h-1 avec un espacement de 25 m entre les passages. Le débit peut
être calculé à l’aide de la formule ci-dessous. N.B.: Il a déjà été calculé que le volume d’application nécessaire pour
épandre la dose recommandée de ce pesticide est de 0,5 l ha-1.
Débit (l min-1) = 0,5 l ha-1 x 4,8 km h-1 x 25 m = 0,1 l min-1
600
Cette formule peut être inversée pour calculer l’un des autres facteurs:
VA (l ha-1) = débit (l min-1) x 600
vitesse (km h-1) x Espacement entre les passages (m)
Vitesse (km h-1) = débit (l min-1) x 600
VA (l ha-1) x Espacement entre les passages (m)
Espacement (m) = débit (l min-1) x 600
entre les passages VA (l ha-1) x vitesse (km h-1)
C h a p i t r e 4 TRA ITEMENTS AVEC DES PEST IC IDES : MA ÎTR I SE ET SU IV I H . D o b s o n e t W. K i n g
Étalonnage des pulvérisateurs à grand volume
À RETENIR
ÉQUIPEMENT: Carnet, stylo, éprouvette graduée ou godet doseur (20 ml), vêtements de protection,
eau et savon, pulvérisateur, pesticide étiqueté, chaîne d’arpenteur, fanions ou autres balises, gazole ou
kérosène.
Avant de s’assurer de la dose correcte de pesticide pour une culture donnée, il faut déterminer leVA.
MESURER LEVOLUME D’APPLICATION (VA)
Méthode
• À partir d’un point précis dans la culture (choisir ce point au hasard, mais loin des bords du champ), faire 5 grands pas
et planter un piquet dans le sol au bout de votre pied.Tourner de 90° et refaire 5 grands pas et planter un autre piquet
dans le sol au bout de votre pied. Répéter cette manœuvre une troisième fois pour obtenir une surface d’environ 25 m2,
ou 1/400e d’hectare, dont les coins sont balisés avec des piquets.
• Poser le pulvérisateur propre sur une surface plane et remplir le réservoir d’eau (pas de pesticide) jusqu’à un niveau
correspondant à l’une des graduations indiquées sur le réservoir.
• Pulvériser la surface de culture délimitée avec de l’eau, comme si c’était du pesticide.
• Remettre le pulvérisateur sur la même surface plane et, à l’aide des graduations marquées sur le réservoir, estimer le
volume de liquide pulvérisé sur la culture. Il est également possible de mesurer le volume d’eau nécessaire pour remplir
le pulvérisateur au niveau initial.
• Si le volume utilisé est de 1 litre, le VA se situe aux environs de 400 l ha-1. Si le volume utilisé est de 0,5 litre, le VA se
situe aux environs de 200 l ha-1, etc.
Utiliser la formule suivante pour calculer le VA si la superficie traitée est différente:
VA (l ha-1) =Volume moyen utilisé (l) x 10,000
Surface traitée (m2)
Ajuster le volume d’application
• Si le VA est trop élevé, l’utilisateur doit, soit adapter une buse plus petite sur le pulvérisateur soit, si la buse est assez
petite, modifier la technique de pulvérisation pour appliquer moins de produit sur chaque plante, c’est-à-dire passer
moins de temps à pulvériser en marchant plus vite.
• Après avoir ajusté l’équipement et/ou la technique, mesurer de nouveau le VA pour vérifier qu’il est correct.
• Si l’équipement de pulvérisation ne peut produire un VA suffisamment bas, par exemple si une petite buse n’est pas
disponible, l’utilisateur doit alors modifier la dose. Par exemple, si le pulvérisateur délivre un VA de 800 l ha-1 sur une
culture de taille moyenne (soit le double du volume requis), la dose peut être réduite de moitié par rapport à ce qui est
inscrit sur l’étiquette du pesticide, sans risquer d’appliquer trop peu de matière active.
Mettre la dose correcte de produit
• Consulter l’étiquette du pesticide pour connaître le volume de liquide concentré (ou le poids de poudre sèche) à mettre
dans 10 litres d’eau.
• Après avoir déterminé le volume requis pour la cuve du pulvérisateur, ajouter la dose prescrite à l’aide du godet doseur
ou de l’éprouvette graduée.
C h a p i t r e 4 TRA ITEMENTS AVEC DES PEST IC IDES : MA ÎTR I SE ET SU IV I H . D o b s o n e t W. K i n g
CONSEILS
La dose recommandée est parfois donnée pour un pulvérisateur de 15 litres ou pour 100 litres d’eau, mais la quantité
requise pour un volume particulier peut être aisément déduite.
Le magasin qui vend le pesticide fournit également des godets doseurs dont le coût est négligeable par rapport aux coûts
des erreurs d’application: gaspillage de pesticide ou mauvais résultats de pulvérisation.
Pour traiter une grande surface de culture, il est possible de préparer une quantité importante de liquide à pulvériser
dans un fût puis d’en remplir les pulvérisateurs à dos. Si le fût a une capacité de 200 litres, il permettra de remplir 20
fois un réservoir de pulvérisation de 10 litres. Il suffit donc d’y ajouter 20 fois la quantité de concentré recommandée
pour chaque réservoir de pulvérisation de 10 litres. Ne mélanger que la quantité nécessaire pour un maximum de 4 h
de pulvérisation afin de ne pas laisser le mélange pendant toute la nuit.
C h a p i t r e 4 TRA ITEMENTS AVEC DES PEST IC IDES : ma î t r i s e e t s u i v i H . D o b s o n e t W. K i n g
Fabrication de lames enduites d’oxyde de magnésium
À RETENIR
ÉQUIPEMENT:Bec Bunsen ou brûleur portable au gaz, ruban de magnésium, lames de verre (largeur:
24 ou 6 mm), porte-lames métallique, lunettes de sécurité teintées, pinces, gants, boîte à lames.
Méthode
• Placer 5 lames de verre côte à côte sur un porte-lames métallique, dans une sorbonne ou une zone bien ventilée (les lames
doivent être serrées l’une contre l’autre). La partie inférieure des lames ne doit pas être masquée par le support, au moins
pour le tiers de leur partie centrale.
• Couper un morceau de ruban de magnésium d’environ 20 cm long. Tenir l’une des extrémités à l’aide des pinces
métalliques.
• Mettre les lunettes de sécurité teintées et enflammer l’autre extrémité du ruban de magnésium à l’aide du bec bunsen.
Placer immédiatement l’extrémité enflammée sous les lames de verre, à 5 cm au moins de celles-ci pour ne pas les faire
éclater.
• 3 ou 4 morceaux de ruban de magnésium seront probablement nécessaires pour traiter les 5 lames.
• Quand une couche suffisante d’oxyde de magnésium (MgO) s’est déposée sur les lames (environ 0,5 mm), sortir les lames
et les placer dans une boîte.Astuce: L’épaisseur réelle de la couche de MgO dépend de la taille des gouttelettes à échantillonner.
Si la couche est trop fine, les gouttelettes vont la traverser et toucher le verre. Si la couche est trop épaisse, les impacts des
gouttelettes seront difficiles à voir, même sous une forte lumière transmise.
• Manipuler les lames avec soin pour éviter de toucher la zone d’échantillonnage enduite d’oxyde de magnésium ou de la
souiller de poussière ou autres particules. Manipuler les lames par leurs extrémités non recouvertes d’oxyde de
magnésium.
• Les lames sont de meilleure qualité quand elles datent de quelques heures. Après plus de 3 à 4 jours, le MgO durcit et
forme une croûte sur laquelle les gouttelettes rebondissent au lieu de pénétrer.
C h a p i t r e 4 TRA ITEMENTS AVEC DES PEST IC IDES : MA ÎTR I SE ET SU IV I H . D o b s o n e t W. K i n g
Utilisation d’échantillonneurs en fibre pour le
contrôle de la dérive
À RETENIR
ÉQUIPEMENT: Échantillonneurs en laine, collecteurs en aluminium, boîte de rangement en
aluminium, étiquettes autocollantes, traverses en bois de 2,5 x 2,5 x 75,0 cm, poteau en bois de 2,5 x
2,5 x 200 cm, crochets métalliques (type à usage domestique), gants jetables en plastique, sac en
plastique pour les gants usagés,masse et barre métallique pour planter les poteaux, pince pour serrer
les crochets, ciseaux pour couper les brins de laine, feutre marqueur indélébile, papier de protection
(type protection imperméable pour paillasse), ruban adhésif double face, petit bloc de bois, élastiques,
vêtements de protection.
Deux opérateurs sont requis pour la mise en place et le ramassage de ces échantillonneurs. Préparer
les collecteurs en aluminium en roulant des feuilles d’aluminium propres (30 x 15 cm), ils vont servir
à protéger les échantillonneurs après le prélèvement des gouttelettes. Placer les collecteurs, pour le
stockage et le transport, dans des tubes en aluminium à bouchon à vis, préalablement étiquetés. Pour
diminuer le risque de contamination croisée, les échantillonneurs ayant le moins de dépôt (c’est-à-dire
ceux qui sont placés le plus loin sous le vent, à partir de la source de pulvérisation) doivent être
prélevés les premiers.
PRÉPARATION DES ÉCHANTILLONNEURS
Méthode
• Couvrir une paillasse avec 1,5 m de matériau de protection type papier imperméable. Retirer une pelote de laine de son
emballage plastique et retirer l’étiquette du fabricant. Placer la pelote sur la table.
• Former une boucle de 3 cm à une extrémité du brin de laine et placer cette boucle sur un crochet vissé dans un petit bloc
de bois, collé à la surface de la table à l’aide de ruban adhésif double face, à l’extrémité gauche du papier de protection.
• Faire un nœud dans le brin de laine à 10 cm de la boucle et dévider le brin sur environ 1,25 m. Couper le brin à cette
longueur et nouer un élastique à son extrémité.
• Tirer légèrement le brin de laine et faire un autre nœud à une distance d’1 m du premier.
• Égaliser et jeter les morceaux coupés.
• Enrouler l’échantillonneur ainsi préparé. Placer l’échantillonneur dans une enveloppe ou un petit sachet.
• Répéter l’opération jusqu’à obtenir le nombre requis d’échantillonneurs.
MISE EN PLACE DES ÉCHANTILLONNEURS
Méthode
Élastiques
• Suspendre les échantillonneurs verticalement entre deux traverses
horizontales en bois (2,5 x 2,5 x 75 cm), fixées à des poteaux plantés dans
le sol. Le nombre requis d’échantillonneurs est ainsi monté entre les
traverses. Il a été démontré que, pour la plupart des utilisations, une
1 m Brin de
distance entre le sol et la traverse supérieure d’environ 1,75 m convenait laine
parfaitement.
• La distance entre les traverses doit permettre de tendre légèrement les
brins de laine.
• Les brins de laine sont montés sur des crochets vissés dans les traverses.
Astuce: Pour faciliter le transport des poteaux et des traverses, fixer les traverses
aux poteaux à l’aide d’élastiques solides. Traverse
Poteau
• La disposition des poteaux par rapport à la source de pulvérisation varie en
fonction des conditions et du but recherché. Pour une dérive en terrain
ouvert et des vents dont la vitesse varie d’1 à 5 m s-1, planter des poteaux
à 10, 25, 50, 100, 200 et 500 m sous le vent. Ne pas oublier que sur un
terrain présentant des obstacles tels que des bâtiments, des haies et des
arbres, la dispersion des gouttelettes sera variable en raison des Support pour échantillonneur en fibre
changements aléatoires de la direction et de la force du vent.
C h a p i t r e 4 TRA ITEMENTS AVEC DES PEST IC IDES : MA ÎTR I SE ET SU IV I H . D o b s o n e t W. K i n g
• Les échantillonneurs témoins doivent être positionnés en premier puis retirés avant la pulvérisation. Ils permettront
d’évaluer la qualité de la manipulation effectuée.
• Comme les opérateurs sont la source la plus probable de contamination accidentelle, ils doivent porter une nouvelle paire
de gants jetables pour chaque station d’échantillonnage, lors de la pose et de la dépose des brins de laine.
Mise en place
• Retirer un brin de son sachet.
• Accrocher l’élastique sur l’un des crochets de la traverse supérieure.Tendre le brin de laine, accrocher la boucle à l’autre
extrémité, sur le crochet correspondant de la traverse inférieure. Ne pas toucher le brin de laine entre les deux nœuds.
Le brin doit être suffisamment tendu pour ne pas bouger sous un vent léger. Si ce n’est pas le cas, changer l’écartement
des traverses.
• Répéter cette opération pour tous les échantillonneurs.
Prélèvement des échantillonneurs
• Retirer un collecteur d’aluminium de son tube. Enrouler la feuille d’aluminium autour du brin, juste en dessous du nœud
inférieur et libérer le brin du crochet à l’aide des ciseaux. Enrouler le brin dans la feuille et garder le brin de laine tendu
en tirant légèrement sur l’élastique.
• Quand le nœud supérieur est atteint, couper le brin et placer le collecteur et le brin dans une boîte en aluminium fermée
par un bouchon à vis. La feuille doit être placée dans la boîte de manière à ce que les extrémités qui ont été touchées
puissent être coupées.
• Visser et serrer le bouchon puis marquer sur l’étiquette de la boîte la position de l’échantillon, le pesticide utilisé, la date,
etc., à l’aide d’un feutre marqueur indélébile.
• Répéter cette opération pour tous les échantillonneurs.
• Idéalement, placer les boîtes dans un conteneur réfrigéré afin de minimiser les pertes en produit chimique dues à la
dégradation par la chaleur ou à la volatilisation de la matière active.
Analyse
La matière active déposée sur les échantillonneurs en laine peut être analysée dans des laboratoires équipés pour l’analyse des
résidus. Si un traceur fluorescent a été ajouté à la formulation du pesticide, les échantillonneurs peuvent être analysés au
fluorimètre.
CONSEILS
Lors de toutes les étapes de préparation des échantillonneurs en laine, toutes les mesures de précaution possibles
doivent être prises pour éviter une contamination accidentelle de la laine avec un produit chimique. Les mains des
opérateurs et les surfaces touchant les brins de laine doivent être parfaitement propres. Porter des gants de caoutchouc
nitrile (ou des gants jetables) et des vêtements de protection lors du prélèvement des échantillonneurs après la
pulvérisation.
La tâche est facilitée si les prélèvements sont effectués par deux personnes: une qui enroule le brin et l’autre qui le
coupe et qui tient la boîte.
C h a p i t r e 4 TRA ITEMENTS AVEC DES PEST IC IDES : MA ÎTR I SE ET SU IV I H . D o b s o n e t W. K i n g
Utilisation d’échantillonneurs rotatifs à oxyde
de magnésium
À RETENIR
ÉQUIPEMENT: Ensemble échantillonneur/pile, lames enduites d’oxyde de magnésium, boîte à lames,
anémomètre, stylo marqueur fin permanent, carnet, crayon, microscope, oculaire à réticule (réticule
Porton) d’un diamètre adapté au microscope,micromètre à objectif,machine à calculer ou ordinateur.
Préparer les lames enduites d’oxyde de magnésium comme indiqué dans la fiche méthodologique
Fabrication de lames enduites d’oxyde de magnésium.
Méthode
• Fixer l’échantillonneur à un poteau à l’aide d’une attache ou de papier adhésif. S’assurer que les bras rotatifs ne touchent
pas la végétation, comme les hautes herbes. La hauteur au-dessus du sol dépend des besoins du test (en général 1,5 m).
• Noter la date, les caractéristiques de l’emplacement, la direction du vent, la culture (type, hauteur, stade de croissance), le
type de pulvérisateur, le liquide pulvérisé, l’heure, la disposition de l’échantillonnage, la distance de la source de pulvérisation,
les conditions météorologiques, la température, la durée de l’échantillonnage et la vitesse du vent. Astuce: Préparer une
liste pour ne rien oublier.
• Mettre les lames dans le support en s’assurant que la face enduite d’oxyde de magnésium est dans le sens de rotation.
N.B.: L’efficacité de prélèvement des lames fixes est faible, mais il est préférable de les mettre en place juste avant
l’échantillonnage.
• Faire tourner l’échantillonneur en connectant la batterie ou en utilisant un interrupteur (si installé).
• Mesurer la vitesse du vent pendant tout l’échantillonnage à l’aide d’un anémomètre.
• Après la pulvérisation et après une durée suffisante pour permettre à la pulvérisation portée par le vent de se déposer sur
la zone d’échantillonnage, éteindre l’échantillonneur rotatif.
• Marquer les lames à l’aide d’un feutre marqueur indélébile, puis les remettre dans leur boîte.
• Transporter la boîte avec précaution au laboratoire.
• Procéder à la mesure et au calcul comme indiqué dans la fiche méthodologique « Mesure des gouttelettes et détermination
duVMD et du NMD ».
.
C h a p i t r e 4 TRA ITEMENTS AVEC DES PEST IC IDES : MA ÎTR I SE ET SU IV I H . D o b s o n e t W. K i n g
Lames enduites
d’oxyde de magnésium
Papier oléosensible Bras 
ou lame enduite rotatif Moteur 
d’oxyde de électrique 6 V
magnésium Deux 
Vers la pile échantillonneurs 
50 cm
rotatifs
1.5 m
1 cm
Échantillonneurs
fixes 100 m
Ligne de pulvérisation 50 m
25 m
50 m
25 m
Direction
25 m du vent
25 m
Disposition d’un échantillonnage de gouttelettes
C h a p i t r e 4 TRA ITEMENTS AVEC DES PEST IC IDES : MA ÎTR I SE ET SU IV I H . D o b s o n e t W. K i n g
Mesures météorologiques: température, humidité,
pluviométrie, vitesse du vent
À RETENIR
ÉQUIPEMENT: Thermomètres à maximum/minimum ou thermistors et enregistreur de données,
psychromètre fronde ou sonde à humidité relative, pluviomètre (récipient, entonnoir et éprouvette
graduée), anémomètre à coupelles, à hélice et girouette, boussole, enregistreur automatique, piles
pour l’enregistreur automatique.
TEMPÉRATURE DE L’AIR
Méthode
• Enregistrer régulièrement les températures maximales et minimales de l’air sur tous les sites à l’aide d’un thermomètre à
maximum/minimum. Protéger le thermomètre de la lumière directe du soleil et du vent. Si le suivi se déroule sur une longue
période et sur un seul site, effectuer des mesures chaque jour à la même heure.Après la lecture, remettre le mercure au même
niveau à l’aide d’un aimant. Lire la température à 0.5 ºC près.
• Les thermistors, les thermocouples et les enregistreurs de données doivent aussi être protégés du soleil. Un simple abri en bois
ou en feuillage suffit à protéger la sonde de température ou le thermomètre à maximum/minimum. Programmer l’enregistreur
de données pour obtenir les températures moyennes journalières et autres données statistiques requises (maximum/minimum,
etc.).
Toit de
Rotation végétation Aération
Thermomètre
humide
Thermomètre
sec
Poignée
Psychromètre fronde
Sonde à HR
HUMIDITÉ RELATIVE
Thermistor
Méthode
1 m Câbles vers
Psychromètre fronde l’enregistreur
• Remplir d’eau le réservoir de la mèche et vérifier si le thermomètre humide automatique
est bien mouillé avant de faire tourner le psychromètre au-dessus de votre Poteau
tête pendant 1 min (comme une crécelle). Noter la température des deux
thermomètres. La différence entre ces valeurs permet de calculer Abri pour les instruments
l’humidité relative en utilisant la table de conversion fournie avec le météorologiques
psychromètre. Effectuer les mesures chaque jour à la même heure et tracer
les moyennes en fonction du temps.
• Il est également possible d’enregistrer les mesures prises par des sondes d’humidité relative grâce à un enregistreur automatique.
PLUVIOMÉTRIE
Méthode
• Trouver un emplacement adéquat pour poser le pluviomètre (protégé de la lumière directe du soleil pour réduire l’évaporation
et loin des animaux, des éclaboussures, etc.).
• Placer un récipient à bords verticaux sur le site et enregistrer la pluviométrie en millimètres après une période déterminée.Pour
éviter de sérieuses erreurs dues à l’évaporation, récupérer l’eau dès que la pluie a cessé.
• Il est également possible d’utiliser un entonnoir dans une éprouvette graduée.Vérifier l’éprouvette, puis vider cette éprouvette
quotidiennement pour mesurer le volume de pluie en tenant compte de l’ouverture de l’entonnoir. Noter la valeur en
millimètres.
• Les pluviomètres du commerce sont déjà étalonnés et la pluviométrie en millimètres est obtenue par lecture directe.Tracer la
pluviométrie en fonction du temps (l’histogramme est une représentation pratique).
C h a p i t r e 5 PARAMÈTRES ENV IRONNEMENTAUX I . G r a n t
VITESSE ET DIRECTION DUVENT
Extrémité
Méthode de la manche à air ouverte
• Suspendre une manche à air sur un grand poteau dans une zone Manche
où le vent n’est pas gêné par les bâtiments, les arbres, etc.Noter
la direction du vent à l’aide d’une boussole. La direction se
mesure en degrés: un vent de secteur Est est donc à 90º, un vent 90–120 cm
de secteur Sud-Est à 135º, etc. Effectuer les mesures le matin et
Poteau
l’après midi. Manche à air
Méthode de la girouette
• Une façon plus précise est d’utiliser une girouette sur un poteau de 1,8 à 3 mètres, relié à un enregistreur de données. La
moyenne des mesures peut être calculée quotidiennement et tracée sous forme de diagramme radial (ex: Fig. 1.16, chapitre
1).
Méthode de l’anémomètre Anémomètre
• Mesurer la vitesse du vent dans une zone libre de tout obstacle.
Tenir l’anémomètre ou le tube de Pitot à bout de bras et lire la
vitesse du vent en kilomètres par heure. Vent
Coupelles
• Certains anémomètres à bille donnent une indication qui doit
être convertie en kilomètres par heure à l’aide d’une table.
• Un anémomètre électronique, connecté à un enregistreur
Anémomètre
automatique de données, permet d’établir facilement des Câbles vers
fixé à un
statistiques journalières. l’enregistreur
poteau automatique
• Répéter l’opération chaque jour à la même heure.
Poteau
L’échelle de Beaufort (force du vent) permet de déterminer la
vitesse du vent en fonction d’indices visuels
Force Type de vent Effets à terre nœuds m/s
0 Calme, pas de vent La fumée s'élève verticalement. 0 0
1 Très légère brise La direction du vent est révélée par 1 à 3 1 à 5
l'entraînement de la fumée, mais non par les
girouettes.
2 Légère brise Le vent est perçu au visage. Les feuilles 4 à 6 7 à 10
frémissent. Une girouette ordinaire est mise en
mouvement.
3 Petite brise Les feuilles et les petites branches sont 7 à 10 12 à 18
constamment agitées. Le vent déploie les
drapeaux légers.
4 Jolie brise Le vent soulève la poussière et les feuilles de 11 à 16 20 à 29
papier. Les petites branches sont agitées.
5 Bonne brise Les arbustes en feuilles commencent à se 17 à 21 31 à 38
balancer. De petites vagues avec crête se
forment sur les eaux intérieures.
6 Vent frais Les grandes branches sont agitées. Les lignes 22 à 27 40 à 49
téléphoniques font entendre un sifflement.
7 Grand frais Les arbres sont agités en entier. La marche 28 à 33 51 à 60
contre le vent est pénible.
8 Coup de vent Le vent casse des branches. La marche contre 34 à 40 62 à 73
le vent est en général impossible.
9 Fort coup de vent Le vent occasionne de légers dommages aux 41 à 47 74 à 85
habitations (tuiles et ardoises arrachées).
10 Tempête Arbres déracinés. Importants dommages aux 48 à 55 87 à 100
habitations.
11 Violente tempête Très rarement observée. S'accompagne de 57 à 65 104 à 116
ravages étendus.
12 Ouragan Très rare et dangereux. 68+ 118+
Ch a p i t r e 5 PARAMÈTRES ENV IRONNEMENTAUX I . G r a n t
Mesures physico-chimiques de l’eau
À RETENIR
ÉQUIPEMENT: Oxymètre, pH-mètre et conductimètre, eau distillée, papiers et solutions pH,
thermomètre, batterie de rechange, crayon, carnet.
Les électrodes, particulièrement celles pour le pH sont fragiles et se cassent facilement. Emporter des
membranes et électrolytes de rechange. Étalonner les instruments de mesure avant d’aller sur le
terrain.
OXYGÈNE DISSOUS Câble
Tube de
Méthode verre ou de
plastique Joint en
• Une fois au bord de l’eau, vérifier de nouveau l’étalonnage de l’électrode et de caoutchouc
l’instrument de mesure. Régler la pression barométrique et la température de l’eau mousse
(si ces opérations ne sont pas automatiques). Positionner l’instrument sur la mesure
du pourcentage de saturation, placer l’extrémité de l’électrode dans un tube
contenant du coton imbibé d’eau et attendre l’équilibre pendant 30 secondes. Coton
L’instrument doit indiquer environ 100 %. humide
donnant
• Prendre une mesure de l’oxygène dissous en agitant lentement l’électrode dans l’eau l’air
pendant 30 secondes. Noter la température, la concentration d’oxygène en mg saturé
O2 l-1 et/ou le pourcentage de saturation. d’eau
• Rincer l’électrode puis replacer son embout dans de l’eau distillée ou de l’eau
propre. Électrode
• Noter l’heure et les conditions climatiques: ensoleillé, couvert, etc. Sonde à oxygène dissous
• Effectuer deux mesures sur chaque site. Dans l’eau stagnante, prendre une mesure à
la surface et des mesures tous les 0,5 m de profondeur (la profondeur sera limitée par la longueur du câble de l’électrode).
Les valeurs de l’oxygène sont les plus élevées en milieu d’après-midi.
Astuce: La solubilité de l’oxygène dans l’eau varie en fonction de la température et de la pression ambiante. Certains oxymètres sont
munis d'un système de compensation automatique. La table ci-dessous indique les corrections pour des températures comprises entre 5
et 30 ºC. Elle permet de corriger les valeurs obtenues par la méthode de Winkler et de calculer le pourcentage de saturation.
Si la pression barométrique est connue au moment de la mesure, faire également une correction pour la pression (négligeable
pour les travaux sur l’écologie):
Solubilité à la pression x = Solubilité à 760 mm x Pression observée
760
Température (ºC) Solubilité de l’oxygène (mg l-1) Température (ºC) Solubilité de l’oxygène (mg l-1)
5 12.77 18 9.46
6 12.45 19 9.27
7 12.13 20 9.08
8 11.84 21 8.91
9 11.55 22 8.74
10 11.28 23 8.57
11 11.02 24 8.42
12 10.77 25 8.26
13 10.53 26 8.12
14 10.29 27 7.97
15 10.07 28 7.84
16 9.86 29 7.70
17 9.65 30 7.57
Ch a p i t r e 5 PARAMÈTRES ENV IRONNEMENTAUX I . G r a n t
Pourcentage (%) de saturation d’oxygène dans l’eau
Exemple: la concentration d’oxygène mesurée à 17 ºC est de 10,6 mg O2 l-1. La table de conversion indique que la solubilité
de l’oxygène à 17 ºC est de 9,65 mg l-1 à 760 mm, le pourcentage (%) de saturation est donc de 10,6/9,65 x 100 = 110 % de
saturation d’oxygène dans l’eau.
pH
Méthode
• Vérifier de nouveau l’étalonnage du pH-mètre avant utilisation (le bouton d’étalonnage a pu être déplacé lors du transport).
Retirer l’électrode de son logement, rincer à l’eau distillée puis placer l’électrode dans une solution tampon pour vérifier
l’étalonnage, rincer de nouveau.
• Suivre la même procédure que celle utilisée pour la mesure de l’oxygène (point N°2) et noter la température si l’électrode
n’est pas munie d'un système de compensation automatique.
• Pour les papiers pH, prendre un échantillon de l’eau à analyser dans un récipient et tremper l’extrémité du papier pendant
30 secondes. Retirer le papier et, au bout de 30 autres secondes, comparer avec l’échelle de couleur fournie.
CONDUCTIVITÉ
Méthode
• Les électrodes sont plus solides et l’étalonnage n’est en général pas nécessaire sur le terrain.
• Suivre la même procédure que celle utilisée pour la mesure de l’oxygène dans l’eau et noter la température si l’électrode
n’est pas munie d'un système de compensation automatique. Noter la conductivité en Siemens/cm (ou mhos/cm).
• Rincer puis sécher l’électrode avant de la ranger.
PROFONDEUR
Méthode
• Mesurer la profondeur à l’aide d’une jauge dans les eaux peu profondes ou, en eaux profondes, à l’aide d’une corde lestée
et marquée (par exemple avec des nœuds) tous les 0,5 m. Suspendre la corde à un bateau et lire les indications. Si l’eau est
agitée, il peut s’avérer difficile de suspendre la corde verticalement. De même, si les vagues lèchent le bateau, effectuer
plusieurs mesures et calculer la moyenne.
TEMPÉRATURE DE L’EAU
Méthode
• La température de l’eau peut être mesurée à l’aide d’un thermomètre en verre ou en utilisant l’oxymètre, le pH-mètre ou
le conductimètre.
Exemple
Dans les cours d’eau lents et les lacs, le pH, l’oxygène et la conductivité (dans une moindre mesure), varient
largement en fonction de l’heure et de l’activité biologique. Si possible, normaliser les heures des mesures et, dans
tous les cas, enregistrer l’heure et les conditions climatiques.
Suivre les indications des fabricants pour l’entretien des électrodes et des instruments de mesure, en particulier s’ils
restent stockés pendant de longues périodes.
Un GPS est utile pour enregistrer l’emplacement des mesures.
C h a p i t r e 5 PARAMÈTRES ENV IRONNEMENTAUX I . G r a n t
Turbidité
À RETENIR
ÉQUIPEMENT: SOLIDES EN SUSPENSION: Seau, éprouvette graduée en plastique, papiers filtres
prépesés adaptés à l’entonnoir Buchner, entonnoir Buchner, fiole à vide, pompe à vide manuelle
(option), balance portable, stylo marqueur permanent.
TURBIDITÉ/TRANSPARENCE DE L’EAU: disque de Secchi et ligne de mouillage.
SOLIDES EN SUSPENSION
Méthode
• Remplir un seau de l’eau à analyser et verser rapidement de 500 ml à 1 litre
de cette eau dans une bouteille ou tout autre récipient propre pouvant être
fermé.
• Peser un papier filtre sec puis placer ce filtre dans un entonnoir Buchner ou
Hartley fixé sur une fiole à vide. Astuce: Les papiers à fibres de verre sont Papier
filtre
plus efficaces car ils n’absorbent pas l’humidité et peuvent être pesés avant d’aller
sur le terrain à l’aide d’une balance au milligramme, les papiers filtres Whatman
GF/C de 7 cm de diamètre sont parfaitement adaptés à cette utilisation. Bouchon
• Bien mélanger un échantillon d’eau d’un volume connu et verser cet
échantillon dans l’entonnoir. Si une pompe à vide manuelle ou de Aspiration
laboratoire est disponible, faire le vide dans la fiole. Si l’échantillon est très
trouble, diminuer le volume, sinon la filtration prendra des heures.
• Retirer le papier filtre quand la surface ne brille plus, puis placer ce filtre sur
un support pour le faire sécher dans une étuve (105 ºC) pendant 1 heure. Fiole à
vide
Faire refroidir dans un dessiccateur avant de peser. Sur le terrain, faire
sécher au soleil jusqu’à obtenir un poids constant (répéter le pesage jusqu’à
ce que le poids ne varie plus).
• Calculer la concentration de solides en suspension comme suit: Entonnoir Buchner
Concentration de solides en suspension dans l’échantillon = Poids du papier
filtre sec et des solides moins le poids du papier filtre seul, divisé par le
volume d’eau versé (en ml). Multiplier par 1000 (ml) pour obtenir le ppm.
SOLIDES EN SUSPENSION Ligne
Méthode Anneau
de fixation
• Nettoyer le disque de Secchi à l’aide d’un chiffon mouillé et vérifier la sécurité de la
ligne de mouillage avant de l’immerger dans l’eau. Laisser le disque couler par
pesanteur jusqu’à ce qu’il disparaisse à la vue de l’opérateur. Noter la profondeur de
disparition, soit en pinçant la ligne à la surface de l’eau et en la remontant pour
mesurer la distance entre cet emplacement et le disque, soit en comptant les nœuds
formés dans la ligne (ex: tous les 0,25 m) en remontant le disque.
• Répéter les mesures pour obtenir une moyenne de la profondeur de disparition 20 cm
pour chaque site.
• Sécher le disque et la ligne avant de les ranger. Lest Disque de Secchi
C h a p i t r e 5 PARAMÈTRES ENV IRONNEMENTAUX I . G r a n t
Mesure du courant
À RETENIR
ÉQUIPEMENT: Tube de Gessner, sacs plastiques de rechange et élastiques, éprouvette graduée en
plastique (250 ml) ou débitmètres, orange, deux piquets (2 m de long),marteau, chaîne d’arpenteur de
25 m.
La mesure de la vitesse du courant à l’aide d’objets flottants est peu précise comparée à d’autres
méthodes.
MESURE À L’AIDE D’UN OBJET FLOTTANT
Méthode
• Placer deux piquets dans le cours d’eau et mesurer la distance qui les sépare. Jeter une orange (ou tout autre objet flottant
d’un certain poids) et chronométrer sa course entre les deux piquets. Le trajet ne doit pas être gêné. Répéter la mesure
2 à 3 fois pour obtenir une moyenne de la vitesse du courant de surface en m s-1
Vitesse (m s-1) = Distance parcourue par l’objet flottant (m)/Temps mis pour parcourir cette distance (s).
• Estimer la vélocité du cours d’eau (plus lente que la vélocité de surface) en multipliant le temps moyen par 0,8 avant
d’appliquer la formule ci-dessus. Cette correction permet de prendre en compte le ralentissement causé par le lit de la
rivière.
MESURE À L’AIDE D’UN DÉBITMÈTRE MÉCANIQUE A HÉLICE
Méthode
• Mesurer la profondeur de l’eau à l’aide d’une jauge et positionner l’hélice sur cette jauge à 2/3 de la surface (soit à 1/3 de
la profondeur mesurée à partir du pied de la jauge). Pointer l’hélice vers l’amont et enregistrer le nombre de tours après
30 secondes. Répéter l’opération plusieurs fois, lire la vitesse du courant sur la courbe d’étalonnage ou grâce au facteur
de conversion fourni avec l’appareil. Faire la moyenne des résultats obtenus. Répéter l’opération à différentes profondeurs
si le cours d’eau est suffisamment profond pour obtenir un profil de vélocité.
• Pour estimer le débit au moyen d’un filet dérivant, placer l’hélice à l’entrée du filet. Effectuer les mesures au début et à la
fin de la durée d’échantillonnage (ex: au temps zéro et +4h).Calculer le courant moyen au travers du filet. (Des instruments
de mesure personnalisés qui s’adaptent à l’entrée d’un filet dérivant intègrent le débit variable au travers du filet au fur et
à mesure qu’il s’obstrue et que l’écoulement se ralentit. C’est la meilleure
méthode, mais elle est coûteuse).
Débitmètre mécanique
à hélice Jauge
DÉBIT ETVITESSE DU COURANT À L’AIDE D’UNTUBE DE GESSNER
Méthode Câble vers
l’instrument de
• Fermer l’ouverture à l’aide d’un doigt et placer le tube dans l’eau, l’entrée mesure
en entonnoir vers l’amont.Retirer le doigt pendant quelques secondes pour
permettre à l’eau de couler dans le tube, puis refermer l’ouverture. Sortir
le tube et mesurer le volume d’eau dans le sac en le versant dans une
éprouvette graduée. Répéter l’opération deux fois et, si possible à des Courant
profondeurs différentes. Calculer le débit comme suit:
Vitesse (cm-2 s -1 ) = Volume d’eau collecté (ml)/Temps (s) x Superficie de Profon- À 2⁄3 de la surface
l’ouverture (
r2) deur
Volume (cm3 cm-2 s-1) = (Volume d’eau collecté ml 
) x (r2)/time (s).
Pied
Hélice
Lit du cours
d’eau
Ch a p i t r e 5 PARAMÈTRES ENV IRONNEMENTAUX I . G r a n t
Flux de l'eau
Tube en
0,5 cm plastique ou
en verre de 2 à
3 cm
Sac en plastique ou préservatif
Extrémité d'un flacon de produit
Tube de Gessner pour vaisselle
Ch a p i t r e 5 PARAMÈTRES ENV IRONNEMENTAUX I . G r a n t
Classification des substrats aquatiques
À RETENIR
ÉQUIPEMENT: Cylindre échantillonneur, pelle, jeu de tamis, seau, peson à ressort, carnet, crayon.
Les substrats des lits des cours d’eau vont de fines particules d’argile à des rochers. En fonction du but
recherché, l’analyse du substrat peut être, soit rapide et approximative, soit soigneuse et précise. Pour
établir la localisation des stations d’échantillonnage pour un travail de suivi, une analyse rapide suffit
et elle est généralement effectuée à vue en première approximation. Tester si les sites sont
correctement appariés revient à trouver des biotopes correctement appariés.
ANALYSE RAPIDE
Méthode
• Si l’eau est claire ou très peu profonde, noter les caractéristiques principales de la station d’échantillonnage: pourcentage
de roche apparente ou de cailloux, de gravier ou de sable, de limons et d’argile.
• En présence d’eau coulant sur la roche nue, il suffit de signaler: « peu d’invertébrés sont susceptibles d’habiter ce substrat
(les algues et la végétation sont plus probables)- le milieu ne se prête pas à des analyses significatives des populations ».
ANALYSE GRANULOMÉTRIQUE
Méthode
• Examiner le type de substrat sur une surface délimitée (environ 1 à 5 m2). Estimer les classes de taille et le nombre de
pierres.
• Pour les substrats composés de matériaux plus petits, utiliser un cylindre échantillonneur (voir fiche méthodologique au
chapitre 9), tourner l’ouverture grillagée loin de l’écoulement, prélever les cailloux et mesurer leurs longueurs.
• À l’aide d’un déplantoir ou d’une boîte de conserve, ramasser le gravier, le sable et les sédiments se trouvant en dessous.
Placer les matériaux récoltés dans un jeu de tamis. Secouer les tamis dans un seau d’eau ou dans une mare proche pour
séparer les éléments de différentes tailles.
• Laisser l’eau s’écouler pendant 5 minutes et peser chaque tamis séparément à l’aide du peson à ressort pour estimer les
matériaux retenus par le tamis. Soustraire le poids du tamis.
• Répéter cette opération deux fois de plus dans la même zone, classer les matériaux et mettre les résultats dans un tableau:
par exemple, longueurs (pierres/cailloux) ou poids des matériaux retenus par les tamis.
Catégories de substrat
Nom Classe de taille Longueur/Poids
Argiles <3,9 µm Poids Limons
Limons 3,9 à 63 µm Poids Sables fins
Sables fins 0,02 à 0,25 mm Poids Sables moyens
Sables moyens 0,25 à 0,5 mm Poids
Sables grossiers
Sables grossiers 0,5 à 1,0 mm Poids
Graviers 2 à 16 mm Poids graviers
Cailloux 16 à 64 mm ‘Longueur’
Pierres 64 à 256 mm ‘Longueur’ Type de substrat au Site 12 en
Rochers >256 mm % du poids
CONSEILS
Un jeu de tamis de mailles de 16 mm, 2 mm, 500 µm, 250 µm et 100 µm suffit. Des mailles plus fines se bouchent
rapidement, les analyses des limons/argiles sont normalement effectuées en laboratoire par gravimétrie.
C h a p i t r e 5 PARAMÈTRES ENV IRONNEMENTAUX I . G r a n t
Couvert végétal et zones ombragées
À RETENIR
ÉQUIPEMENT: Carnet, crayon, cartes, flore, luxmètre, GPS.
L’équipe doit avoir une bonne connaissance des types de végétation. Effectuer une visite de terrain
préliminaire pour déterminer le nombre et l’emplacement des sites et l’endroit où les estimations du
couvert végétal seront conduites.
Méthode
• Marquer sur une carte les zones où les pesticides seront appliqués. Identifier les routes ou les pistes permettant d’accéder
aux sites situés dans les zones traitées et non traitées et vérifier sur le terrain ce que mentionnent les cartes de la
végétation (si disponibles) en termes d’espèces dominantes (exemple: terrain boisé de Julbernardia/Combretum, savane de
buissons, steppe herbacée, etc.).
• Les membres de l’équipe de recensement doivent s’entendre sur les définitions et utiliser des classements et des échelles
pour estimer le couvert végétal (voir suggestions dans le tableau).
Échelles permettant d’estimer le couvert végétal
Classement Braun-Blanquet (couvert en %)
Sol nu < 1
Rare 1 à 5
Occasionnel 6 à 25
Fréquent 26 à 50
Abondant 51 à 75
Dominant 76 à 100
• À l’aide de l’échelle de Braun-Blanquet ci-dessus, estimer le pourcentage de couvert dans plusieurs zones d’un site potentiel
d’échantillonnage. La superficie du site peut se situer entre 100 m2 et 1 ha (100 x 100 m) en fonction du couvert, de la
saison et des techniques utilisées pour étudier la faune (le suivi des oiseaux ou des mammifères peut nécessiter de couvrir
une vaste superficie).
• Le premier opérateur effectue les estimations d’un côté de la route (ou du véhicule) puis de l’autre. Le second opérateur
refait le même travail. Comparer les résultats. Les divergences importantes et les techniques utilisées seront discutées pour
assurer l’objectivité de l’estimation.
• Dresser une carte schématique de la zone (si besoin est) et enregistrer toutes les espèces identifiées et les classements
effectués.
• Répéter les enquêtes sur les autres sites potentiels (similaires en apparence) le long de la route ou dans la zone définie qui
recevra la pulvérisation. Relever les coordonnées (ou effectuer un relevé au GPS) et numéroter les sites s’ils doivent servir
de stations de suivi.
• Répéter l’opération dans la zone non traitée jusqu’à obtenir le nombre recommandé de sites appariés et identifiés.
CONSEILS
Il est possible d’enregistrer plus de 100 % de couvert avec cette méthode car il peut exister plusieurs couches de
végétation. Par exemple, des algues, des graminées, des buissons et des arbres peuvent occuper différentes couches.
L’observation visuelle de la hauteur de la canopée et de la sous-canopée sont d’utiles descripteurs. Ne pas oublier
qu’il ne sera pas possible de distinguer les très faibles pourcentages de couvert si vous créez plus d’échelles de classes
que ce qui est indiqué dans l’exemple.
Il faut s’assurer que la zone non traitée se situe au moins à 10 à 20 km de la zone traitée pour minimiser les risques
de contamination par dérive.
C h a p i t r e 5 PARAMÈTRES ENV IRONNEMENTAUX I . G r a n t
Texture du sol
À RETENIR
ÉQUIPEMENT: Pissette, déplantoir, loupe, étiquettes en papier, carnet, crayon, sacs plastiques, stylo
marqueur permanent.
Méthode
• Creuser le sol à une profondeur de 5 à 10 cm et prélever un échantillon dans un sac plastique contenant une étiquette
(écrite au crayon sur du papier) si une analyse granulométrique en laboratoire est souhaitée. Noter la dureté du sol au
moment de creuser: à la saison sèche, les sols argileux sont durs et lisses, des grains de sable sont visibles à la surface des
sols sableux. À la saison des pluies, les sols argileux sont collants, brillants ou malléables, les sols sableux sont bien drainés,
laissant à leur surface des grains visibles à l’œil nu (a fortiori à la loupe).
• Mouiller une poignée de sol. Les sols argileux absorbent beaucoup d’eau comparés aux sols sableux. Mouiller presque
jusqu’au point de saturation et, à l’aide du pouce et de l’index, évaluer la quantité d’argile à partir de son collant et de sa
plasticité comme suit.
- Effectuer sur la poignée de sol une pression légère et latérale du pouce pour former un ruban long et étroit ou essayer
de rouler l’échantillon pour former un boudin long et étroit (±10 cm). Si l’opération réussit, le sol est alors argileux. Si les
empreintes digitales restent marquées sur l’argile humide, il s’agit d’un sol argileux ou d’argile silteuse. Si le toucher révèle
des grains de sable à la surface de l’échantillon, il s’agit d’une argile sableuse.
- S’il est possible de former un ruban ou un boudin plus court de 2 à 4 cm (ou plus long, mais qui reste en forme moins
longtemps), il s’agit d’un limon argileux.
• Déterminer la teneur en sable et en limon en mouillant de nouveau l’échantillon et en le frottant entre le pouce et l’index.
Des grains de sables sont-ils perçus? Si le sol forme plutôt de petits rubans ou boudins, puis donne une sensation semblable
à celle de la farine, il s’agit d’un limon silto-argileux; s’il est granuleux, il peut s’agir d’un limon sablo-argileux. Avec ce dernier
type de sol, il est impossible de plier le boudin pour former un anneau. Un limon argileux donne une sensation semblable
à celle de la farine tout en étant granuleux.
• Un toucher savonneux sans sensation de collant et l’impossibilité de plier le boudin pour former un anneau révèle un limon
silteux.
• Les limons sableux et les sables limoneux ne forment ni ruban ni boudin, mais restent agglomérés quand on les comprime
pour former une boule.
• Un sol sableux ne forme ni ruban ni boule quand il est comprimé.
C h a p i t r e 5 PARAMÈTRES ENV IRONNEMENTAUX I . G r a n t
Humidité, capacité de rétention d’eau et pH du sol
À RETENIR
ÉQUIPEMENT: Boîtes de Pétri en plastique, feuilles d’aluminium, balance portable, papiers filtres de
10 cm, tarière (carottier) ou boîte de conserve, eau distillée, serviettes en papier, spatule, papier pH,
électrode de mesure du pH, pH-mètre.
Penser à étalonner le pH-mètre à l’aide des solutions tampons au préalable et ajuster la température
du mélange terre/eau si le pH-mètre n’est pas muni d'un système de compensation automatique.
HUMIDITÉ
Méthode
• Mélanger quelques pelletées de sol de surface (0 à 20 cm) fraîchement prélevées sur le site d’échantillonnage et placer
immédiatement 1 à 2 kg de cet échantillon dans un sac épais en polythène. Étiqueter le sac. Doubler le sac s’il est trop fin pour
éviter toute fuite d’eau lors du transport et du stockage.
• Passer un petit échantillon (ex:500 g) au travers d’un tamis de 2 mm pour retirer la végétation et les racines,puis placer de petites
quantités de sol tamisé (25 à 50 g) dans des récipients peu profonds, préalablement pesés (boîtes de Pétri, boîtes de conserve
ou feuilles d’aluminium). Peser le sol humide et enregistrer le poids obtenu.
• Étaler les échantillons. En cas de séchage au soleil, protéger l’échantillon du vent.
• Sécher les échantillons de sol à la lumière directe du soleil jusqu’à obtenir un poids constant (répéter le pesage jusqu’à ce que le
poids ne varie plus).
• Soustraire le poids du récipient du poids total pour obtenir le poids humide et le poids sec du sol.Calculer la teneur en humidité
grâce à la formule suivante:
Humidité du sol en % = Poids de sol humide - Poids de sol sec x 100
Poids de sol sec
• Garder les échantillons de sol séchés au soleil pour les faire sécher à l’étuve ultérieurement.
• De retour au laboratoire, vérifier le poids sec du sol en plaçant les échantillons séchés au soleil dans une étuve à 105 ºC pendant
toute la nuit. Refaire la pesée.
CAPACITÉ DE RÉTENTION D’EAU (1) Utilisée pour les sols préparés pour les estimations de nitrification.
Méthode
• Plier trois papiers filtres pesés et placer chaque filtre dans un entonnoir.Mettre 25 g de sol (prélevé comme indiqué dans la fiche
méthodologique « Humidité du sol ») dans chaque filtre et saturer le sol d’eau.Couvrir l’entonnoir avec une feuille d’aluminium
et laisser le sol s’égoutter par pesanteur pendant 1 heure à l’ombre. Refaire la pesée.
• Sécher les échantillons au soleil jusqu’à obtenir un poids constant (comme indiqué au point 4 précédemment).
• Pour estimer la capacité de rétention d’eau en grammes, appliquer la formule suivante:
Capacité sur le terrain (en g d’eau) = Poids de sol égoutté par pesanteur - Poids de sol séché au soleil ou
Capacité sur le terrain en % = ((Poids de sol égoutté par pesanteur - Poids de sol séché au soleil) x 100
poids de sol séché au soleil)
CAPACITÉ DE RÉTENTION D’EAU (2) Utilisée pour comparer les capacités sur le terrain de plusieurs sols.
Méthode
• Prélever une carotte de sol à l’aide d’une tarière ou d’une boîte de conserve dont le fond a été enlevé et le couvercle perforé
de plusieurs trous à l’aide d’un petit clou. Peser la tarière ou la boîte, puis effectuer le carottage.N.B.: L’utilisation de la tarière
limite les perturbations du sol.
• Saturer le sol dans la tarière ou la boîte et laisser l’eau s’égoutter par pesanteur pendant 1 heure à l’ombre. Refaire la pesée.
C h a p i t r e 5 PARAMÈTRES ENV IRONNEMENTAUX I . G r a n t
• Extraire le sol de la tarière/boîte et sécher au soleil jusqu’à obtenir un poids constant.Appliquer la formule (1) de capacité de
rétention d’eau pour obtenir une estimation de la capacité sur le terrain.
UTILISATION DU PAPIER pH
Méthode
• Mélanger un volume de sol (prélever l’échantillon comme indiqué dans la fiche méthodologique ‘Humidité du sol’) avec un
volume égal d’eau distillée (ex: 50 ml de chaque) dans un récipient et laisser décanter 2 à 3 minutes jusqu’à ce que le liquide
surnageant soit clair.
• Tremper un papier pH (échelle 4-8) dans l’eau et comparer la couleur apparue au bout d’1 minute avec l’échelle de couleur
fournie.Astuce: Des papiers à gamme de pH plus réduite (deux unités pH) donnent des résultats plus précis.
UTILISATION DU pH-MÈTRE
Méthode
• Pour obtenir une meilleure précision, il est préférable d’utiliser cette méthode.Tremper l’électrode de mesure du pH et
son électrode de référence (souvent combinées dans la sonde) dans le mélange de sol et d’eau obtenu précédemment.
Mélanger pour homogénéiser et lire le pH après stabilisation (15 s).
• Rincer la ou les électrodes à l’eau distillée entre chaque mesure.
CONSEILS
Ces méthodes sont adaptées à des mesures sur le terrain et ne donnent pas la précision des méthodes de
laboratoire.
C h a p i t r e 5 PARAMÈTRES ENV IRONNEMENTAUX I . G r a n t
Échantillonnage de sol pour la recherche de résidus
À RETENIR
ÉQUIPEMENT: Planchette à pince (avoir sur soi un sac plastique pour protéger la planchette en cas
de pluie), fiches signalétiques pour noter les informations relatives au site d’échantillonnage, papier
vierge, crayons taillés, stylos, étiquettes, gomme, feutres marqueurs indélébiles, chaîne d’arpenteur,
règle de 25 cm, canif, bocaux propres en verre (capacité 500 ml) avec bouchons à vis recouverts
d’aluminium ou sacs de polyéthylène solides de 30 x 20 cm (ou équivalent), attaches métalliques
recouvertes de plastique pour fermer les sacs, eau propre, détergent, acétone, serviettes en papier,
chiffon, bêche ou tarière (carottier), déplantoir, carte du site, boussole, GPS (option), glacière (si
disponible) ou boîte solide pour ranger les échantillons et bourrage adéquat (carton ou caoutchouc
mousse) pour éviter d’endommager ou de casser les bocaux pendant le transport, vêtements de
protection, gants de caoutchouc ou de caoutchouc nitrile.
Vérifier soigneusement l’équipement avant d’aller sur le terrain.
Identifier le site d’échantillonnage et repérer l’emplacement sur la carte pour le retrouver facilement.
Adopter une méthode d’échantillonnage adaptée aux objectifs recherchés. Porter des vêtements de
protection si l’échantillonnage est effectué dans une zone traitée avec un pesticide.
ÉCHANTILLONNAGE À L’AIDE D’UNE TARIÈRE/CAROTTIER
Méthode
Prélever des échantillons par:
– Échantillonnage composite: prélever cinq carottes à une profondeur
uniforme et mélanger les échantillons.
– Échantillonnage par profil de profondeur: prélever les carottes à une
profondeur uniforme, sortir l’échantillon et couper la carotte à
l’aide d’un canif pour obtenir des profils de profondeur de 10 cm.
Prélever trois carottes identiques (échantillons répétés) sur chaque Tourner Ruban permettant de
site, couper les échantillons comme précédemment et mélanger les repérer la profondeur
tranches correspondantes. Le poids minimum de ce type à laquelle la carotte
Surface du sol est prélevée
d’échantillon doit être de 200 g (un bocal de 500 ml à moitié plein
environ).
ÉCHANTILLONNAGE DU SOL À PARTIR D’UN PROFIL DE
PROFONDEUR
Méthode
Extrémité coupante de la tarière
• Si une tarière (ou carottier) n’est pas disponible, creuser un trou à une Échantillonnage à l’aide d’une tarière (carottier)
profondeur de 30 à 50 cm et former une paroi verticale à l’aide d’une
bêche.
• À l’aide d’une règle,mesurer les profils de profondeur requis et retirer avec précaution les couches correspondantes (avec
une bêche ou un déplantoir), en commençant par la couche supérieure (surface) (voir schéma ci-contre).
• Prélever des échantillons répétés sur chaque site et mélanger ces échantillons. Leur poids minimum doit être de 200 g.
• Transférer le ou les échantillons ainsi préparés, soit dans un bocal en verre, soit dans une feuille d’aluminium puis dans un
sac de polyéthylène.
• Préparer une étiquette comprenant toutes les informations relatives à l’échantillon et au site (ne pas oublier la date) et
placer cette étiquette dans le bocal ou le sac. Si l’échantillon se trouve dans un sac, fermer à l’aide d’une attache métallique,
s’il est dans un bocal, visser le couvercle.
• Placer le bocal ou le sac contenant l’échantillon dans un second sac, préparer une autre étiquette portant tous les détails
requis. Mettre cette étiquette dans le second sac et fermer.
• Consigner les détails relatifs à l’échantillonnage sur la fiche signalétique (voir page 143).
• Placer le récipient contenant l’échantillon dans une boîte d’échantillons adaptée au transport. Caler avec le bourrage.
• Nettoyer la tarière (carottier) et le canif à l’eau et au détergent, puis à l’acétone avant de prélever l’échantillon suivant.
C h a p i t r e 6 ÉCHANTILLONNAGE EN VUE DE L’ANALYSE DE RÉSIDUS DE PESTICIDES J . C o x
À l’aide de la bêche, À l’aide de la règle,
creuser un trou et mesurer le profil de
former une surface profondeur requis et
verticale effectuer le
prélèvement par
couches
CONSEILS
Utiliser une glacière (si disponible) pour transporter les échantillons. Les échantillons prélevés ne doivent en aucun
cas être exposés à la lumière directe du soleil ou ni aux fortes chaleurs.
Si possible, conserver les échantillons dans un réfrigérateur en attendant de les transporter vers un laboratoire
d’analyse.
Prélever d’abord les échantillons dans les zones témoins (non traitées).
Changer de gants entre chaque site d’échantillonnage pour éviter toute contamination croisée. Mettre les gants
usagés dans un sac plastique fermé et étiqueté, jusqu’à ce qu’une mise en décharge correcte soit organisée.
C h a p i t r e 6 ÉCHANTILLONNAGE EN VUE DE L’ANALYSE DE RÉSIDUS DE PESTICIDES J . C o x
Échantillonnage d’eau pour la recherche de résidus
À RETENIR
ÉQUIPEMENT: Planchette à pince (avoir sur soi un sac plastique pour protéger la planchette en cas
de pluie), fiches signalétiques pour noter les informations relatives au site d’échantillonnage, papier
vierge, crayons taillés, stylos, étiquettes, ficelle (de longueurs diverses, jusqu’à 4 mètres), gomme,
ciseaux, feutres marqueurs indélébiles, bouteilles propres en verre (capacité 1 000 ml) avec bouchons
à vis recouverts d’aluminium ou de téflon, outil d’échantillonnage approprié (en fonction de la
profondeur de l’eau à laquelle l’échantillon sera prélevé: longue perche en bois et jauge, cage lestée),
bottes de caoutchoucWellington ou cuissardes (si l’échantillonnage est effectué depuis la rive), gants
de caoutchouc ou de caoutchouc nitrile (de préférence jusqu’au coude), glacière (si disponible) ou
boîte solide pour ranger les bouteilles contenant les échantillons d’eau et bourrage adéquat (carton ou
caoutchouc mousse) pour éviter d’endommager ou de casser les bouteilles pendant le transport,
vêtements de protection.
Vérifier soigneusement l’équipement avant d’aller sur le terrain.
Sélectionner le site d’échantillonnage et repérer l’emplacement sur la carte pour le retrouver
facilement.
Si l’échantillonnage s’effectue près de la rive et, en particulier, si l’opérateur doit entrer dans l’eau pour
trouver une profondeur suffisante pour immerger la bouteille d’échantillon, éviter d’agiter le lit du
cours d’eau ou le fond du lac, car sinon l’échantillon pourrait contenir une quantité disproportionnée
de sédiments.
La profondeur à laquelle l’échantillon d’eau est prélevé doit être déterminée à l’avance. Pour l’eau de
surface ou de sous-surface, utiliser le dispositif illustré dans la Figure 1. Pour les eaux situées entre 30
cm et 2 m de profondeur environ, utiliser le dispositif illustré dans la Figure 2.
Porter des vêtements de protection si l’échantillonnage est effectué dans une zone traitée avec un
pesticide.
Jauge
Perche reliée graduée
au bouchon permettant
dans le col de mesurer
de la
Corde de nylon la
bouteille profondeur
et de
maintenir la
bouteille
Bouteille
Griffe
flexible Bouchon
métallique
(cage)
Socle rigide
Bouteille pour
1 Bouteille 2 échantillon
EAU DE SURFACE ET DE SOUS-SURFACE
Méthode
• La profondeur de l’eau détermine la technique à utiliser.
• Dans les eaux très peu profondes, porter des gants de caoutchouc nitrile et remplir la bouteille en la tenant avec
l’ouverture juste sous la surface de l’eau.
C h a p i t r e 6 ÉCHANTILLONNAGE EN VUE DE L’ANALYSE DE RÉSIDUS DE PESTICIDES J . C o x
• Retirer la bouteille de l’eau. Fermer immédiatement cette bouteille avec un bouchon à vis propre et apposer une étiquette
présentant clairement les informations relatives à l’échantillonnage.
• Dans des eaux un peu plus profondes, maintenir la bouteille dans une cage lestée et immerger le tout à l’aide d’une corde
(figure 1). Cette technique est particulièrement utile pour prélever un échantillon d’un pont ou d’un bateau. Retirer la
bouteille de l’eau. Fermer immédiatement cette bouteille avec un bouchon à vis propre.
ÉCHANTILLONNAGE DE L’EAU À PARTIR D’UNE PROFONDEUR DÉFINIE
Méthode
• Utiliser le dispositif illustré dans la Figure 2.
• Immerger ce dispositif dans l’eau à la profondeur requise, puis enlever le bouchon à l’aide de la perche. Laisser la bouteille
se remplir.
• La perche peut être utilisée pour remettre le bouchon en place avant de retirer la bouteille de l’eau.
• Fermer la bouteille à l’aide d’un bouchon à vis serré et apposer une étiquette présentant clairement les informations
relatives à l’échantillonnage.
Pour toutes les méthodes
• Consigner les détails de l’échantillonnage sur la fiche signalétique (voir page 143) et donner à l’échantillon un numéro de
code. Rajouter ce numéro sur l’étiquette de l’échantillon et écrire ce numéro de code sur la surface extérieure de la
bouteille à l’aide d’un feutre marqueur indélébile.
• Placer la bouteille dans la boîte d’échantillons, caler avec le bourrage et s’assurer que les bouteilles ne bougeront pas et
ne s’entrechoqueront pas pendant le transport.
• Nettoyer le dispositif d’échantillonnage à l’eau et au détergent, rincer soigneusement, puis rincer à l’acétone. Laver la
surface extérieure des bouteilles à l’eau propre, sécher puis apposer une étiquette présentant clairement les informations
relatives à l’échantillonnage. Laver à l’eau propre la cage métallique ou la perche ou essuyer à l’aide d’un chiffon imbibé
d’acétone pour retirer toute contamination qui pourrait souiller l’échantillon suivant. Il n’est pas nécessaire de laver le
matériel entre les prises d’échantillons sur un même site, mais uniquement d’un site à l’autre.
• Recommencer l’opération d’échantillonnage pour obtenir un minimum de deux échantillons répétés.
CONSEILS
Prélever d’abord les échantillons dans les zones témoins (non traitées).
S’il est besoin d’entrer dans l’eau pour prélever un échantillon, vérifier la profondeur à l’aide de la jauge et s’assurer
que l’opération peut se dérouler sans danger. Prendre garde aux crocodiles et à la bilharziose. Porter des vêtements
de protection adaptés pour travailler dans l’eau.
Si en entrant dans l’eau pour prendre l’échantillon, les sédiments ont été agités, il faut les laisser reposer avant de
prélever l’échantillon d’eau.
Lors de l’utilisation du dispositif dans la Figure 1 pour l’eau de sous-surface, la bouteille se remplit d’eau dès qu’elle
est immergée et l’échantillon est un composite. Lors de l’utilisation du dispositif dans la Figure 2, un bouchon de liège
ou de caoutchouc obture le col de la bouteille à la place du bouchon à vis.
La perche en bois ou la cage lestée peuvent également servir à prélever des échantillons de la rive si l’eau est trop
profonde pour passer à gué ou si les sédiments sont trop mous (et dangereux) ou facilement soulevés. Si possible,
conserver les échantillons dans un réfrigérateur en attendant de les transporter vers un laboratoire d’analyse.
Utiliser une glacière (si disponible) pour transporter les échantillons sur le terrain. Les échantillons prélevés ne
doivent en aucun cas être exposés à la lumière directe du soleil ni aux fortes chaleurs.
Quand il est plus facile d’effectuer l’échantillonnage d’un pont ou équivalent, la bouteille doit être fixée à la perche
en bois ou mise dans la cage lestée et immergée dans l’eau.
Changer de gants entre chaque site d’échantillonnage pour éviter toute contamination croisée. Mettre les gants
usagés dans un sac plastique fermé et étiqueté, jusqu’à ce qu’une mise en décharge correcte soit organisée.
C h a p i t r e 6 ÉCHANTILLONNAGE EN VUE DE L’ANALYSE DE RÉSIDUS DE PESTICIDES J . C o x
Échantillonnage de sédiments pour la recherche
de résidus
À RETENIR
ÉQUIPEMENT: Planchette à pince (avoir sur soi un sac plastique pour protéger la planchette en cas
de pluie), fiches signalétiques pour noter les informations relatives au site d’échantillonnage, papier
vierge, crayons taillés, stylos, étiquettes, ficelle, gomme, ciseaux, feutres marqueurs indélébiles, bocaux
propres en verre (capacité de 500 ml) avec bouchons à vis recouverts d’aluminium ou sacs de
polyéthylène solides 30 x 20 cm (ou équivalent), attaches métalliques recouvertes de plastique pour
fermer les sacs, outil d’échantillonnage (écope au bout d’une perche, carottier ou équivalent), mètre
pliant, bottes de caoutchoucWellington ou cuissardes, gants de caoutchouc ou de caoutchouc nitrile,
jauge de bois de 2 m, carte du site, boussole, chaîne d’arpenteur, eau propre, détergent, acétone,
glacière (si disponible) ou boîte solide pour ranger les échantillons et bourrage adéquat (carton ou
caoutchouc mousse) pour éviter d’endommager ou de casser les bocaux pendant le transport.
Vérifier soigneusement l’équipement avant d’aller sur le terrain. Identifier le site d’échantillonnage et
repérer l’emplacement sur la carte.
Porter des vêtements de protection si l’échantillonnage est effectué dans une zone traitée avec un
pesticide.
Méthode
• Entrer dans l’eau, vérifier si le niveau n’est pas trop profond à l’aide de la perche
et s’assurer que l’opération peut se dérouler sans danger.
• Plonger l’outil d’échantillonnage dans le substrat pour prélever l’échantillon de
sédiments. Noter la profondeur des sédiments prélevés à l’aide du mètre pliant
(en cas d’utilisation de la benne Ekman, voir fiche méthodologique au chapitre 9).
• Égoutter l’eau prélevée avec l’échantillon, puis transférer l’échantillon, soit dans Écope fixée à une perche
un bocal en verre, soit dans une feuille d’aluminium puis dans un sac de
polyéthylène. La taille minimale de l’échantillon doit permettre de remplir à
moitié un bocal de 500 ml.Visser le couvercle du bocal. Si l’échantillon se trouve Benne Ekman
dans un sac, fermer à l’aide d’une attache métallique. Prélever un minimum de
trois échantillons répétés sur chaque point d’échantillonnage.
• Marquer les informations relatives à l’échantillonnage à l’extérieur du sac ou sur
le bocal à l’aide d’un feutre marqueur indélébile.
• Placer le sac ou le bocal contenant l’échantillon dans un autre sac. Préparer une
étiquette comprenant toutes les informations relatives à l’échantillon et au site et
placer cette étiquette dans le sac. Fermer le sac extérieur.
• Recommencer l’opération d’échantillonnage pour obtenir un minimum de deux
échantillons répétés pour chaque site identifié.
• Consigner les détails relatifs à l’échantillonnage sur la fiche signalétique (voir page
143).
• Placer le récipient contenant l’échantillon dans la boîte d’échantillons, caler avec
le bourrage et s’assurer que les récipients ne bougeront pas et ne
s’entrechoqueront pendant le transport.
• Entre chaque échantillon, nettoyer l’outil d’échantillonnage à l’eau et au détergent,
puis à l’acétone.
C h a p i t r e 6 ÉCHANTILLONNAGE EN VUE DE L’ANALYSE DE RÉSIDUS DE PESTICIDES J . C o x
CONSEILS
Prélever d’abord les échantillons dans les zones témoins (non traitées).
S’il est besoin d’entrer dans l’eau pour prélever un échantillon, vérifier la profondeur à l’aide de la perche et s’assurer
que l’opération peut se dérouler sans danger. Prendre garde aux crocodiles et à la bilharziose. Porter des vêtements
de protection adaptés pour travailler dans l’eau.
Changer de gants entre chaque site d’échantillonnage pour éviter toute contamination croisée. Mettre les gants
usagés dans un sac plastique fermé et étiqueté, jusqu’à ce qu’une mise en décharge correcte soit organisée.
Utiliser une glacière (si disponible) pour transporter les échantillons sur le terrain. Les échantillons prélevés ne
doivent en aucun cas être exposés à la lumière directe du soleil ni aux fortes chaleurs.
Si possible, conserver les échantillons dans un réfrigérateur en attendant de les transporter vers un laboratoire
d’analyse.
C h a p i t r e 6 ÉCHANTILLONNAGE EN VUE DE L’ANALYSE DE RÉSIDUS DE PESTICIDES J . C o x
Échantillonnage de la végétation terrestre pour la
recherche de résidus
À RETENIR
ÉQUIPEMENT: Planchette à pince (avoir sur soi un sac plastique pour protéger la planchette en cas
de pluie), fiches signalétiques pour noter les informations relatives au site d’échantillonnage, papier
vierge, crayons taillés, stylos, étiquettes, ficelle, gomme, ciseaux ou canif, feutres marqueurs indélébiles,
grands papiers filtres propres ou papier buvard propre, enveloppes en papier, sachets de gel de silice
en tissu (à garder dans un récipient fermé avant usage), balance portable de capacité 0-100 g (si les
échantillons doivent être pesés sur le terrain), gants jetables, carte du site, boussole, chaîne
d’arpenteur, glacière (si disponible).
Vérifier soigneusement l’équipement avant d’aller sur le terrain.
Sélectionner le site d’échantillonnage et repérer le site sur la carte pour le retrouver facilement.
Sélectionner la végétation à échantillonner en fonction du plan d’échantillonnage décidé, il ne s’agit en
général que de graminées, de feuilles cueillies sur les arbres et les buissons.
Porter des vêtements de protection si l’échantillonnage est effectué dans une zone traitée avec un
pesticide.
Méthode
• Porter des gants jetables, prélever (couper la végétation à
l’aide de ciseaux) et, si nécessaire, peser l’échantillon. Noter le
poids et recouvrir l’échantillon de papier filtre ou de papier
buvard. Il est conseillé de disposer la végétation à plat entre
des feuilles de papier plutôt que de l’envelopper.
• Placer avec précaution l’échantillon dans une enveloppe en
papier, de préférence sans le plier.
• Préparer une étiquette comprenant toutes les informations
relatives à l’échantillon et placer l’étiquette avec l’échantillon
dans l’enveloppe.
• Recopier ces informations sur l’enveloppe et sur la fiche
signalétique (voir page 143).
• Placer un sachet de gel de silice dans l’enveloppe et fermer
l’enveloppe sans la coller en introduisant le rabat de
l'enveloppe à l'intérieur de celle-ci.
• Placer l’enveloppe dans une boîte d’échantillons ou un sac en
gardant l’enveloppe à l’horizontale, afin que l’échantillon reste
bien à plat entre les feuilles de papier.
• Nettoyer les ciseaux à l’eau et au détergent, puis essuyer avec
de l’acétone avant de prélever l’échantillon suivant.
Disposition des échantillons
CONSEILS
Ne pas prélever de brindilles ni de branches.
Utiliser une glacière (si disponible) pour transporter les échantillons sur le terrain. Les échantillons prélevés ne
doivent en aucun cas être exposés à la lumière directe du soleil ni aux fortes chaleurs.
Si possible, conserver les échantillons dans un réfrigérateur en attendant de les transporter vers un laboratoire
d’analyse. À moins que le laboratoire ne l’ait spécifiquement demandé, ne pas congeler les échantillons.
Retirer les gants (mettre les gants usagés dans un sac plastique étiqueté et retourner au camp de base pour les jeter).
Mettre une nouvelle paire avant de prélever l’échantillon suivant.
C h a p i t r e 6 ÉCHANTILLONNAGE EN VUE DE L’ANALYSE DE RÉSIDUS DE PESTICIDES J . C o x
Échantillonnage de la végétation aquatique pour la
recherche de résidus
À RETENIR
ÉQUIPEMENT: Planchette à pince (avoir sur soi un sac plastique pour protéger la planchette en cas
de pluie), fiches signalétiques pour noter les informations relatives au site d’échantillonnage, papier
vierge, crayons taillés, stylos, étiquettes, ficelle, gomme, ciseaux ou canif, feutres marqueurs indélébiles,
bocaux propres en verre (capacité de 250 ml) avec bouchons à vis recouverts d’aluminium ou sacs de
polyéthylène solides 30 x 20 cm (ou équivalent), attaches métalliques recouvertes de plastique pour
fermer les sacs, bottes de caoutchouc, gants de caoutchouc ou de caoutchouc nitrile, carte du site,
boussole, chaîne d’arpenteur, perche de bois de 2 m avec un crochet à une extrémité, glacière (si
disponible) ou boîte solide pour ranger les échantillons et bourrage adéquat (carton ou caoutchouc
mousse) pour éviter d’endommager ou de casser les bocaux pendant le transport.
Vérifier soigneusement l’équipement avant d’aller sur le terrain. Sélectionner le site d’échantillonnage
et repérer le site sur la carte pour le retrouver facilement. Porter des vêtements de protection si
l’échantillonnage est effectué dans une zone traitée avec un pesticide.
Méthode
• Si la végétation choisie peut être prélevée de la rive, prendre
l’échantillon à la main (porter les gants de caoutchouc nitrile) ou à
l’aide de la perche et du crochet.
• Envelopper l’échantillon dans du papier filtre propre ou du papier
buvard pour absorber l’excès d’eau. Si du papier filtre ou du papier
buvard n’est pas disponible, utiliser des serviettes en papier. Des
échantillons de celles-ci seront envoyés à un laboratoire pour
vérifier si des produits présents pourraient perturber les résultats.
Dans la mesure du possible, avant de commencer l’échantillonnage,
procéder à une vérification analytique du caractère approprié du
matériel.
• Retirer le papier et placer l’échantillon, soit dans un bocal en verre,
soit dans une feuille d’aluminium puis dans un sac de polyéthylène.
Fermer le bocal à l’aide du bouchon à vis ou fermer le sac à l’aide Prélèvement de la végétation
aquatique à l’aide de la perche et du
d’une attache métallique. crochet
• Sécher l’extérieur du récipient et inscrire le numéro de code de
l’échantillon.
• Placer le récipient dans un sac de polyéthylène.Préparer une étiquette comprenant toutes les informations relatives à l’échantillon,
y compris le code de l’échantillon, et placer l’étiquette dans le sac. Fermer le sac à l’aide d’une attache métallique.
• Consigner les détails relatifs à l’échantillonnage, y compris le code de l’échantillon, sur la fiche signalétique (voir page 143).
• Nettoyer la perche et le crochet à l’eau et au détergent, puis à l’acétone avant de prélever l’échantillon suivant.
CONSEILS
S’il est besoin d’entrer dans l’eau pour prélever un échantillon, vérifier la profondeur à l’aide de la perche et s’assurer
que l’opération peut se dérouler sans danger. Prendre garde aux crocodiles et à la bilharziose. Porter des vêtements
de protection adaptés pour travailler dans l’eau.
Si en entrant dans l’eau pour prendre l’échantillon, les sédiments ont été agités, il faut les laisser reposer avant de
prélever la végétation.
Utiliser une glacière (si disponible) pour transporter les échantillons sur le terrain. Les échantillons prélevés ne
doivent en aucun cas être exposés à la lumière directe du soleil ni aux fortes chaleurs.
Si possible, conserver les échantillons dans un réfrigérateur en attendant de les transporter vers un laboratoire
d’analyse.
Porter une nouvelle paire de gants propres pour chaque échantillonnage. Mettre les gants usagés dans un sac
plastique fermé et étiqueté, jusqu’à ce qu’une mise en décharge correcte soit organisée.
C h a p i t r e 6 ÉCHANTILLONNAGE EN VUE DE L’ANALYSE DE RÉSIDUS DE PESTICIDES J . C o x
Échantillonnage des poissons pour la recherche
de résidus
À RETENIR
ÉQUIPEMENT: Planchette à pince (avoir sur soi un sac plastique pour protéger la planchette en cas
de pluie), fiches signalétiques pour noter les informations relatives au site d’échantillonnage, papier
vierge, crayons taillés, stylos, étiquettes, ficelle, gomme, ciseaux ou canif, feutres marqueurs indélébiles,
bocaux propres en verre (capacité de 100 à 200 ml) avec bouchons à vis recouverts d’aluminium, sacs
de polyéthylène 25 x 50 cm (ou équivalent), balance portable de capacité 0 à 100 g ou 0 à 1000 g (si le
pesage sur le terrain de l’animal entier ou de ses organes est requis), solution de formol dilué (8 à 9 %)
dans un récipient propre, gants de caoutchouc ou de caoutchouc nitrile, gants jetables, pinces
métalliques, couteau bien aiguisé ou scalpel, coton hydrophile, feuille d’aluminium, acétone (AnalaR),
glacière (si disponible) ou boîte solide pour ranger les échantillons et bourrage adéquat (carton ou
caoutchouc mousse) pour éviter d’endommager ou de casser les bocaux pendant le transport.
Vérifier soigneusement l’équipement avant d’aller sur le terrain.
Sélectionner le site d’échantillonnage et repérer le site sur la carte pour le retrouver facilement.
Porter des vêtements de protection si l’échantillonnage est effectué dans une zone traitée avec un
pesticide.
Méthode
• Capturer les poissons avec les méthodes appropriées (voir chapitre 10). Les échantillons peuvent également être obtenus auprès
des pêcheurs locaux à condition que leurs poissons soient frais et que l’endroit et le moment de la capture soient connus avec
certitude.
• Si les poissons sont suffisamment petits pour constituer un échantillon individuel, emballer chaque poisson individuellement dans
une feuille d’aluminium et placer le tout dans un sac de polyéthylène. Préparer une étiquette portant toutes les informations
relatives à l’échantillon et mettre l’étiquette dans le sac avec l’échantillon. Fermer le sac à l’aide d’une attache métallique (voir
également point 6).
• Mettre le sac contenant l’échantillon dans un second sac de polyéthylène.Préparer une étiquette similaire à la première et mettre
cette étiquette dans le sac. Fermer le sac à l’aide d’une attache métallique.
• Consigner les détails relatifs à l’échantillon sur la fiche signalétique (voir page 143).
• Emballer les échantillons dans la boîte d’échantillons.
• Si des organes ou tissus musculaires doivent être analysés, il est conseillé de les prélever au camp de base et non sur le terrain.
Si la taille du spécimen rend son transport impossible, les organes et les tissus peuvent être prélevés sur le terrain et transportés
au camp dans des bocaux en verre contenant une solution de formol. Peser les tissus après leur prélèvement et avant de les
plonger dans le formol, consigner leurs poids.
• Les organes et les tissus provenant du même spécimen doivent être stockés dans des bocaux séparés. L’étiquette et la fiche
signalétique doivent clairement mentionner ce qui a été fait.
• Fermer les bocaux. Mettre ces bocaux dans des sacs de polyéthylène et fermer les sacs pour éviter toute fuite. Chaque bocal
d’échantillon doit contenir une étiquette de papier, écrite au crayon. Le sac de polyéthylène extérieur doit contenir une seconde
étiquette, similaire à la première.
• Laver et rincer à l’eau tout l’équipement d’échantillonnage et de dissection. Rincer à l’acétone entre chaque échantillon.
CONSEILS
S’il est besoin d’entrer dans l’eau pour prélever un échantillon, vérifier la profondeur à l’aide de la jauge et s’assurer que
l’opération peut se dérouler sans danger. Prendre garde aux crocodiles et à la bilharziose. Porter des vêtements de
protection adaptés.
Si une dissection doit être effectuée, il faut s’assurer de l’absence de tout risque de contamination de l’échantillon. La
dissection doit être effectuée sur une surface propre, recouverte d’un matériau de protection, comme une feuille
d’aluminium. Utiliser une feuille neuve pour chaque dissection. Utiliser des gants jetables neufs pour chaque spécimen.
Tous les instruments (pinces, scalpel) utilisés doivent être nettoyés à l’acétone entre chaque utilisation.
Porter des gants jetables pour effectuer la dissection et lors de la manipulation de la solution de formol. Les gants sont
à usage unique et, après utilisation, ils doivent être retirés et mis dans un sac plastique fermé et étiqueté, jusqu’à ce qu’une
mise en décharge correcte soit organisée.
Utiliser une glacière (si disponible) pour transporter les échantillons sur le terrain. Les échantillons prélevés ne doivent
en aucun cas être exposés à la lumière directe du soleil ni aux fortes chaleurs.
Si possible, conserver les échantillons dans un réfrigérateur en attendant de les transporter vers un laboratoire d’analyse.
C h a p i t r e 6 ÉCHANTILLONNAGE EN VUE DE L’ANALYSE DE RÉSIDUS DE PESTICIDES J . C o x
Échantillonnage des oiseaux et des petits
mammifères pour la recherche de résidus
À RETENIR
ÉQUIPEMENT: Planchette à pince (avoir sur soi un sac plastique pour protéger la planchette en cas
de pluie), fiches signalétiques pour noter les informations relatives au site d’échantillonnage, papier
vierge, crayons taillés, stylos, étiquettes, ficelle, gomme, ciseaux ou canif, feutres marqueurs indélébiles,
bocaux propres en verre (capacité de 100 à 500 ml) avec bouchons à vis recouverts d’aluminium, sacs
de polyéthylène 25 x 50 cm (ou équivalent), solution de formol dilué (8-9 %) dans un récipient propre,
filet pour capturer les oiseaux, filet monté sur manche ou pièges adaptés aux petits mammifères, gants
de caoutchouc ou de caoutchouc nitrile, gants jetables, pinces métalliques, couteau bien aiguisé ou
scalpel, balance portable de capacité de 0 à 100 g, coton hydrophile, feuille d’aluminium, acétone
(AnalaR), glacière (si disponible) ou boîte solide pour ranger les échantillons et bourrage adéquat
(carton ou caoutchouc mousse) pour éviter d’endommager ou de casser les bocaux pendant le
transport.
Vérifier soigneusement l’équipement avant d’aller sur le terrain. Sélectionner le site d’échantillonnage
et repérer le site sur la carte pour le retrouver facilement. Porter des vêtements de protection si
l’échantillonnage est effectué dans une zone traitée avec un pesticide.
Méthode
• Capturer les spécimens (voir chapitres 12 et 13) et tuer les animaux avec une méthode appropriée (rapidement et sans
souffrances).
• Si les animaux sont suffisamment petits pour constituer un échantillon individuel,emballer chaque spécimen individuellement dans
une feuille d’aluminium et placer le tout dans un sac de polyéthylène. Préparer une étiquette portant toutes les informations
relatives à l’échantillon (ne pas oublier de mentionner le sexe de l’animal) et mettre l’étiquette dans le sac avec l’échantillon.
Fermer le sac à l’aide d’une attache métallique
• Mettre le sac contenant l’échantillon dans un second sac de polyéthylène.Préparer une étiquette similaire à la première et mettre
cette étiquette dans le sac (voir aussi point 7).
• Consigner les détails relatifs à l’échantillon sur la fiche signalétique (voir page 143).
• Emballer les échantillons dans la boîte d’échantillons.
• Dans les climats particulièrement chauds et si aucun moyen de réfrigération n’est disponible, pratiquer sur les petits spécimens
une incision de la paroi abdominale et plonger le spécimen complet dans un bocal de verre contenant du formol et fermé à l’aide
d’un bouchon à vis. Mettre ensuite le bocal dans un sac de polyéthylène fermé à l’aide d’une attache métallique. Chaque bocal
d’échantillon doit contenir une étiquette de papier, écrite au crayon. Le sac de polyéthylène extérieur doit contenir une seconde
étiquette, similaire à la première.Dans ce cas, peser l’échantillon avant de le plonger dans le formol et consigner soigneusement
le poids.
• Si des organes ou tissus musculaires doivent être analysés, il est conseillé de les prélever au camp de base et non sur le terrain.
Si la taille du spécimen rend son transport impossible, et particulièrement dans les climats très chauds, les organes et les tissus
peuvent être prélevés sur le terrain et transportés au camp dans des bocaux en verre contenant une solution de formol. Peser
les organes et les tissus après leur prélèvement et avant de les plonger dans le formol, consigner soigneusement leurs poids
• Si une dissection doit être effectuée, il faut s’assurer de l’absence de tout risque de contamination de l’échantillon. La dissection
doit être effectuée sur une surface propre, recouverte d’un matériau de protection, comme une feuille d’aluminium.Utiliser une
feuille neuve pour chaque dissection.Utiliser des gants jetables neufs pour chaque spécimen.Tous les instruments (pinces, scalpel)
utilisés doivent être nettoyés à l’acétone entre chaque utilisation.
• Les organes et les tissus provenant du même spécimen doivent être stockés dans des bocaux séparés. L’étiquette et la fiche
signalétique doivent clairement mentionner ce qui a été fait.
• Fermer les bocaux.Mettre ces bocaux dans des sacs de polyéthylène et fermer les sacs avec une attache métallique pour éviter
toute fuite.
CONSEILS
Porter des gants jetables pour effectuer la dissection et lors de la manipulation de la solution de formol. Les gants sont
à usage unique. Porter des gants neufs pour manipuler chaque échantillon.Après utilisation, les gants doivent être retirés
et mis dans un sac plastique fermé et étiqueté, jusqu’à ce qu’une mise en décharge correcte soit organisée.
Utiliser une glacière (si disponible) pour transporter les échantillons sur le terrain. Les échantillons prélevés ne doivent
en aucun cas être exposés à la lumière directe du soleil ni aux fortes chaleurs.
Si possible conserver les échantillons dans un réfrigérateur en attendant de les transporter vers un laboratoire d’analyse.
C h a p i t r e 6 ÉCHANTILLONNAGE EN VUE DE L’ANALYSE DE RÉSIDUS DE PESTICIDES J . C o x
Échantillonnage des reptiles et des amphibiens pour
la recherche de résidus
À RETENIR
ÉQUIPEMENT: Planchette à pince (avoir sur soi un sac plastique pour protéger la planchette en cas
de pluie), fiches signalétiques pour noter les informations relatives au site d’échantillonnage, crayons
taillés, stylos, étiquettes, ficelle, gomme, ciseaux ou canif, feutres marqueurs indélébiles, bocaux
propres en verre (capacité de 100 à 500 ml) avec bouchons à vis recouverts d’aluminium, sacs de
polyéthylène suffisamment grands pour contenir le plus grand récipient prévu, attaches métalliques
recouvertes de plastique, solution de formol dilué (8 à 9 %) dans un récipient propre, filet avec manche
d’1 m, gants de caoutchouc ou de caoutchouc nitrile, gants jetables, pinces métalliques, couteau bien
aiguisé ou scalpel, balance portable de capacité de 0 à 100 g, coton hydrophile, feuille d’aluminium,
acétone (AnalaR), glacière (si disponible) ou boîte solide pour ranger les échantillons et bourrage
adéquat (carton ou caoutchouc mousse) pour éviter d’endommager ou de casser les bocaux pendant
le transport.
Vérifier soigneusement l’équipement avant d’aller sur le terrain. Sélectionner le site d’échantillonnage
et repérer le site sur la carte pour le retrouver facilement. Porter des vêtements de protection si
l’échantillonnage est effectué dans une zone traitée avec un pesticide.
Méthode
• À l’aide du filet ou à la main (porter des gants), capturer et tuer les spécimens en les assommant d’un fort coup au sommet
du crâne (pour les lézards, grenouilles, petits serpents ou chéloniens).
• Peser l’échantillon et enregistrer son poids.
• Plonger le spécimen entier dans un bocal ou un récipient d’aluminium de taille appropriée contenant une solution de
formol (voir point 10).
• Après 30 minutes, retirer le spécimen à l’aide des pinces métalliques (la solution de formol est dangereuse pour la peau)
et inciser la paroi abdominale. Remettre le spécimen dans la solution de formol.
• Préparer une étiquette portant, écrit au crayon, toutes les informations relatives à l’échantillon et mettre l’étiquette dans
le récipient. Fermer à l’aide du bouchon à vis et s’assurer de l’absence de fuites.
• Marquer toutes les informations relatives à l’échantillon sur l’extérieur du récipient à l’aide d’un feutre marqueur indélébile.
• Placer le récipient dans un sac de polyéthylène et fermer à l’aide d’une attache métallique (pour éviter toute fuite de
formol).
• Consigner les détails relatifs à l’échantillonnage sur la fiche signalétique (voir page 143).
• Emballer le récipient dans la boîte d’échantillons, caler avec le bourrage et s’assurer que les récipients ne bougeront pas et
ne s’entrechoqueront pas pendant le transport
• Si des organes doivent être analysés, il est conseillé de les prélever au camp de base et non sur le terrain. Si la taille du
spécimen rend son transport impossible, les organes peuvent être prélevés sur le terrain et transportés au camp dans des
bocaux en verre. Les organes provenant du même spécimen doivent être stockés dans des bocaux séparés. L’étiquette et
la fiche signalétique doivent clairement mentionner ce qui a été fait.
• Si une dissection doit être effectuée, il faut s’assurer de l’absence de tout risque de contamination de l’échantillon. La
dissection doit être effectuée sur une surface propre, recouverte d’un matériau de protection, comme une feuille
d’aluminium. Utiliser une nouvelle feuille pour chaque dissection.Tous les instruments (pinces, scalpel) utilisés doivent être
nettoyés à l’acétone entre chaque utilisation.
C h a p i t r e 6 É c h a n t i l l o n n age e n v u e d e l ’ a n a l y s e d e ré s i d u s d e p e s t i c i d e s J . C o x
CONSEILS
Si le transport doit durer un certain temps ou si l’échantillon est transporté par avion, retirer le spécimen du formol
(après une durée minimale de 48 h pour assurer sa conservation) et envelopper le spécimen dans du coton imbibé de
formol. Le tout sera emballé dans une feuille d’aluminium, puis dans un sac de polyéthylène. S’assurer que toutes les
informations relatives à l’échantillon soient transférées dans ce nouvel emballage. Dans la mesure du possible, utiliser les
étiquettes originales. Si leur réutilisation n’est pas possible, vérifier que toutes les informations soient bien recopiées sur
les nouvelles étiquettes. Vérifier de nouveau pour éviter tout risque d’erreur. Si le transport jusqu’au laboratoire s’effectue
sur des routes en bon état et si un transport aérien n’est pas nécessaire, les échantillons peuvent rester dans la solution
de formol.
Si une dissection doit être effectuée, il faut s’assurer de l’absence de tout risque de contamination de l’échantillon. La
dissection doit être effectuée sur une surface propre, recouverte d’un matériau de protection, comme une feuille
d’aluminium. Utiliser une feuille neuve pour chaque dissection. Utiliser des gants jetables neufs pour chaque spécimen.
Tous les instruments (pinces, scalpel) utilisés doivent être nettoyés à l’acétone entre chaque utilisation.
Porter des gants jetables pour effectuer la dissection et lors de la manipulation de la solution de formol. Les gants sont
à usage unique. Porter des gants neufs pour manipuler chaque échantillon.Après utilisation, les gants doivent être retirés
et mis dans un sac plastique fermé et étiqueté, jusqu’à ce qu’une mise en décharge correcte soit organisée.
C h a p i t r e 6 ÉCHANTILLONNAGE EN VUE DE L’ANALYSE DE RÉSIDUS DE PESTICIDES J . C o x
Échantillonnage des invertébrés pour la recherche
de résidus
À RETENIR
ÉQUIPEMENT: Planchette à pince (avoir sur soi un sac plastique pour protéger la planchette en cas
de pluie), fiches signalétiques pour noter les informations relatives au site d’échantillonnage, papier
vierge, crayons taillés, stylos, étiquettes, ficelle, gomme, ciseaux ou canif, feutres marqueurs indélébiles,
bocaux propres en verre (capacité 25 à 100 ml) avec bouchons à vis recouverts d’aluminium (prévoir
des bouchons perforés et non perforés), sacs de polyéthylène 25 x 50 cm (ou équivalent), solution de
formol dilué (8 à 9 %) dans un récipient propre, gants jetables, pinces métalliques, couteau bien aiguisé
ou scalpel, coton hydrophile, glacière (si disponible) ou boîte solide pour ranger les échantillons et
bourrage adéquat (carton ou caoutchouc mousse) pour éviter d’endommager ou de casser les bocaux
pendant le transport.
Vérifier soigneusement l’équipement avant d’aller sur le terrain.
Sélectionner le site d’échantillonnage et repérer le site sur la carte pour le retrouver facilement.
Porter des vêtements de protection si l’échantillonnage est effectué dans une zone où un pesticide a
été pulvérisé.
Méthode
• Capturer les spécimens avec les méthodes appropriées (voir chapitre 8). Placer les spécimens dans des récipients
d’aluminium de taille appropriée.
• Préparer une étiquette portant toutes les informations relatives à l’échantillon et mettre l’étiquette dans le récipient avec
l’échantillon. Fermer, soit avec un bouchon à vis perforé pour les insectes vivants, soit avec un bouchon à vis non perforé
pour les spécimens à conserver dans le formol, à sécher ou à congeler. Étiqueter l’extérieur du récipient avec les
informations requises ou le code de l’échantillon.
• Si l’échantillon est conservé dans le formol, placer le récipient contenant l’échantillon dans un sac de polyéthylène. Préparer
une étiquette similaire à la première et mettre cette étiquette dans le sac. Fermer le sac à l’aide d’une attache métallique.
• Consigner les détails relatifs à l’échantillon sur la fiche signalétique (voir page 143).
• Emballer les échantillons dans la boîte d’échantillons.
• Dans les climats particulièrement chauds, pratiquer sur les spécimens les plus grands une incision de la paroi abdominale
et plonger le spécimen complet dans un bocal de verre contenant du formol et fermé à l’aide d’un bouchon à vis. Placer
ensuite le bocal dans un sac de polyéthylène fermé à l’aide d’une attache métallique. Chaque bocal d’échantillon doit
contenir une étiquette de papier, écrite au crayon. Le sac de polyéthylène extérieur doit contenir une seconde étiquette,
similaire à la première.
• Porter des gants jetables pour manipuler la solution de formol. Les gants sont à usage unique. Porter des gants neufs pour
manipuler chaque échantillon
• Nettoyer l’équipement utilisé pour prélever ou manipuler les invertébrés entre chaque échantillonnage. Laver à l’eau et au
détergent, rincer soigneusement à l’eau propre, puis à l’acétone.
CONSEILS
Prélever d’abord les échantillons dans les zones témoins, puis dans les zones traitées avec le pesticide.
Utiliser une glacière (si disponible) pour transporter les échantillons sur le terrain. Les échantillons prélevés ne doivent
en aucun cas être exposés à la lumière directe du soleil ni aux fortes chaleurs.
Si possible, conserver les échantillons dans un réfrigérateur en attendant de les transporter vers un laboratoire d’analyse.
Mettre les gants usagés dans un sac plastique fermé et étiqueté, jusqu’à ce qu’une mise en décharge correcte soit
organisée.
C h a p i t r e 6 ÉCHANTILLONNAGE EN VUE DE L’ANALYSE DE RÉSIDUS DE PESTICIDES J . C o x
Nitrification des sols
À RETENIR
ÉQUIPEMENT:Bêche, tamis de 2 mm, 50 récipients de plastique à usage alimentaire (capacité de 500
ml) avec couvercles, feuille d’aluminium, sacs plastiques pour les échantillons de sol, entonnoirs de
plastique, papiers filtres, balance portable, eau distillée, flacon souple, thermomètre (0-50 ou 100 ºC),
millivoltmètre, électrode de référence et électrode ionique (de détection des ions nitrate), solutions
étalons, solutions tampons, feuille de polyéthylène, crayon et papier, papiers
oléosensibles/hydrosensibles, feutre marqueur indélébile.
Il est nécessaire de se procurer un échantillon de sol composite, représentatif de la zone traitée.
S’assurer que les types de sol et de couvert végétal soient appariés avant de creuser et de procéder à
l’échantillonnage mentionné au point 1. Si plusieurs types de sols distincts se trouvent dans la zone
traitée, il est recommandé de choisir le type dominant, ou, à défaut, de décider d’effectuer le test sur
plus d’un type de sol.
Méthode
• Prélever 1 kg de sol de surface (à une profondeur de 0 à 5 cm) sur 10 sites de la zone qui sera traitée. Retirer la végétation
et les racines avant de passer l’échantillon au tamis de 2 mm. Si l’échantillon est humide, sécher le sol à l’air jusqu’à ce qu’il
puisse passer au travers du tamis. Mélanger les échantillons pour produire un échantillon composite.
• Peser des aliquotes de 100 g de sol dans 40 récipients de plastique à usage alimentaire prépesés. Fermer les couvercles.
Emballer dans un sac plastique double 1 kg de l’échantillon composite de sol pour effectuer ultérieurement les mesures
de texture, de pH et de capacité de rétention d’eau.
• Déterminer l’humidité du sol et sa capacité de rétention d’eau comme décrit dans les fiches méthodologiques du chapitre
5. Calculer 70 % de la capacité de rétention d’eau (capacité de rétention d’eau en g x 0,7).
• Mouiller les échantillons de sol dans les récipients de plastique à l’aide d’une solution de sulfate d’ammonium1 pour amener
un amendement azoté de 100 µg de N-NH4 par gramme de poids sec de sol et porter l’humidité du sol à 70 % de la
capacité sur le terrain. Peser le tout, inscrire sur le récipient le poids trouvé (sol et récipient sans le couvercle) à l’aide
d’un feutre marqueur indélébile.
• Peu de temps avant la pulvérisation, placer les 40 récipients sur les sites devant être traités. Ils peuvent être positionnés
entre les rangées de culture ou à découvert, si la pulvérisation est aérienne. Il est conseillé de les disposer par groupes de
4, espacés d’1 m, pour faciliter leur manipulation et la logistique de l’opération. Placer également des lames enduites
d’oxyde de magnésium ou des papiers oléosensibles/hydrosensibles autour de chaque groupe de récipients.
• Juste avant la pulvérisation, retirer les couvercles de la moitié des récipients (20). Les récipients qui ont conservé leurs
couvercles (20) sont les témoins et sont marqués comme tels. En l’absence d’ombre, placer des feuilles d’aluminium sur
les couvercles des récipients témoins pour limiter les effets de la chaleur.
• Remettre les couvercles dès que possible après la pulvérisation pour limiter l’évaporation et ramener les échantillons au
camp de base ou au laboratoire. Les lames enduites d’oxyde de magnésium et les papiers doivent porter des dépôts de
gouttelettes et confirmer ainsi que les sols ont été contaminés par le pesticide (voir chapitre 4 pour le comptage des
gouttelettes).
• Placer les récipients sans leurs couvercles dans une boîte en carton solide, tapissée d’une feuille de polyéthylène. Placer
quelques récipients contenant de l’eau dans la boîte pour augmenter l’humidité relative. Stocker la ou les boîtes à l’ombre.
• Ajuster l’humidité du sol quotidiennement dans tous les récipients en plaçant les récipients sur une balance et en faisant
couler de l’eau uniformément sur le sol jusqu’à obtenir le poids trouvé au point 4.
• Incuber les échantillons de sol pendant 50 jours maximum (en fonction de la température ambiante). Prélever quatre
échantillons témoins et quatre échantillons traités à (par exemple) 0, 10, 20, 30 et 40 jours. Plus la température sera basse,
plus la durée d’incubation sera longue.
• Avant d’extraire le N-NO3 des sols, peser le récipient et le sol, puis mélanger à l’aide d’une spatule ou d’une cuillère.
Prélever 50 g dans chacun des échantillons répétés, placer cette quantité dans un flacon avec 100 ml d’eau
déminéralisée/eau distillée et secouer pendant 30 secondes. Laisser reposer pendant 30 minutes, puis secouer et laisser
reposer de nouveau. Secouer et laisser reposer une troisième fois, puis prélever 10 ml du liquide surnageant et mélanger
ce liquide à 10 ml de (NH4)2SO4 2M (solution tampon d’ajustement de force ionique ou solution ISAB2).Cet échantillon
sera mesuré à l’aide de l’électrode ionique. S’assurer que tous les échantillons soient bien étiquetés lors de toutes les
étapes.
C h a p i t r e 7 LES TRANSFORMAT IONS DANS LE SOL I . G r a n t
• Préparer un jeu de solutions étalons de N-NO3 (de 1 à 100 ppm) pour étalonner l’électrode ionique de détection du NO3
couplée à une électrode de référence à double jonction. Prélever 10 ml de chaque solution étalon et ajouter 10 ml de
solution ISAB avant l’étalonnage. Les solutions étalons et les échantillons doivent être à la même température lors de la
mesure en millivolts (si la mesure s’effectue sur le terrain, stocker les échantillons et les solutions étalons dans un bol
d’eau). Lire la mesure en millivolts et tracer les résultats en mV en fonction de la concentration des solutions étalons, puis
calculer le nitrate présent dans les échantillons en µg de N-NO3/g de sol sec. Laver l’électrode entre chaque échantillon
avec de l’eau distillée. Peu importe si la mesure diffère lors du prochain échantillonnage, qui peut se situer 10 jours plus
tard, dans la mesure où tous les échantillons et toutes les solutions étalons sont à la même température lors des mesures.
• Refaire l’étalonnage de l’électrode pour chaque période d’échantillonnage et jeter les solutions étalons après usage, sauf si
elles ont été conservées au froid.
• Faire une moyenne des résultats obtenus pour les sols témoins et les sols traités pour chaque période. Tracer sur un
graphique, pour les témoins et pour les échantillons traités, la quantité cumulée de N-NO3/g de sol sec en fonction du
temps en jours (sur l’axe des x).
Note
1 Sulfate d’ammonium pour amendement azoté: dissoudre 4,716 g de (NH4)2SO4 sec dans 1 litre d’eau. Si 10 ml d’eau sont
nécessaires pour amener 100 g d’échantillon de sol à 70 % de la capacité sur le terrain (point 3), mouiller le sol avec 10 ml de
la solution de (NH4)2SO4 procurera 47,16 mg de (NH4)2SO4, soit 10 mg de N-NH4 ou 100 µg de N-NH4/g de sol.
2 Solution ISAB: (NH4)2SO4 2M. Dissoudre 264 g de (NH4)2SO4 dans 1 litre d’eau.
3 Solution étalon de N-NO3: 100 µg de N-NO3 par millilitre. Peser 0,722 g de KNO3 pur et sec puis dissoudre cette quantité
dans de l’eau déminéralisée et porter la dilution à 1 litre dans une fiole jaugée. Réfrigérer (peut se garder 1 mois), sinon refaire
une solution fraîche. Constituer des solutions étalons de 1, 5, 10 et 50 µg de N-NO3: pipeter 0,5 ; 2,5 ; 5 et 25 ml de la solution
étalon, mettre cette quantité dans des fioles jaugées de 50 ml (étiqueter les fioles), puis compléter au volume. Prendre 10 ml
de chaque solution étalon, ajouter 10 ml de solution ISAB et mesurer le potentiel en mV.Tracer les résultats obtenus sur un
papier millimétré à échelle semi-logarithmique pour obtenir une ligne plus ou moins droite.
Courbe d’étalonnage de
l’électrode ionique
310
270
27,2 °C
230
190
150
1 10 100
NO3-N
Ch a p i t r e 7 LES TRANSFORMAT IONS DANS LE SOL I . G r a n t
mV
Respiration du sol (à long terme et sur le terrain)
À RETENIR
ÉQUIPEMENT: Sacs plastiques pour les échantillons de sol, eau distillée, flacon souple, thermomètre,
boîtes de café type collectivités (environ 25 x 28 cm), bocaux en verre avec couvercles à vis étanches
(6 x 7 cm), trépied métallique, hachette, feuille d’aluminium, boîtes de carton, carnet de notes, feutre
marqueur indélébile, NaOH 1N.
Le chlorure de baryum est un poison, ne pas pipeter à la bouche.
Dans la mesure du possible, apparier les sites en termes de type de sol, végétation environnante et
couvert végétal (voir chapitres 1 et 7).
Méthode
• Sélectionner, dans les zones traitées et dans les zones non traitées, Boîte de café type collectivités
5 à 10 sites appariés pour la mesure à long terme de la respiration (environ 25 x 28 cm)
du sol1.
• Une fois sur le terrain (jamais à l’avance), pipeter avec soin (utiliser
une poire de prélèvement) 20 ml de NaOH 1N dans un flacon en
verre placé sur un trépied métallique isolant le flacon du sol
d’environ 2 cm (voir schéma). Recouvrir le flacon avec la boîte de Flacon de verre avec
café et enfoncer la boîte dans le sol d’environ 2 cm. Si couvercle à vis 20 ml de
l’emplacement est exposé à la lumière directe du soleil, prévoir un (environ 6 x 7 cm) solution
de
abri de branches et de feuillages ou placer sur la boîte de café un 1,0
carton recouvert d’une feuille d’aluminium. Noter l’heure et
Trépied NaOH N
donner au site un numéro. Consigner ces informations dans un
carnet de notes.
• Au même moment, placer deux flacons contenant du NaOH dans 2 cm
des boîtes de café identiques, mais fermées (les couvercles en
plastique sont en général suffisants mais une meilleure étanchéité
peut être obtenue en formant un cordon de graisse silicone sur le Mesure du CO2
bord des couvercles). Exposer ces récipients aux mêmes
conditions: ils serviront de témoins lors de la mesure du dioxyde de carbone dégagé en indiquant la quantité de CO2
présente initialement dans les boîtes.
• Au bout de 24 h, soulever avec précaution les boîtes du sol et récupérer le flacon contenant le NaOH. Fermer à l’aide d’un
couvercle étanche et numéroter le flacon (pas le couvercle) à l’aide d’un feutre marqueur indélébile. Consigner le temps
d’exposition. Ranger les récipients pour les transporter au camp de base ou au laboratoire.
• Réinstaller le dispositif de mesure à une courte distance des sites précédents pour poursuivre le suivi sur une période
déterminée, par exemple 1, 2, 3, 5, 10, 20 et 30 jours après la pulvérisation.
• À l’aide d’une pipette Pasteur, ajouter une quantité suffisante de BaCl2 3N à la solution de NaOH pour précipiter le BaCO3
(précipité blanc), puis ajouter quelques gouttes de phénolphtaléine (indicateur coloré).Titrer lentement le NaOH avec le
HCl 1N tout en agitant doucement le récipient. Prendre garde à ce que les gouttes d’acide ne touchent pas le précipité (le
précipité de BaCO3 ne doit pas se dissoudre). Noter le point de titrage quand l’indicateur change de couleur.
• Calculer le dioxyde de carbone dégagé par le sol à l’aide de la formule suivante:
mg CO2 = (ml de HCl titré dans les boîtes fermées - ml de HCl titré dans les boîtes exposées au sol)
1 (normalité de l’acide) x 22 (poids équivalent de CO2)
Puis convertir en mg de CO2 m-2 h-1 = mg de CO2 x 10,000 cm2
superficie de sol couverte par la boîte (cm2) x heures d’exposition
• Calculer le taux moyen de respiration (+/-SE) pour les échantillons répétés et tracer la quantité de dioxyde de carbone
dégagé en fonction du temps (axe des x).
C h a p i t r e 7 LES TRANSFORMAT IONS DANS LE SOL I . G r a n t
CONSEILS
1 Lors du choix des sites, s’assurer de bien prendre des zones de terrain similaires, dépourvues de racines d’arbres,
de graminées ou autre végétation (dans les zones cultivées, se placer entre les plants), de termitières ou de
fourmilières. Ne pas répéter l’échantillonnage au même endroit dans un intervalle de temps réduit.
Réactifs:
NaOH N: Dissoudre 40 g de NaOH dans 500 ml d’H2O et diluer pour obtenir 1 litre
HCl N: Dissoudre 83 ml d’HCI concentré (37 %) dans 1 litre d’H2O
BaCl2 3N (poison): Dissoudre 31 g de BaCl2 anhydre dans 100 ml d’H2O
Phénolphtaléine: 1 g dans 100 ml d’éthanol à 95 %.
Transporter tous les réactifs dans des récipients offrant toutes les conditions de sécurité (le plastique est
recommandé).Vérifier les couvercles!
C h a p i t r e 7 LES TRANSFORMAT IONS DANS LE SOL I . G r a n t
Respiration du sol (méthode semi-continue)
À RETENIR
ÉQUIPEMENT:Bêche, tamis de 2 mm, 50 récipients de plastique à usage alimentaire (capacité de 500
ml) et couvercles, feuille d’aluminium, sacs plastiques pour les échantillons de sol, balance portable
(200 g), eau distillée, flacon souple, thermomètre, tamis de 0,5 mm ou paille prépesée, tubes de Dräger
(0,02 à 0,3 % CO2) et soufflet, couvercle modifié pour les mesures, feutre marqueur indélébile,
chronomètre ou montre chronomètre.
Il est nécessaire de se procurer un échantillon de sol composite, représentatif de la zone traitée.
S’assurer que les types de sol et de couvert végétal soient appariés avant de creuser et de procéder à
l’échantillonnage mentionné au point 1. Si plusieurs types de sols distincts se trouvent dans la zone
traitée, soit choisir le type dominant, soit décider d’effectuer le test sur plus d’un type de sol.
Méthode
• Prélever 1 kg de sol de surface (à une profondeur de 0 à 5 cm) sur 10 sites de la zone qui sera traitée. Mélanger les
échantillons et retirer la végétation et les racines avant de passer l’échantillon au tamis de 2 mm. Si l’échantillon est humide,
sécher le sol à l’air jusqu’à ce qu’il puisse passer au travers du tamis.
• Peser des aliquotes de 100 g de sol dans 40 récipients de plastique à usage alimentaire prépesés. Fermer les couvercles.
• Emballer dans un sac plastique double 1 kg de sol pour effectuer ultérieurement les mesures de texture et de pH (voir
fiches méthodologiques au chapitre 5) soit sur le terrain, soit au laboratoire.
• Déterminer l’humidité du sol et la capacité de rétention d’eau comme indiqué dans les fiches méthodologiques au chapitre
5. Calculer 70 % de la capacité de rétention d’eau (capacité de rétention d’eau en g x 0,7).
• Ajouter à chaque aliquote de sol 0,5 g d’amendement organique sec (par exemple de l’herbe sèche – voir page 154,
chapitre 7) broyé pour passer au travers d’un tamis de 0,5 mm. Mélanger soigneusement.
• Amener l’humidité du sol à 70 % de la capacité sur le terrain en versant doucement de l’eau distillée. Peser le tout, inscrire
sur le récipient (pas sur le couvercle) le poids trouvé (sol et récipient) à l’aide d’un feutre marqueur indélébile.
• Peu de temps avant la pulvérisation, placer les 40 récipients sur les sites devant être traités. Ils peuvent être disposés par
groupes de 4 ou répartis sur la zone à traiter. Placer des papiers oléosensibles/hydrosensibles autour de chaque récipient
pour estimer le dépôt de pesticide. Juste avant la pulvérisation, retirer les couvercles de la moitié des récipients. Les
récipients avec un couvercle sont les témoins. Si les récipients sont en plein soleil, placer une feuille d’aluminium sur les
couvercles des témoins pour limiter les effets de la chaleur.
• Remettre les couvercles dès que possible après la pulvérisation pour limiter l’évaporation et inscrire « traité » sur les
récipients soumis à la pulvérisation.Transporter les échantillons au camp de base ou au laboratoire.
• Prélever les papiers oléosensibles/hydrosensibles sans toucher leur surfaces (voir au chapitre 4 la méthode de comptage
des gouttelettes).
• Ouvrir ou retirer les couvercles (pour permettre les échanges d’air), puis placer les récipients dans une boîte de carton
solide tapissée d’une feuille de polyéthylène pour réduire l’évaporation (incubateur). Placer quelques récipients contenant
de l’eau dans la boîte pour augmenter l’humidité relative. Stocker la ou les boîtes à l’ombre.
• Ajuster l’humidité du sol dans tous les récipients tous les deux jours en plaçant les récipients sur une balance et en faisant
couler de l’eau uniformément sur le sol jusqu’à obtenir le poids trouvé au point 6. Incuber les échantillons de sol pendant
30 jours maximum et mesurer, à la même heure chaque jour, le dioxyde de carbone dégagé après 1, 5, 10, 20 et 30 jours
(environ).
• Pour mesurer le dioxyde de carbone, sortir un récipient de l’incubateur, peser le récipient pour calculer son taux
d’humidité et fixer un couvercle percé d’ouvertures (voir schéma) permettant de mesurer la température du sol et
d’aspirer l’air à la surface du sol dans un tube Dräger d’analyse de gaz. Fixer le tube de plastique sur le soufflet et pomper
1 litre d’air (10 impulsions) avant de casser l’embout de verre (soigneusement) d’un tube Dräger à 0,02-0,3 % de dioxyde
de carbone. Fixer le tube de plastique sur l’extrémité cassée du tube Dräger et l’autre extrémité sur le soufflet.Astuce:
Il est possible de relier deux récipients à l’aide d’un T en verre si deux couvercles modifiés ont été préparés. Cette manipulation
permet d’augmenter les concentrations de dioxyde de carbone quand le taux de respiration du sol est faible naturellement.
• Faire passer l’air dans le tube en comprimant à fond le soufflet 20 fois et en le relâchant à fond 20 fois (2 litres), à l’aide du
chronomètre, noter la durée entre le début et la fin de l’expérience et lire le pourcentage de dioxyde de carbone en
fonction de la couleur relevée sur le tube. Remettre à zéro le compteur de la pompe, remettre le tube en place et procéder
de même avec les autres récipients.
C h a p i t r e 7 LES TRANSFORMAT IONS DANS LE SOL I . G r a n t
• Tous les deux ou trois échantillons, ajuster un nouveau tube Dräger et mesurer la concentration ambiante en dioxyde de
carbone et la température de l’air (à environ 1 m de hauteur). Mesurés à cette fréquence, l’air ambiant et l’air aspiré sont
sensiblement à la même température.
• Calculer le taux de respiration du sol dans chaque récipient à l’aide de la formule:
% en volume de CO2 dans l’échantillon - % en volume de CO2 dans l’air x volume d’air aspiré x 3600 = ml CO 1
2 g de sol sec- h-1
100 x temps nécessaire pour aspirer l’air (s) x g de sol sec
• Effectuer les corrections pour la température et la pression:
ml CO2 g de poids-1 h-1 x 101,3 x 273
101,3 x (273 - température du sol)
• Une fois les corrections de température et de volume
effectuées, multiplier par 1,96 pour obtenir le taux de
respiration en mg-1 de CO2 g de sol sec h-1. Second
récipient
• Calculer, pour chaque période de mesure de la respiration, le (ou plus)
taux moyen de respiration et l’erreur type pour quatre
échantillons traités et quatre échantillons non traités
(échantillons répétés).Tracer les résultats en fonction du temps
(axe des x). Tube de
Dräger
Tube de
verre ou
de cuivre
Joint
silicone
20 500 ml
Pompe Sol
Récipient à usage
alimentaire avec
couvercle modifié
étanche
Soufflet
Mesure de la respiration du sol (méthode
semi-continue)
C h a p i t r e 7 LES TRANSFORMAT IONS DANS LE SOL I . G r a n t
Estimation de l’activité des lombrics
À RETENIR
ÉQUIPEMENT: Déplantoir ou bêche, chaîne d’arpenteur, ficelle (50 m), crayon et papier, sacs
plastiques, flacons de plastique, table de nombres aléatoires ou machine à calculer.
Standardiser les heures pendant lesquelles sont effectués les comptages.
MÉTHODE DUTRANSECT
Méthode
• Identifier les transects possibles dans les zones traitées et non traitées, en considérant la facilité d’accès, les zones de
végétation similaire, la pente et les habitats pour obtenir des transects appariés. Les longueurs des transects sont
déterminées par la superficie des zones de culture, mais une longueur de 10 à 20 m est en général acceptable en zone
cultivée.
• À l’aide de la chaîne d’arpenteur ou de la ficelle, tracer une ligne droite, en choisissant au hasard le départ des transects.
• Sélectionner, à des intervalles aléatoires le long du transect, 5 à 10 parcelles d’1 m2 pour compter les turricules de lombrics
(excréments rejetés à la surface et formant de petits tas). Utiliser la table de nombres aléatoires ou une machine à calculer.
Ensuite,mesurer et délimiter clairement les zones d’échantillonnage à côté du transect à l’aide de ficelle ou de bâtons (pour
éviter de marcher dessus).
• Compter le nombre de turricules dans la zone d’échantillonnage et, si
différents types de turricules sont identifiables, compter le type de
Piquet de marquage du transect
turricule. Noter les chiffres obtenus en fonction de leur position le
long du transect. Consigner également l’heure et les conditions
météorologiques.
• Retirer ou aplatir les turricules à l’aide du déplantoir après les avoir
comptés.
• Compter de nouveau les turricules à des intervalles allant de tous les
2 jours à toutes les semaines.
• Après les dénombrements, prélever de petits échantillons de sol (200
g) des parcelles. Garder ces échantillons dans des sacs plastiques
fermés et étiquetés pour effectuer ultérieurement des mesures de pH Bâton délimitant la parcelle
de comptage
et d’humidité.
Turricule
MÉTHODE DES QUADRATS Turricule aplati
Méthode
• Si la végétation ou l’espacement des cultures le permettent, tirer à pile Transect (le schéma n’est pas à l’échelle)
ou face l’emplacement de 10 quadrats de 0,25 ou 0,5 m2 dans les Disposition des quadrats d’1 m2 le long d’un
zones traitées et non traitées. Puis suivre la même procédure à partir transect de 10 à 20 m
du point 4 de la méthode du transect.
CONSEILS
Option: s’il est prévu d’effectuer une longue série d’observations (par exemple, pendant une saison complète),
prélever et peser les turricules (poids sec du sol) pour déterminer le taux de renouvellement du sol.
Déterminer les intervalles d’échantillonnage en fonction de l’acuité relative de l’effet du pesticide sur les turricules.
Exprimer les résultats sous forme de la moyenne des turricules avec erreur type par m2 et par jour (ou autre
intervalle de temps adapté). Effectuer des tests statistiques pour comparer les différences enregistrées entre les sites
contaminés (traités) et les sites non contaminés (non traités).
Tracer sur le même graphique le nombre de turricules en fonction du temps et de l’humidité du sol en pourcent.
C h a p t e r 7 LES TRANSFORMAT IONS DANS LE SOL I . G r a n t
Estimation de la population de lombrics
À RETENIR
ÉQUIPEMENT:Tarière, déplantoir ou bêche, chaîne d’arpenteur, formol à 40 %, crayon et papier, gants
de caoutchouc, sacs plastiques, flacons de plastique.
Consulter le chapitre 3 sur la manière de manipuler le formol en toute sécurité.
ARROSAGE AU FORMOL
Méthode
• Délimiter entre 5 et 10 parcelles d’échantillonnage dans les zones traitées et non traitées. La taille de ces parcelles doit
être d’environ 0,05 m2: la taille n’est pas un facteur critique, mais il est capital de standardiser cette taille d’une parcelle à
l’autre. Il est possible d’utiliser un cylindre de section similaire à la superficie de la parcelle pour marquer le sol aux endroits
choisis. Dans chaque zone à échantillonner, prélever environ 200 g de sol à l’aide du déplantoir, emballer ce sol dans un sac
plastique pour en déterminer le pH et l’humidité, soit sur le terrain, soit ultérieurement au laboratoire.
• Préparer la solution de formol en prenant toutes les précautions requises (porter des gants de caoutchouc et ne pas
éclabousser le produit sur la peau).Verser 20 ml de formol à 40 % dans 4 litres d’eau (ou 25 ml dans 5 litres, 50 dans 10
litres, etc.), puis mélanger. Prélever 300 ml de cette solution à l’aide d’une boîte de conserve ou d’une éprouvette graduée
et verser le formol dilué de manière uniforme sur chaque parcelle délimitée.
• Prélever les lombrics qui sortent de la terre. Le temps mis par les vers pour sortir de terre varie avec l’humidité du sol, la
densité en lombrics et leur proximité de la surface: prélever à des intervalles réguliers (ex: 15 à 30 min dans les sols
humides et riches en matières organiques). Mettre les lombrics dans un flacon de plastique étiqueté avec le nom du site et
le numéro d’échantillon, puis ajouter quelques millilitres de la solution de formol pour les conserver, si la suite des
opérations n’est pas effectuée sur le terrain.
• Répéter l’arrosage après que les lombrics ont cessé de sortir pour prélever ceux enfouis plus profondément dans le sol,
particulièrement dans les sols secs. Effectuer l’échantillonnage des populations de lombrics tous les 10 à 14 jours,
particulièrement si le suivi concerne des pesticides rémanents, comme le DDT, ou des produits entraînant la stérilisation
de sol. Éviter d’effectuer l’arrosage sur des endroits qui ont déjà subi ce type d’échantillonnage.
• Trier et compter les lombrics par morpho-espèces (demander ultérieurement l’aide d’un taxonomiste). Mettre en
correspondance les dénombrements et la superficie échantillonnée.
CAROTTAGES DE SOL
Méthode
• Effectuer à l’aide d’une tarière en acier, dans les zones traitées et non
traitées, 15 à 20 carottages de sol à une profondeur d’environ 30 cm.
Prélever les carottes aléatoires dans un site d’échantillonnage.
• Sortir l’échantillon de la tarière pour le mettre dans un sac plastique
si le tri ne s’effectue pas sur le terrain.Mettre dans le sac une étiquette
en papier écrite au crayon et portant le nom du site, le numéro de la
carotte, la date, etc. Tourner Ruban permettant de
• Trier l’échantillon de sol à l’œil nu après l’avoir mis sur un plateau: repérer la profondeur
trier les lombrics par morpho-espèces avant de les compter ou de les à laquelle la carotte
peser. Mettre en correspondance les dénombrements et le volume Surface du sol est prélevée
(densité) de sol échantillonné.
• Répéter les estimations de population tous les 10 à 14 jours. 30 cm
CREUSAGE DE TROUS
Méthode
Extrémité coupante de la tarière
• Creuser des trous est une alternative au carottage. Délimiter 10
Tarière/carottier
parcelles aléatoires de 25 x 25 cm dans chaque zone traitée et non
traitée et creuser le sol à l’aide d’un déplantoir ou d’une bêche à une
profondeur de 30 cm (ou comme nécessaire). Mettre le sol ainsi
prélevé dans des sacs plastiques. Étiqueter comme indiqué au point 3 de la méthode par arrosage au formol.
C h a p i t r e 7 LES TRANSFORMAT IONS DANS LE SOL I . G r a n t
• Trier l’échantillon de sol à l’œil nu après l’avoir mis sur un plateau blanc. Compter les lombrics en fonction de leur type.
Exprimer le résultat sous forme de la densité (volume de sol ou surface).
• Déterminer le pH et l’humidité du sol sur l’un des échantillons mis en sac.
• Répéter les estimations de population tous les 10 à 14 jours.
CONSEILS
Il est possible de fabriquer une tarière à partir d’un tuyau en acier de 4 à 6 cm en aiguisant la partie destinée à
pénétrer le sol. Cependant, une tarière d’un diamètre supérieur (+ de 10 cm) est préférable.
L’arrosage au formol tue la végétation, cette méthode est à utiliser avec précaution entre les cultures.
Ne pas jeter le reste de la solution au formol dans les mares ou les cours d’eau.
Quand les sols sont secs, il est nécessaire de traiter des superficies plus grandes (1 m2) avec 10 litres de solution. Peu
après l’échantillonnage (dans les 1 à 2 jours), déterminer le pH et la teneur en humidité du sol sur l’un des
échantillons mis en sac.
C h a p i t r e 7 LES TRANSFORMAT IONS DANS LE SOL I . G r a n t
Couvert algal
À RETENIR
ÉQUIPEMENT:Quadrat, chaîne d’arpenteur, ficelle (50 m), crayon et papier, sacs plastiques.
Transects: numéroter les extrémités des transects (il peut y en avoir plus que les 3 mentionnés sur le
schéma).
À l’aide de la table de nombres aléatoires ou en tirant des numéros dans un sac, déterminer par quel
transect et par quelle extrémité commencer.Les points d’arrêt peuvent également être choisis de façon
aléatoire à l’aide de la table, en affectant une distance en mètres à parcourir à pied entre les points.
Méthode
Transect
• Identifier les transects possibles dans les zones traitées
et non traitées, en considérant la facilité d’accès, les
zones de végétation similaire, l’ombrage et les habitats.
Une distance de 20 à 100 m est généralement admise 1
pour les transects en zones boisées et les herbages. 2
Numéroter quelques points de départ et sélectionner 3
l’emplacement où commencer l’opération avec la table
de nombres aléatoires. À l’aide de la chaîne d’arpenteur
ou de la ficelle, tracer une ligne droite et marquer le
trajet avec des bâtons (si la ficelle est plus courte que
le transect).
• Marcher le long du transect en s’arrêtant à 10 6
intervalles choisis de façon aléatoire pour positionner
un quadrat d’1 m ou de 0,5 m2 à droite du transect.
Idéalement, diviser le quadrat en 100 carrés à l’aide de
bâtons et de fils de nylon (voir schéma).
5
4
Le couvert algal moyen est d’environ 50 %
dans ces 4 carrés 70,7 cm
Quadrillage d’un quadrat
C h a p i t r e 7 LES TRANSFORMAT IONS DANS LE SOL I . G r a n t
• Estimer et consigner les superficies relatives des parties à découvert et des zones ombragées par la canopée et les buissons
sur les transects (voir fiches méthodologiques au chapitre 5).
• Estimer le couvert algal sur le sol à l’aide de la grille : sur les sols sableux, les algues forment des zones vert foncé ou noires.
En savane herbacée découverte, les algues poussent juste en dessous de la surface des sols sableux, révélées par des taches
brun clair ou brun foncé.
• Exprimer les résultats du pourcentage de couvert sous forme d’histogrammes.
• Ramener des échantillons au laboratoire dans un sac plastique pour confirmer la présence d’algues après examen au
microscope.Mouiller et laisser l’échantillon à la lumière pendant un jour ou deux avant de préparer une lame d’observation.
Étaler une mince couche d’algue sur une lame, poser dessus une lamelle et observer sous un microscope à fort
grossissement. Si les algues ne peuvent être facilement identifiées, demander l’aide d’un botaniste ou d’un microbiologiste
spécialiste du sol. Il n’est pas nécessaire d’identifier les espèces.
C h a p i t r e 7 LES TRANSFORMAT IONS DANS LE SOL I . G r a n t
Décomposition microbienne – Méthode des sacs de
débris végétaux
À RETENIR
ÉQUIPEMENT: Sacs de débris végétaux, fil de fer, pinces, bêche, pioche, carnet de notes, crayon,
étiquettes, sacs plastiques épais, chaîne d’arpenteur, feutre marqueur indélébile, peinture et pinceau,
fanions ou piquets pour le balisage.
AVANT L’OPÉRATION DE SUIVI
• Coudre un jeu de sacs plastiques en mailles (50 exemplaires par taille de maille, voir schéma) en laissant une extrémité
ouverte. Sélectionner les mailles pour correspondre aux gammes décrites au paragraphe « Sacs de débris végétaux » (voir
chapitre 8), soit environ 4 mm, 600 µm et 10 µm.
• Prélever de la litière de feuilles fraîchement tombées (si disponible) dans une zone non traitée, après s’être assuré que la
végétation est représentative de celle trouvée en zone traitée. Sécher les feuilles à l’air ou à l’étuve (60 °C) jusqu’à obtenir
un poids constant. Retirer les tiges et mettre dans les sacs en mailles 3 g de feuilles sèches. (Si la durée entre l’alerte et le
suivi est trop courte, il est possible d’utiliser des feuilles fraîches et de mesurer plus tard le poids sec.) Remplir au moins
20 sacs de chaque taille de mailles pour chaque zone traitée et non traitée. Coudre ou agrafer le côté ouvert.
Méthode
• Sélectionner 5 sites pour positionner les sacs dans les zones traitées et 5 sites dans les zones non traitées, en appariant
grossièrement les types de végétation. Utiliser la table de nombres aléatoires pour choisir les emplacements où enfouir
horizontalement sur chaque site 4 sacs de chaque taille de mailles, à une profondeur de 1 à 3 cm. Disposer les sacs assez
proches les uns des autres mais sans les faire se chevaucher (total de 120 sacs). Remettre le sol au-dessus des sacs. Il est
également possible de former des fentes dans le sol avec la bêche, d’insérer les sacs verticalement dans ces fentes, puis de
tasser le sol par-dessus. Pour estimer le taux de décomposition, enterrer des sacs supplémentaires à proximité, mais non
dans les mêmes trous ou fentes que les autres sacs pour éviter de les déranger lorsque les sacs témoins seront déterrés
(voir ci-dessous).
• Repérer soigneusement la position des sacs dans le sol: à l’aide d’une chaîne d’arpenteur, mesurer la distance entre chaque
sac et un repère naturel (marquer les rochers ou les arbres à la peinture). Dans les zones d’herbages découverts, planter
des piquets ou former des piles de cailloux (mais ils risquent d’être enlevés), un GPS permettra de retrouver facilement
les emplacements.
• Laisser les sacs de débris végétaux en place pendant 2 à 3 mois dans les zones humides et cultivées (ou lors de la saison
des pluies) et pendant 2 ans dans les environnements semi-arides.Astuce:Déterrer quelques-uns des sacs de débris végétaux
supplémentaires à des intervalles de temps définis pour estimer le taux de décomposition.
Transect
Rabat du sac replié
et fixé à l’aide
d’agrafes
1
2
3
6
Quantité de débris 5
végétaux de poids connu 4
Sac de maille 600 µm
Ch a p i t r e 7 LES TRANSFORMAT IONS DANS LE SOL I . G r a n t
• À des moments définis, localiser les emplacements et TETHERSEacDs LdeITlTitiEèRre BfiAxéGsSà un piquet
creuser une tranchée peu profonde autour de la zone,
laissant suffisamment d’espace autour des sacs
enterrés pour éviter de les endommager avec la bêche
ou la pioche. Enlever le sol avec précaution, jusqu’à ce
que le sac apparaisse. Retirer les sacs du sol (aussi vite
que possible, si cette étape comprend également une
étude des invertébrés) pour les mettre dans un sac
plastique étiqueté et fermé par un nœud ou une
attache métallique. Indiquer sur chaque sac plastique
SPtriqounegt
le numéro du site, le numéro du sac de litière, la taille  stake
sesoculirdeed in
des mailles et la date du prélèvement. Mettre Litière de
également à l’intérieur du sac une étiquette écrite au Sacs de types de FilWdiere
pl
fer garnotéunddans
feuilles, etc. le sol
mailles différents,
crayon portant les mêmes informations. recouvrant les Different mesh-size
remplis de litière et
sacs bags filled with litter
• Traiter les sacs de litière dès que possible. Essuyer le aangdra sftéaspelends etomgbelteher
sol adhérant à l’extérieur des sacs de litière, puis sécher le contenu des sacs au soleil jusqu’à obtenir un poids constant (si
l’opération se déroule au camp de base, prévoir un jour en plein soleil) avant de remettre les débris végétaux dans leurs
sacs respectifs. Ne pas mélanger les étiquettes. Si l’opération se déroule au laboratoire, sécher à l’étuve à 60 °C jusqu’à
obtenir un poids constant, puis passer le contenu des sacs au tamis de 0,5 mm pour séparer les matières organiques
restantes. Retirer et jeter les racines qui ont pu pousser dans les sacs. Secouer la litière dans le tamis sans appuyer, car les
fins débris organiques passent facilement au travers du tamis. Sécher à l’étuve la matière organique retenue par le tamis à
105 °C pendant 12 h pour enlever toute trace d’humidité. Faire refroidir, passer au dessiccateur et peser la litière. Procéder
de la même manière avec la litière séchée au soleil.
• Soustraire le poids sec de matière organique obtenu du poids sec de matière à l’origine et exprimer la différence en
pourBcentage de matière dégradée.
Sac de litière enterré
SSurofialc seudrufascoel
1155 ccm
SLaicttdeer bliatigèr leyàinpgl aftlaatu
on bfootntodmdu otfr ohuole
CONSEILS
Si des sacs à grandes mailles sont utilisés (>10 µm), consulter le paragraphe Sacs de débris végétaux au chapitre 8
pour prendre en compte l’activité des invertébrés. L
Ch a p i t r e 7 LES TRANSFORMAT IONS DANS LE SOL I . G r a n t
Filet-fauchoir
À RETENIR
ÉQUIPEMENT: Filet-fauchoir ou filet à papillons, sacs de réserve pour le filet; montre ou montre-
chrono; sacs plastique; feutre marqueur indélébile; seau, boîte ou panier; fanions repères; insecticide
pyréthrinoïde en bombe; carnet.
Vérifier que le filet ne soit ni troué ni déchiré, et le réparer avant de partir sur le terrain. Parcourir les
transects à heures fixes dans la journée (par ex: de 10h00 à 12h00).
Balayer avec le filet un minimum de 10 transects par zone de traitement. Sélectionner les sites
d’échantillonnage à l’aide de tables de nombres aléatoires.
Méthode
• Inscrire sur le sac en plastique le nom du site et/ou son numéro, la date et l’heure et le nom de l’échantillonneur à l’aide
d’un feutre indélébile.
• Sur le site, s’assurer qu’il n’y a pas de trous ni de déchirures dans le filet, et que les joints du cadre sont correctement
serrés.
• Choisir un repère convenable. (par ex. un buisson ou une termitière) ou enfoncer un bâton ou un fanion dans le sol et
parcourir une distance déterminée à partir du repère (par ex. 50 m). Sinon, respecter une durée de fauchage fixe (par ex.
3 min) ou un nombre fixe de fauchages (par ex. 50 ou 100).
• Faire 4 ou 5 pas d’un côté avant de retourner vers le repère, tout en balayant avec le filet en avançant.
• Marcher à une vitesse constante et régulière, en passant plusieurs fois le filet d’un côté et de l’autre dans la végétation (de
façon à lui faire parcourir environ 1 m de chaque côté) jusqu’à ce que vous atteigniez le repère. Rester constant en ce qui
concerne la hauteur de vos passages dans la végétation, leur force et leur vitesse dans tout le transect.
• Au bout de chaque transect, refermer le filet sur lui-même pour
empêcher toute évasion et/ou fermer avec une pince aussi près du
cadre que possible pour laisser aux prises toute liberté de Filet cerf-volant
mouvement dans le reste du sac.
• Il faudra transvaser les prises dans un sac plastique et le nouer
pour conserver les prises jusqu’à ce qu’elles puissent être triées,
identifiées et comptées. A noter: un petit peu d’insecticide
pyréthrinoïde en bombe pourra être utilisé pour assommer les captures
et permettre un transfert aisé à un sac plastique.
• Noter toute information importante: conditions météorologiques Kite net
inhabituelles, (vent de forte vitesse, pluie, etc), une période
d’échantillonnage plus longue, type de végétation, etc. pour faciliter
l’interprétation des résultats par la suite. Filet-fauchoir
Sweep net
Filets adaptés à l’échantillonnage par fauchage
Disposition pour transect d’échantillonnage au filet-fauchoir typique
SSoulenil
5500  m  
4 à4  5–  p5as
pdaec ecôs ttéo  
side
SwTeraenps en
cett  ptroaunr
 sfeiclett-fa
uchoir
MBuairskseorn b ruepshère
Ch a p i t r e 8 LES INVERTÉBRÉS TERRESTRES C . C . D. T i n g l e
Échantillonnage au filet-fauchoir 
On peut aussi utiliser cette méthode sur les arbres et les buissons, mais il faut alors se servir d’un filet à mailles plus
résistantes. On brosse le feuillage plusieurs fois soit pendant une durée déterminée (par ex. 3 min.), soit en définissant à
l’avance un nombre de fauchages (par ex. 50)
CONSEILS
N’utiliser le filet-fauchoir que par temps sec. 
S’efforcer de déployer toujours la même force dans le geste de fauchage, car cela a une incidence sur le type de faune
capturée. 
La hauteur à laquelle on passe le filet doit aussi rester constante. Cela peut de nouveau affecter la composition des
prises. 
Lorsqu’on décide dans quelle direction avancer, toujours s’efforcer de travailler au soleil. Votre ombre reste derrière
vous et les invertébrés volants ne s’enfuient pas à votre approche. 
La distance balayée avec le filet peut varier en fonction de la végétation et de la faune étudiée.
Si on utilise un insecticide pour assommer les prises, il faudra veiller à ce qu’il n’en tombe pas sur la zone
d’échantillonnage, en mettant toujours le filet dans un sac en plastique avant d’en pulvériser le contenu. Si les
échantillons sont destinés à l’analyse de résidus, il ne faut pas utiliser d’insecticide. 
Cette méthode est contre-indiquée pour échantillonner la végétation épineuse quelle qu’elle soit. Passer le filet la
nuit est avantageux pour certains groupes, les sauterelles, par ex. Attention aux serpents!
Ch a p i t r e  8    LES  INVERTÉBRÉS  TERRESTRES C . C . D. T i n g l e
Pièges de Barber 
À RETENIR 
ÉQUIPEMENT: Feutre marqueur indélébile; fanions repères; tuyau de PVC; récipients de piégeage
(plus d’autres en réserve); couvercle pour récipients de piégeage; liquide de conservation; déplantoir;
protections pour les pièges; pinces; pinceau; carnet; boîte pour transporter les pièges; crayon à papier;
papier. 
La taille et le type des pièges doit être les mêmes pour tous les sites d’échantillonnage, de même que
le liquide de conservation et son degré de dilution. 
La période de piégeage doit se poursuivre pendant la même durée sur tous les sites d’échantillonnage.
Enfouir les pièges pour qu’ils soient au niveau du sol. Installer un minimum de 20 pièges par zone de
traitement; l’idéal est 50. Choisir les sites d’échantillonnage à l’aide de tables de nombres aléatoires. 
UNZSOPNREAY NEODNA  RTREAITÉE
SZPORNAYEE TDRA ARIETÉAE ODF’ HSIAMBIILTATR  SHIMAIBALTIATIRE
Zone
mimniinmimumum 1 01000 m m tampon
200 m
Lignes de pièges
Lines of pitfall
trapdse,  eBaacrhbe trr,ap
1e0s pmac aésp adret 10 m
Disposition typique de pièges de Barber pour effectuer le suivi
des parties traitées et non-traitées du même habitat
Méthode
Shade Panneau
• Creuser un trou dans le sol avec un déplanbtooairrd ou une pelle et d’ombrage
enfoncer le tuyau de PVC verticalement de manière à ce que le
dessus soit 2ju.5st ec msous la surfa6ce c emt bien tasser.
2.5 cm
6 cm
• Inscrire sur l’extérieur du récipient le n° du sPitlea
Récipient
, sltei cnuméro du piège
or glass (plastique,
et la date. Glisser le récipient dans le tuyau etp oretmplir à moitié de verre)
liquide de conservation. Lisser la terre autour de l’embouchure du
piège de manière 1à2 c rcémer une petite pente jusPqlua’astui cpiège et faire en 12 cm Tuyau en
plastique
sorte qu’il n’y ait pas d’obstacles (dans l’embodurcahiunrpei,p eetc.) empêchant
les invertébrés d’y tomber. Marquer l’emplacement du piège avec un
fanion placé tout près ou noter un repère prPorcehsee r(tveartmivietière, buisson, Liquide de
arbre, etc.). Astuce: si c’est la saison des pluies,s iol lpuotuiorrna être nécessaire conservation
de poser le piège en haut d’un petit monticule (de construction artificielle, Coupe du piège en place
si nécessaire), mais toujours avec une pente jusqu’à l’entrée, pour
empêcher l’eau de ruisseler dans le piège et de l’inonder. Note: les dimensions ne sont données qu’à titre indicatif
et peuvent varier, à condition qu’elles soient les mêmes
pour tous les pièges utilisés dans l’étude. 
C h a p i t r e  8    LES  INVERTÉBRÉS  TERRESTRES C . C . D. T i n g l e
Shade
board
2.5 cm
6 cm
Plastic
or glass
pot
12 cm Plastic
drainpipe
Preservative
solution
• Laisser le piège en place en le protégeant de
l’ombre avec un panneau d’ombrage pendant une
durée déterminée (1 jour, 5 jours, 1 semaine, etc).
Astuce: Au départ, inspecter souvent le piège pour
vous assurer que l’agent de conservation ne s’évapore
pas.
• Lors des visites suivantes, enlever le récipient
contenant les prises et placer une étiquette à
l’intérieur en inscrivant au crayon à papier le n° du
site, le n° du piège, ses dates d’installation et de
relève. Mettre un couvercle. Tracer une ligne
repère sur le nouveau récipient (comme ci-dessus)
et remplir à moitié avec le liquide de conservation. Piège de Barber sur léger monticule de fabrication humaine
Remettre dans le tuyau de PVC et laisser pour une destiné à un usage à la saison des pluies pour éviter que le
période fixe, comme avant. piège soit inondé 
• Au moment de vider le piège et de le remettre en
place, noter toutes les informations importantes, par ex. si l’entrée du piège est bloquée par des feuilles, s’il a été dérangé
par des animaux, si les grosses pluies l’ont inondé, si le liquide a séché, etc. Cela facilitera l’interprétation des résultats par
la suite.
• Noter la végétation qui pousse autour du piège. 
CONSEILS
Éviter d’enlever la végétation autour de l’emplacement du piège, sauf en cas d’absolue nécessité. 
La végétation/l’habitat des sites d’échantillonnage doit être la même, car cela a une incidence sur les prises, même de
la même espèce.
Si on utilise des pièges sans conservateur, il faut les vider chaque jour ou plus souvent: même dans ce cas, les petits
animaux peuvent servir de proies et cela doit être pris en compte dans l’interprétation des résultats.
Si le travail a lieu par temps extrêmement humide, il peut être nécessaire de pratiquer de petits trous dans le piège
pour empêcher qu’il ne soit inondé. Bien sûr, ceci n’est possible que lorsque le piégeage se fait sans agent
conservateur et que les animaux sont assez gros.
Le nombre, la disposition et la distance entre les pièges ont une influence sur la taille des échantillons et il faudra y
penser à l’avance pour garantir une bonne prise des invertébrés que l’on étudie. Il faut normaliser ces paramètres
d’un site à l’autre.
Faites attention à l’effet de la perturbation. Aussitôt après la mise en place des pièges, des prises très importantes
sont courantes, ce qui rend les résultats de la première semaine souvent trompeurs. C’est une bonne méthode
d’échantillonnage de certains invertébrés mais presque inapplicable à d’autres, et il faut donc interpréter les résultats
avec prudence.
C h a p i t r e  8    LES  INVERTÉBRÉS  TERRESTRES C . C . D. T i n g l e
Appâts alimentaires pour les fourmis 
À RETENIR 
ÉQUIPEMENT: feutre marqueur indélébile; fanions repères; boîtes de Pétri; appâts alimentaires; petite
cuiller; loupe; pinces; aspirateur; flacons d’échantillonnage adaptables à l’aspirateur; pinceau; carnet;
crayon à papier; papier; grillage; plastique transparent; épingles à linge. 
Les types d’appâts et leur quantité doivent être les mêmes pour tous les sites d’échantillonnage. Les
périodes d’échantillonnage doivent être les mêmes pour toutes les zones de traitement. Installer un
minimum de 5 quadrillages de 10 pièges (donc 50 appâts) par zone de traitement. Couvrir les appâts
avec du grillage pour empêcher que d’autres animaux les consomment.
Pendant les pluies, il pourra être nécessaire d’ajouter une protection sur les coupelles d’appât, par ex.
du plastique transparent, pour éviter qu’elles soient inondées. 
Choisir soigneusement les sites d’échantillonnage, pour les apparier le mieux possible d’une zone de
traitement à une autre. 
Méthode
• Choisir un habitat de même étendue dans chaque zone de traitement 
• Installer plusieurs quadrillages de coupelles et déposer des quantités égales de nourriture sur chaque coupelle. Un
espacement de 5 m entre les appâts, avec 10 m entre les rangées est idéal. Astuce: Déranger le moins possible la végétation
environnante lors de la mise en place des coupelles d’appâts. Si c’est la saison des pluies, éviter de mettre des appâts dans des creux
du sol, qui risquent d’être inondés.
 
Disposition typique des appâts alimentaires
ZUONNSEP RNAOYNE TDR AAIRTEÉAE AVEC
SZPORNAEY TERDA AITRÉEEA OFH SAIMBIITLAATR S IHMAILBAITIRAET
Zone
minim1u00m m 1 0m0i nmimum Tampon
200 m
Quadrillage des coupelles d'appâts. Distance de 5 m minimum entre les coupelles,
de 15 m minimum entre les quadrillages
• Pâte de poisson, beurre de cacahuète, miel, céréales du petit
Coupelle d'appâts indPliavsidticu eplelteri  idni sshdéjeuner peuvent tous être utilisés soit isolément, soit en containing food baiittus
tas séparés sur la coupelle. Mettre au moins une cuillerée Boîte de Pétri contenant
les appâts alimentaires
d’appât sur chacune. 
• Recouvrir chaque coupelle d’un morceau de grillage
recourbé pour former un dôme et l’arrimer au sol à l’aide
d’agrafes de fil de fer en arceaux. Astuce: Si c’est la saison
des pluies, recouvrir le dessus du grillage d’un film de plastique
transparent maintenu par des épingles à linge ou d’une planche
en bois sur pieds, pour empêcher que la pluie inonde les Dôme de grillage
coupelles d’appât. AgrafesM meétatal lsltiaqpuleess  tpoour fixer Wipreo umre pshro dtoégmeer  tloe s
attach wire dome protect food from
le dômteo  dthee  ggrriolluangde au sol bairpdps,â stsq udierrse olsi,s eetacu.x,
des écureuils, etc.
Ch a p i t r e  8    LES  INVERTÉBRÉS  TERRESTRES C . C . D. T i n g l e
• Laisser en place sans y toucher pendant des durées déterminées à l’avance (par ex.. 30 min, 2 h, 5 h, 7 h et 24 h) après la mise
en place. 
• Inspecter les quadrillages de pièges dans le même ordre que celui dans lequel ils ont été disposés. Compter les individus que vous
avez réellement trouvés dans les coupelles à appâts (s’il y en a de grandes quantités, faites une estimation du total) et identifier
les espèces à l’aide d’une loupe. A l’aide d’un aspirateur ou d’un pinceau, récolter tout ce qui ne peut pas être identifié
immédiatement et le mettre dans un flacon à échantillon muni d’une étiquette écrite au crayon portant le numéro du site, le
numéro de l’appât et les dates d’installation et de relève. Remplir d’alcool et mettre un couvercle sur le récipient. Ne pas dépasser
un certain temps (par ex. 3 min) pour examiner chaque appât.
• Noter la quantité d’appât (en %) qui reste à chaque inspection ainsi que toutes les informations importantes, par ex. si des
animaux ont dérangé les appâts, etc. Cela aidera à interpréter les résultats par la suite.
• Noter la végétation qui pousse autour de chaque quadrillage d’appâts. 
CONSEILS
Éviter d’enlever la végétation autour des appâts sauf en cas d’absolue nécessité. 
La végétation/l’habitat des sites d’échantillonnage doit être partout la même, car cela peut avoir une incidence sur la
facilité avec laquelle les appâts sont trouvés, même par une même espèce.
La quantité de fourmilières et la distance entre elles joue un rôle dans la vitesse à laquelle les appâts sont trouvés et
consommés. On notera donc toutes les fourmilières ainsi que leur position par rapport aux appâts pour faciliter
l’interprétation des résultats.
Toutes les observations ayant trait à des conflits interspécifiques ou entre les membres de différentes colonies seront
notées également. 
On déposera des appâts avant et à intervalles réguliers, par ex. 1 semaine, 2 semaines, 1 mois et 2 mois après les
traitements. Laisser les appâts pendant des durées normalisées (par ex. 24 h) à chacun de ces intervalles
d’échantillonnage. 
C h a p i t r e  8    LES  INVERTÉBRÉS  TERRESTRES C . C . D. T i n g l e
Appâtage des termites 
À RETENIR 
ÉQUIPEMENT: feutre marqueur indélébile; fanions repères; appâts de bois tendre; loupe; pinces;
aspirateur; flacons d’échantillonnage adaptables à l’aspirateur; pinceau; carnet; crayon à papier; papier. 
Le type d’appât et leur quantité doivent être les mêmes pour tous les sites d’échantillonnage. 
Si on utilise des appâts de bois, on les numérotera et on les pèsera un par un et on enregistrera le poids
de départ sur une feuille de calculs.
La période d’échantillonnage doit être la même pour toutes les zones de traitement.
Installer un minimum de 5 quadrillages de 10 pièges (donc 50 appâts) par zone de traitement.
Arrimer soigneusement les appâts pour éviter qu’ils soient emportés par d’autres animaux ou par la
pluie.
Choisir soigneusement les sites d’échantillonnage, pour les apparier le mieux possible d’une zone de
traitement à une autre. 
Méthode
• Choisir une étendue d’habitat identique pour chaque zone de traitement.
• Installer plusieurs grilles de plaques d’appâts. Fixer les appâts au sol au moyen de grosses agrafes de fil de fer pour éviter qu’ils
soient déplacés trop facilement. Astuce: Déranger la végétation alentours le moins possible lorsque vous installez les plaques et remettez
en place tous les végétaux autour, feuilles mortes etc., qui ont été écartés, pour procurer un abri autour de la plaque. Si c’est la saison des
pluies, éviter d’installer les plaques dans des creux ou autres, qui pourraient être inondés.
• Laisser les appâts pendant des périodes fixées à l’avance (par ex. 1 semaine, 1 mois). Inspecter fréquemment. Astuce: Si des appâts
de carton sont utilisés, les inspections devront être plus fréquentes (tous les 2 à 3 jours ou toutes les semaines). De même, pendant la saison
des pluies, les appâts devront être inspectés plus souvent que pendant la saison sèche.
• Au cours des visites suivantes, observer les quadrillages d’appâts dans le même ordre que celui dans lequel ils ont été disposés.
Compter le nombre d’appâts trouvés par les termites, le nombre d’appâts entamés, et le pourcentage de dégâts. Dénombrer et
identifier les espèces de tous les individus effectivement présents sur les appâts à l’aide d’une loupe. S’il y en a en grandes quantités,
faire une estimation du total. A l’aide d’un aspirateur ou d’un pinceau, récolter ceux qui ne peuvent être identifiés aussitôt et les
Soft wood block mettre dans un flacon à échantillon portant une étiquette sur laquelle vous inscrirez au crayon à papier le numéro du site, le
numéro de la planche et les dates d’installation et de relève. Remplir d’alcool et mettre un couvercle sur le récipient. Ne pas
dépasser un certain temps (par ex. 3 min) pour examiner chaque appât.
• A chaque inspection, noter toutes les informations importantes, par ex. les appâts dérangés par les animaux, ou autres. Cela
Soil surface facilitera l’interprétation des résultats par la suite.  
Wire stSaopflte wood block
Morceau de bois tendre
Pare
Soil surface soleil
Wire staple
Agrafe de fil de fer
Surface du sol
Cardboard
beer mat
Sous-verre à bière en carton
Cardboard Metal or
beer mat wire staple Agrafe métallique ou
en fil de fer
Soil
surface Metal or
wire staple Surface du sol 
Soil
surface
Ch a p i t r e  8    LES  INVERTÉBRÉS  TERRESTRES C . C . D. T i n g l e
• Lors de la dernière visite, enlever l’appât. Étiqueter avec un numéro, la zone de traitement et la date. Placer dans un sac
plastique étiqueté. Envoyer au laboratoire et évaluer les dégâts en pourcentage. Peser l’appât et enregistrer le poids final
sur une feuille d’analyse.
• Noter la végétation qui pousse autour de chaque quadrillage d’appât.
CONSEILS
Éviter d’enlever la végétation autour des appâts sauf en cas d’absolue nécessité. 
La végétation/l’habitat des sites d’échantillonnage doit être partout la même, car cela peut avoir une incidence sur la
facilité avec laquelle les appâts sont trouvés, même par une même espèce.
La quantité de fourmilières et la distance entre elles joue un rôle dans la vitesse à laquelle les appâts sont trouvés et
consommés. On notera donc toutes les fourmilières ainsi que leur position par rapport aux appâts pour aider à
l’interprétation des résultats.
Toutes les observations ayant trait à des conflits interspécifiques ou entre les membres de différentes colonies seront
notées également. 
C h a p i t r e  8    LES  INVERTÉBRÉS  TERRESTRES C . C . D. T i n g l e
Piège Malaise  
À RETENIR 
ÉQUIPEMENT: Maille nylon pour piège Malaise; 6 longues perches; piquets de tente; ficelles de tension;
maillet; flacon de collecte et ensemble support; flacon de collecte de rechange; fil et aiguille; ruban
adhésif; feutre marqueur indélébile; carnet; papier; crayon à papier. 
Vérifier le tissu du piège pour voir s’il n’est pas troué ou déchiré, et faire les réparations. Tendre au
moins 3 pièges par zone d’échantillonnage. 
Normaliser votre sélection (apparier) des sites de piégeage dans les différentes zones de traitements
ou utiliser des tables de nombre aléatoires si les sites d’échantillonnage sont homogènes. 
Méthode
• Les pièges doivent être installés dans les endroits fréquentés par de grandes quantités des insectes à échantillonner. Par ex.
pour les Hymenoptères, les lisières ou les layons des zones arborées, et le long des haies constituent de bons sites, tandis
que pour les Diptères, les bords de ruisseaux, de cours d’eau ou de rigoles sont aussi des emplacements appropriés.
• Ériger le piège en installant son point le plus élevé (là où est situé le dispositif de collecte) près de la lumière (c.-à.d. face
au sud ou en direction d’une ouverture dans les arbres ou d’une végétation moins dense. S’assurer que le tissu du piège
soit bien tendu et que les ficelles de tension remplissent correctement leur rôle. 
• Indiquer à l’aide d’un feutre sur le flacon de collecte le nom du site et/ou son numéro, la date et l’heure, ainsi que le nom
de l’échantillonneur, remplir 1/3 du flacon avec de l’alcool à 70% et le relier au dispositif de collecte. Astuce: On peut mettre
des pièges à eau le long du bas de la paroi centrale du piège pour augmenter les prises. 
• A chaque inspection suivante, vérifier les mailles des pièges et réparer si nécessaire en cas de trous ou de déchirure à l’aide
de fil et d’une aiguille ou de ruban adhésif.
Tissu blanc ou transparent
Dispositif de collecte 
Perches 
Tissu 
sombre 
6´ à 9´
4´ à 6´
Piquets
Ficelle de 
tension 
N.B.: Les dimensions sont purement indicatives, ´ = un pied, 1 pied = 30 cm.
(Adapté de la figure 15 de A Dipterist’s Handbook. The Amateur Entomologist 15 (1978) publié par The Amateur Entomologists’
Society.) 
C h a p i t r e  8    LES  INVERTÉBRÉS  TERRESTRES C . C . D. T i n g l e
• Les pièges doivent être entretenus régulièrement. Il faut ôter les
toiles d’araignées qui pourraient être tissées à l’entrée du flacon Tunnel reliant le dispositif
de collecte. Dévisser le couvercle, insérer une étiquette dans le de collecte au piège
flacon sur laquelle sont inscrits au crayon à papier le numéro du Flacon de
site, la date, etc et remettre le couvercle. Remplacer avec un collecte
nouveau flacon.
• Noter toutes les informations importantes, par ex. la présence
de toiles d’araignées interférant avec la collecte des prises, des
conditions météorologiques inhabituelles, des changements dans
la direction du vent, une période d’échantillonnage plus longue,
le type de végétation alentour, les changements dans la
végétation, par ex. l’apparition de fleurs à proximité, etc. pour
faciliter l’interprétation des résultats. Pièce de raccord
pour le flacon de
collecte
Piquet de
soutènement
Flacon de
collecte
Gaze à l'intérieur
CONSEILS
Immédiatement avant l’application d’insecticide sur la zone d’échantillonnage, on recouvrira entièrement les pièges
de grandes bâches plastiques et on ôtera les flacons de collecte pour que les insectes qui pénètrent dans le piège
puissent s’échapper. On fera de même avec les pièges de la zone non traitée. Une fois la pulvérisation terminée, on
ôtera les bâches et on installera de nouveaux flacons. 
Pour chaque période de collecte, il faut toujours récolter les prises à la même heure. Cette période de collecte
pourra être de 1 jour, 2 jours, 5 jours ou 7 jours en fonction du volume des prises. Les changements dans la végétation
alentour peuvent modifier la composition des prises, par ex. si un dense tapis de fleurs apparaît près d’un piège. On
ne peut pas faire grand chose dans ce cas, mais il faut noter tous les changements intervenus et les prendre en compte
dans l’interprétation des données. 
C h a p i t r e  8    LES  INVERTÉBRÉS  TERRESTRES C . C . D. T i n g l e
Pièges à eau  
À RETENIR 
ÉQUIPEMENT: Feutre marqueur indélébile; fanions repères; saladiers ou récipients en plastique jaune;
pots pour la collecte; eau; glycérol; liquide de conservation; maille mousseline/nylon étirable; pinces;
pinceau; carnet; boîtes pour transporter les pièges; crayon à papier; papier; piquets de bois; planches de
bois ou moules à tarte. 
La taille, le type et la couleur des pièges doivent être les mêmes pour tous les sites d’échantillonnage.
La période de piégeage doit être la même pour tous les sites d’échantillonnage. 
Installer un minimum de 20 pièges par zone de traitement; 50 est l’idéal. Choisir les sites
d’échantillonnage à l’aide de tables de nombres aléatoires. 
Méthode Chicken wire cover
Protection en grillage 
• Placer les pièges sur un quadrillage ou le long d’une ligne de
transect, en fonction de l’habitat et de la taille de la zone à
échantillonner. Leur espacement doit être d’au moins 10 m.
Indiquer l’emplacement du piège avec un fanion repère placé à
proximité ou noter un repère à proximité (termitière, buisson,
etc.).
• Sur le site d’échantillonnage, poser le piège sur le sol sans
enlever la vCéogloéutraetdi on autour si pWoastserib wleith. R a efemwp dlriorp ds ’eau et ajouter
plastic dish of washing-up liquid
quelques gouttes de glycérol ou de liquide vaisselle.Astuce: S’il Récipient en plastique Eau avec qq gouttes de
faut laisser passer plus de 3 jours avant de vider le piège, ajouter coloré                      liquide vaisselle 
quelques gouttes de formol. Astuce: Si la végétation est haute voire Piège à eau en position sur le sol
dense, installer le piège sur une planche ou un moule à tarte surélevé
sur un piquet de bois pour dépasser de la végétation (voir ci-après).
• Couvrir le piège avec du grillage ou un dôme de grillage.
• Laisser pendant la durée fixée (1 jour est conseillé, mais on peut
aller jusqu’à 1 semaine). Astuce: Si c’est la saison des pluies, il Numéro du piège
pourra être nécessaire de moins remplir les pièges et de les inspecter
régulièrement pour empêcher qu’ils débordent.
• Lors du vidage, inscrire au crayon sur une étiquette à l’extérieur
du pot de collecte le n° du site et celui du piège et la date. Piège à eau
Water trap
Mettre une autre étiquette à l’intérieur avec les mêmes données
et remplir d’alcool à 70%. Mousseline Muslin
• Vider l’eau du piège à travers un fin tamis de nylon ou un
morceau de mousseline dans un autre récipient ou broc pour
garder l’eau, que l’on réutilisera. Tamis Sieve
• Recueillir soigneusement les insectes à l’aide de pinces ou d’un
pinceau et les déposer dans le pot de collecte étiqueté. Une
autre méthode est de laver les prises à l’aide d’alcool.
• Remplir le piège avec de l’eau et ajouter du liquide de
conservation et quelques gouttes de glycérol si nécessaire. Broc ou pot Jug or pot
Remettre le piège dans la position initiale et recouvrir avec le
grillage.
Méthode pour vider les prises du piège 
C h a p i t r e  8    LES  INVERTÉBRÉS  TERRESTRES C . C . D. T i n g l e
• Lors du vidage et du changement du piège, noter les
informations importantes, par ex. des feuilles obstruant l’entrée Récipient en plastique coloré Protection en grillage 
du piège, si des bêtes l’ont dérangé, si de fortes pluies ont
inondé les pièges, si le liquide s’est évaporé, etc. Cela aidera à
l’interprétation des résultats par la suite.
• Noter la végétation autour de chaque piège. Moule à tarte
Piquet de bois
Autre possibilité d’installation si la végétation est
haute ou dense
(Adapté de la figure 11 de A Dipterist’s Handbook.
The Amateur Entomologist 15 (1978) publié par The
Amateur Entomologists’ Society.)
CONSEILS
Évitez d’enlever la végétation autour du site du piège sauf en cas d’absolue nécessité. 
La végétation/habitat des sites d’échantillonnage doit être la même, car cela peut avoir une incidence sur les prises,
même de la même espèce. 
Si on utilise des pièges sans formol ou un autre conservateur, il faut les vider chaque jour ou plus souvent. 
On peut utiliser d’autre couleurs pour le récipient du piège mais il faut éviter le blanc pour garantir de bonnes prises
de la faune insecte étudiée. On harmonisera la couleur entre les divers sites d’échantillonnage. 
C h a p i t r e  8    LES  INVERTÉBRÉS  TERRESTRES C . C . D. T i n g l e
Transects à papillons 
À RETENIR 
ÉQUIPEMENT: Filet à papillons, sacs pour le filet; montre ou montre chrono; stylo; fanions repères;
carnet; fiches d’enregistrement sur transect; flacons d’échantillonnage; flacon à tuer; thermomètre. 
Vérifier s’il y a des trous ou des déchirures dans les filets et les réparer. 
Travailler sur les transects à heures fixes de la journée, en commençant entre 10h00 et 15h30 et
JAMAIS plus tôt ni plus tard.
Remplir la fiche sur les caractéristiques du site de transect et les conditions environnementales avant
de commencer.
Ne parcourir les transects que lorsqu’il fait beau ou, s’il y a des nuages, si la température est supérieure
à 18 °C. La vitesse du vent ne doit pas dépasser 6 sur l’échelle de Beaufort (voir chapitre 5 sur les
paramètres environnementaux). 
Méthode
200 m
• Choisir de vastes zones constituées d’un mélange similaire de
types d’habitat à l’intérieur de la zone de traitements. Elles ZONE TRAITÉE ZONE NON TRAITÉE
doivent  comporter des ensUeNmSbPleRsA dYeE vDé AgéRtaEtAion de type et D’HABITAT SIMILAIRE
SPRAYED AREA OF SIMILAR HABITAT
de topographie générale similaires.
• Trois trajets de transects doivent être choisis dans chacune
Transect 3
de ces zones pour, encore une fois, couvrir de préférence une
gamm1e k mde micro-habitats similaires. Ceux-ci joueront le rôle 1 km
de transectsT draen psescetu 2dorépétition et devront faire environ 1 à Transect 2
2 km de long. Il faudra parcourir chacun pour les diviser en
Trans1e5c ts 3ections, qui représenteront les petites différences dans le
Transect 1
type de végétation (ou, si les zones sont extrêmement Transect 1
200 m
homogènes, les sections seront de longueurs similaires). On
utilisera des piquets Bruefpfeèrres ou des repères naturels pour Zone
indiquer le début de zcohnaeque section. tampon
Exemple de disposition de transects sur une
zone d’étude
Ne pas 
compter
Ne pas
encore
compter Compter
5 m
Ligne de parcours du
transect
2.5 m
5 m
«Boîte» d’échantillonnage imaginaire autour de l’échantillonneur
Ch a p i t r e  8    LES  INVERTÉBRÉS  TERRESTRES C . C . D. T i n g l e
5 m
Do not
count – yet! Do not
Count count
Line of
2.5 m transect walk
5 m
• Une fois que les trajets sont déterminés, il faudra les parcourir régulièrement (par ex. toutes les semaines), et il faudra
compter les quantités de chaque espèce de papillon qui pénètrent dans une « boîte » imaginaire. Cette boîte fait 5 m de
côté sur le devant, 2,5 m de chaque côté et 5 m de haut. Il faut noter tous les papillons, en vol ou posés. Si on ne peut
identifier les espèces en vol, il faut les attraper pour permettre leur identification. On ne se résoudra à tuer le papillon que
s’il ne peut pas être identifié lorsqu’on l’a examiné après sa capture. Dans ce cas, attribuez-lui un chiffre ou un pseudonyme
sur la fiche d’enregistrement de données. Tous les papillons qui ne peuvent pas être identifiés et les captures de ceux qui
se sont échappés ne doivent PAS être enregistrés. On veillera à ne pas enregistrer deux fois le même papillon.  
• S’il est nécessaire de capturer un spécimen, il faut recommencer l’enregistrement à partir du point où a commencé sa
poursuite.
• Il faut avancer sur le transect à pas lents et réguliers et ne faire des pauses que pour permettre à l’identification d’être
confirmée. Les enregistrements cessent si on doit s’arrêter, et recommencent une fois que l’on se remet à marcher. 
• A la fin de chaque section du transect, le nombre total de chaque espèce de papillon vu doit être noté sur la fiche
d’enregistrement, et on indiquera s’il y a du soleil ou des nuages. Astuce: Pour soleil écrire ‘s’, pour nuages ‘n’ et pour un
mélange des deux, ‘s/n’. Si possible, on notera aussi la température et la vitesse du vent à la fin de chaque partie de transect. 
• A la fin du transect, la température à la fin et la vitesse du vent à la fin (sur l’échelle de Beaufort) seront notées et on
calculera le pourcentage d’ensoleillement pendant la durée du parcours des transects. 
• Noter toutes les informations importantes, par ex. des conditions météorologiques inhabituelles, une période
d’échantillonnage plus longue, le type de végétation, etc. pour aider à interpréter les résultats par la suite.
• On s’efforcera de parcourir au moins un transect sur chaque zone de traitement pendant la même journée.
CONSEILS
Ayez toujours avec vous de petits flacons ou de petits pots pour permettre l’identification de tous les papillons
attrapés. L’expérience montre qu’il vaut mieux parcourir le transect à deux, à la queue leu-leu.  Le premier
(l’observateur) fait toutes les observations, les captures, etc et crie à voix haute les papillons qu’il a vus (leur identité
et leur nombre). Le second enregistre tout ce qui a été vu sur la fiche d’enregistrement. Ce scripte reste immobile
à tous les endroits où l’observateur doit laisser le transect pour identifier ou capturer un papillon. Puis
l’enregistrement recommence à partir de la position du scripte. Lorsque ce dernier voit un papillon, il ne le mentionne
pas et il ne l’enregistre pas, il note juste ceux qu’a vus l’observateur. S’il n’y a qu’une seule personne, elle devra
observer les papillons et les enregistrer. Ne jamais varier le nombre de personnes. Si le programme
d’échantillonnage a démarré avec 1 personne, alors cela doit toujours être 1 personne qui effectue le transect. Si le
programme a débuté avec 2 personnes, ce nombre devra rester le même pour tout le programme sur transects. En
outre, l’observateur et le scripte ne doivent jamais intervertir leurs rôles.
Il faudra parcourir la totalité des trajets de transects  spécifiquement pour noter le type de végétaux sur chacun de
ces transects: identifier les plantes au niveau des espèces dans la mesure du possible. La topographie et d’autres
caractéristiques physiques doivent aussi être soigneusement notées. Cela facilitera l’interprétation des résultats. Tous
les changements qui surviennent pendant le programme d’échantillonnage (par ex. les fleurs qui apparaissent à des
époques données) doivent aussi être notés.
C h a p i t r e  8    LES  INVERTÉBRÉS  TERRESTRES C . C . D. T i n g l e
FICHE D’ENREGISTREMENT DE DONNÉES –
TRANSECT À PAPILLONS
Site Date        Heure de début
Nom du chargé d’étude Température init: Heure de fin
Vitesse du vent final         % d’ensoleillement Température fin:
Nom du papillon Sections du transect
1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 Total
Total
Couv. nuageuse
Vitesse du vent 
Remarques 
PHOTOCOPIEZ CETTE FICHE POUR L’UTILISER SUR LE TERRAIN
Ch a p i t r e  8    LES  INVERTÉBRÉS  TERRESTRES C . C . D. T i n g l e
Piégeage sur tronc
À RETENIR 
ÉQUIPEMENT: feutre marqueur indélébile; fanions repères ou peinture; récipients de piégeage (plus
d’autres en réserve); couvercle pour récipient de piégeage; film plastique résistant; ciseaux; ruban
adhésif; pots à échantillons; pompe aspirante; liquide de conservation; pinces; pinceau; carnet; boîte
pour le transport des pots; crayon; papier; élastiques.
La taille des pièges et leur type doivent être identiques pour tous les sites d’échantillonnage ainsi que
le liquide de conservation et son degré de dilution.
La durée du piégeage doit être la même pour tous les sites d’échantillonnage.
Installez un minimum de 20 pièges par zone de traitement; 50 serait idéal.
Choisissez les sites d’échantillonnage à l’aide de tables de nombres aléatoires ou d’un programme
stratifié. 
Méthode
Trou percé dans le dos de la boîte
• Sur l’arbre d’échantillonnage choisi, enfoncer un clou de 3 cm Flacon en
dans le tronc à environ 1 à 1,5 cm du sol. Accrocher le
Plastic vial, cut in half Clou de 3 cm plastique
récipient du piège au clou coupé en 2 et
Plastic sandwich box a entd m settutcrek  lteo m baancckh oonf  beno xplastique Boîte en collé au dos de
autour du tronc en mettant son point inférieur du côté plastique la boîte
opposé au piège et son point le plus élevé appuyé contre le
bas du conteneur du piège (utiliser du ruban adhésif pour le Liquide de
Preservative conservation
e.g. 5% formmaainlitnenir en place si nécessaire). (ex: formol à
• Replier le plastique de manière à ce qu’il soit aplati contre le 5% ou alcool à
Entrée 40%)
tronc sur environ 1,5 cm et que les 3 à 4 cm restants du piège
pointent vers le bas à angle aigu. Agrafer les bouts de
plastique ensemble lTer palpu se nlotirna npcoessible de l’entrée du piège
Stpaopuler sq aut’itla scohiitn cgollé le plus près possible contre le tronc et Plastique
épais
plaseti cm taoin ttrienen ter uenk position au bon angle. Couper le plastique Agrafes
qui dépasse avec des ciseaux. fixant le
HS’eil asv’ayg igt adu’ugne  aprlbarseti cà écorce
rugueuse, boucher tous les creux entre le tronc et le collet plastique au
tronc d'arbre Tronc d'arbre
de plastique avec de la boue liquide (bien argileuse!), ou
sinon, utiliser de la pâte à modeler ou du coton. Piège sur tronc en place sur l'arbre
• Inscrire au feutre indélébile à l’extérieur du récipient de
piégeage le numéro du site, le numéro du piège et la date.
Faire également un repère à la peinture sur l’arbre ou planter
un fanion repère pUoPu-rT RqAuP’on puisse l’ideDnOtiWfieNr -TdReA Ploin. PIEGE EN HAUT PIEGE EN BAS
Remplir le piège de liquide de conservation jusqu’à 2 cm.
Fermer le récipient de piégeage avec le couvercle et fixer en Tronc d'arbre
place avec un élastique. Astuce: SeTlorene  ltar utnekmpérature, quelques Couvercle
gouttes de glycérine pourront aider à empêcher l’évaporation.
Piège
• Laisser le piège en position pendant uTnreap durée déterminée (5
jours, 1 semaine, etc.)
Manchon
Heavy gauge en Ruban
plastic girdle plastique adhésif
épais maintenant
le
couvercle
Trap en place
Piège
Ch a p i t r e  8    LES  INVERTÉBRÉS  TERRESTRES C . C . D. T i n g l e
• Lors des visites suivantes, ôter le couvercle, pomper le
liquide, et le vider dans un pot à échantillons étiqueté avec le Piège sur
tronc
n° du site, le n° du piège et la date d’installation et de relève,
à la fois à l’intérieur (au crayon sur du papier) et à l’extérieur
du pot (au feutre indélébile). Vérifier que vous avez bien réussi
à enlever tous les invertébrés ou récupérer ceux qui restent
avec des pinces). ReGmapulirz dee nouveau le piège avec du liquide
de conservation. Recmoevtetrre le couvercle. Vérifier que l’argile Couvercle
etc. est toujours en place et que les invertébrés ne peuvent en gaze
pas s’échapper à travers l’interstice entre le tronc et le
Flacon en
plastique. plastique de
500 ml • Lors du vidage du pièHgea, nndot–eor pteoruatetse dles informations 500 ml
plastic bottle importantes, par ex. si l’envtaréceu duum pi èpgue mespt bouchée par des
Pompe à vide
feuilles, si le couvercle a été enlevé, etc. Cela aidera à manuelle
interpréter les résultats par la suite. Barrière en
• NoCteor nlet egnentsre d’arbre sur lequel les pièges sont accrochés plastique Contenu du piège
et lao vfé gtértaaption qui pousse autour. Tronc
d'arbre
Pompe pour vider le piège
CONSEILS
Choisir un endroit de l’arbre dépourvu de brindilles, de branches, etc.  et éviter de les enlever vous-même à moins
que vous ne puissiez pas faire autrement.
Une fois que vous avez décidé de la hauteur du piège au-dessus du niveau du sol, il faudra garder la même pour tous
les arbres que vous utiliserez.
Le type d’arbre/de végétation/d’habitat dans les sites d’échantillonnage doit être le même, car cela peut affecter les
prises, même de la même espèce d’invertébré.
Inspecter régulièrement les pièges, d’abord pour observer la quantité de liquide de conservation qui s’est évaporée.
Si besoin est, en ajouter. Le nombre de pièges, leur disposition et la distance qui les sépare ont une incidence sur la
taille des échantillons et il faudra en tenir compte à l’avance pour garantir une bonne prise des invertébrés étudiés. 
Il faudra standardiser ces paramètres sur tous les sites d’échantillonnage.
On peut aussi installer ces pièges pour attraper des invertébrés qui descendent des arbres, si nécessaire. Voir 
l’illustration du piège en bas du tronc. 
C’est une bonne méthode d’échantillonnage pour certains invertébrés, mais qui ne donne pratiquement aucun
résultat pour d’autres, donc il faut interpréter les résultats avec prudence.
C h a p i t r e  8    LES  INVERTÉBRÉS  TERRESTRES C . C . D. T i n g l e
Pièges en entonnoir ou de drap
À RETENIR 
ÉQUIPEMENT: tissu de coton, lin ou nylon pour le piège; poteaux de soutènement; piquets de  tente;
cordelettes de tension; maillet; alcool à 70%; flacons d’échantillonnage; aspirateur; feutre marqueur
indélébile; carnet; crayon papier.
Vérifier que le tissu n’est pas troué ou déchiré, et le réparer.
Installer au moins 3 pièges par zone d’échantillonnage; idéalement, 5, si on dispose d’assez de
personnel.
Standardiser le choix des sites d’échantillonnage ou utiliser des tables de nombres aléatoires ou un
échantillon stratifié.
Méthode 'Funnel' made of
cotton sheets Entonnoir fabriqué avec des
• Vérifier qu’il n’y a pas de trous dans le tissu du piège, ni de draps de coton
Cotton material
déchirure et les réparer.
• Piège de drap: il comporte un simple drap de tissu blanc (coton de
préférence) étendu sur le sol sous des arbres, dans la zone d’étude. Supporting Cotton attached to
Les coins seront retenus au sol par des piquets de tente (ou par stakes stake with draw-string
des pierres). Supporting
draw-string to
• Piège en entonnoir: ce type de pstiaèkge speut être fabriqué à l’aide securPe ofutenanuelx de
d’un drap de tissu blanc (coton de préférence) étendu sur un cadre arousnodu ttrèunnekment
simple pour former un entonnoir. Astuce: Mettre des pierres dans Piège en entonnoir à utiliser dans les
clairières dans les bois
le fond pour éviter que le vent retourne le piège. Sinon, des pièges en
métal déjà tout prêts peuvent être achetés ou fabriqués sur place.
Le piège sera disposé sur le sol sous des arbres de la zone d’étude.
Astuce: Ce type de piège peut aussi être adapté et installé autour d’un
tronc d’arbre pour observer les résultats d’un traitement direct des
troncs. Tissu de coton
• Installer au minimum 3 pièges par zone de traitement (le mieux est 5
ou davantage).
• Inspecter les pièges tous les jours à heures fixes avant le
traitement, mais dans un ordre aléatoire par zone de traitement. Poteaux de
Après le traitement, les pièges seront visités plusieurs fois par jour, soutènement
le nombre et l’heure des inspections dépendant du nombre de
zones où ils sont étalés, et des zones elles-mêmes. Astuce: L'effet
de choc intervient en général rapidement après un traitement aérien ou
par brumisation et il faut donc tout faire pour inspecter tous les pièges
sitôt après application, dans la mesure du possible. On aura besoin de Tissu de coton fixé
plusieurs employés pour observer simultanément les sites traités et les Cordelettes de tension au poteau avec une
pour attacher l'entonnoir cordelette
sites témoins. autour du tronc
• Lors de chaque inspection, inscrire au feutre sur un flacon Piège en entonnoir autour du tronc d'un arbre
d’échantillonnage le nom du site ou/et son numéro, la date et
l’heure ainsi que le nom de la personne qui procède à l’échantillonnage, et remplir le flacon d’un tiers d’alcool à 70%. Pour
les pièges de drap ou en entonnoir de ‘tissu’, utiliser un aspirateur pour prélever les invertébrés qui s’y trouvent, ou des
pinces et les mettre dans un flacon étiqueté. Faire une estimation de la proportion des prises qui se sont rétablies ou qui
bougent et la noter (si possible en indiquant aussi de quels taxons il s’agit). Astuce: Après une application de pesticide, ne
pas utiliser un aspirateur à bouche. Il faut utiliser un aspirateur à pompe à vide.
• Il existe des pièges en entonnoir fabriqués spécialement qui ont un récipient de récupération relié au bas de l’entonnoir. Il
faut le remplir d’alcool à 70% et, lors de l’inspection des pièges, tous les invertébrés qui ne sont pas tombés dedans doivent
y être poussés à l’aide d’un pinceau, ou récupérés avec un aspirateur.
• Noter toutes les informations importantes, des conditions météorologiques inhabituelles, une période d’échantillonnage
plus longue, le type de végétation, etc. pour aider à interpréter les résultats par la suite.
C h a p i t r e  8    LES  INVERTÉBRÉS  TERRESTRES C . C . D. T i n g l e
CONSEILS
Il faudra peut-être ôter la végétation au sol et tout ce qui fait obstruction pour permettre aux pièges de drap d’être
bien à plat sur le sol. 
Il est très important d’apparier les sites d’échantillonnage, car le type d’arbres, l’espace, la hauteur de la canopée, la
densité de la végétation environnante, etc. auront une influence sur les prises. 
Bien réfléchir à ce que vous pouvez faire pour empêcher des prédateurs de soustraire du drap ou du piège des
invertébrés qui s’y sont laissés prendre. 
Si on se sert de draps ou de pièges imprégnés d’insecticides pour permettre de noter comment les prises se
rétablissent de l’effet de choc sur des draps ou des pièges non traités, il faudra procéder à l’imprégnation loin du site
d’étude pour éviter la contamination. Les draps imprégnés devront également être étendus sur du film plastique
propre pour empêcher l’insecticide de rentrer en contact avec le sol, les feuilles mortes, etc.
C h a p i t r e  8    LES  INVERTÉBRÉS  TERRESTRES C . C . D. T i n g l e
Prélèvements de carottes de sol
À RETENIR 
ÉQUIPEMENT: feutre marqueur indélébile; fanions repères; déplantoir; tarière; sacs en plastique
résistant; pinces; acétone ou autre solvant; carnet; boîte pour le transport des échantillons; élastiques
ou attaches métalliques; crayon à papier; papier. 
Lire le chapitre 3 sur les précautions d’emploi des solvants avant d’aller mettre cette méthode en
pratique sur le terrain. Le prélèvement des échantillons de sol devra se faire le même jour pour tous
les sites d’échantillonnage. Prélevez un minimum de 20 carottes par zone de traitement.
Choisissez les sites d’échantillonnage à l’aide de tables de nombres aléatoires. Utilisée avec de petits
entonnoirs Tulgren, une tarière tubulaire de 3,8 cm est idéale, si c’est la méthode retenue pour extraire
les invertébrés des carottes. Sinon, utilisez une tarière dont la taille corresponde à vos besoins.
Méthode
• Inscrire à l’extérieur du sac plastique le numéro du site et
la date et mettre également une étiquette écrite au crayon
à l’intérieur du sac.
• Sur le site d’échantillonnage retenu, enfoncer la tarière dans
le sol à la profondeur voulue. Tourner et soulever la carotte
et  la vider dans le sac en plastique. Bien fermer le sac à
l’aide d’une attache métallique ou d’un élastique. Astuce: Si
on ne dispose pas d’une tarière, on pourra faire les prélèvements
avec un dépTlawntoisir,t à condition de faire très attention à Tourner
standardiser la quantité de terre prélevée. Tape to mark
• Marquer l’emplacement avec un faniodne potuh  ntoot ewr huinceh Ruban adhésif 90° Surface du
core is to be pour marquer la sol
Soil csaurarcftaécriestique constante qui pourra servir à le retrouvertaken profondeur du
par la suite. carottage à
• Twist
Entre chaque carottagTea, pbeie tno  rminacerrk la tarière (ou le effectuer
déplantoir) au solvandt. eAptshtu tcoe w: Lh’aicéhtone ou tout autre
solvant chimique doit cêtorer e misa ntiop ublée  avec prudence. Les
Soil surface conserver dans un récipient mutnaik de’unn couvercle hermétique. On
pourra utiliser le solvant pour rincer la tarière plusieurs fois dans Extrémité
l’enceinte de la zone de traitement, mais sur une nouvelle zone, aiguisée de la
il faudra le changer avant l’échSanhtiallornpneagnee. d end tarière
• Noter la végétation qui ptoou saseu gaeurtour du site
d’échantillonnage pour aider à interpréter les résultats par Prélèvement d'une carotte de sol avec une tarière
la suite. tubulaire en acier
• RassemblerS htoaurtpeesn eleds  encadrottes nécessaires le plus
rapidement posstiobl ea uegt elers rapporter au laboratoire, où l’extraction des invertébrés à l’aide d’entonnoirs de Tulgren doit
commencer aussitôt (voir Fiche méthodologique sur les entonnoirs de Tulgren). Une extraction par flottage (voir fiche
méthodologique sur l’extraction par flottage) est moins urgente, mais doit commencer dès que possible.
C h a p i t r e  8    LES  INVERTÉBRÉS  TERRESTRES C . C . D. T i n g l e
CONSEILS
Les carottes de sol doivent être prélevées à intervalles réguliers, avant et après le traitement. Il faut prévoir un
calendrier qui tient compte du temps nécessaire à procéder au traitement des échantillons.
Si besoin est, on peut diviser les carottes de sol de manière à ce que la faune qui y vit à différentes profondeurs soit
extraite séparément. Si c’est le cas, il faut soigneusement standardiser la procédure et étiqueter correctement les
sous-échantillons.
Pour des études écotoxicologiques, il sera rarement nécessaire d’échantillonner la faune du sol à des profondeurs
supérieures à 15 cm. C’est une méthode qui peut servir à obtenir des estimations exactes de la densité de population
d’invertébrés, mais on aura sans doute besoin d’énormément de carottes pour en obtenir des quantités suffisantes
de nombreux groupes de méso- et macroinvertébrés.
C h a p i t r e  8    LES  INVERTÉBRÉS  TERRESTRES C . C . D. T i n g l e
Sacs à débris végétaux pour la faune du sol 
À RETENIR 4 mm mesh bag
ÉQUIPEMENT: feutres marqueurs indélébiles; fanions repères; sacs à débris végétaux; déplantBoaigr ;c ploesleled; with
sacs plastique résistants; pinces; carnet; boîte pour le transport des échantillons; élastiques opula sattict abcinhdeisng strip
métalliques; crayon à papier; papier.
Préparer les sacs à débris végétaux avant d’aller sur le terrain. Peser (aussi précisément que posWsiebilgeh)ed quantity
la quantité de feuilles mortes nécessaire (par ex. 3g ou 5g). Il faut qu’elle soit exactement la mêomf eleaf litter
within bag
dans tous les sacs, sur toutes les zones de traitement. Bourrer les sacs et les fermer à l’aide d’agrafes
ou de fermetures plastiques. 600 µ  m mesh bag
Installer un minimum de 20 sacs par zone de traitement (de préférence 4 sacs rapprochés sur 5 sites
différents).
Choisir les sites d’échantillonnage dans la zone de traitement à l’aide d’une table de nombres
aléatoires. Assortir soigneusement ces sites à d’autres sites similaires dans la zone traitée.
Flap of bag folded
over and fastened
with staples
Sac à mailles de 4 mm Sac à mailles de 600    4 mm mesh bag
Sac fermé avec Extrémité du sac
bande adhésive Bag clorasbeadt twuei teht agrafée
plastic binding strip
Weighed quantity
Weighed quantity of leaf litter
of leaf litter within bag
within bag
600 µ  m mesh bag
Quantité pesée de débris
végétaux dans le sac
Exemples de sac à débris végétaux à mailles de différentes tailles BURIED LITTER BAG TETHERED LITTER BAGS
Méthode Flap of bag folded
over and fastened
• Marquer le site choisi avec un fanion ou noter une caractéristique qui peut Sac à débris végétaux enterré with staples
servir à l’identifier par la suite. Creuser un trou d’environ 15 cm de
profondeur avec une pelle et vérifier que le fond est bien meuble et permet SSurofialc seu drufa scoel
aux invertébrés de se mouvoir facilement. Disposer les sacs de débris à plat
sur le fond. Recouvrir avec la terre et tasser mais PAS TROP. Astuce: Si 1155  cm
vous utilisez des sacs à mailles de différentes tailles, vous pouvez les mettre dans
le même trou.
Weighed quantity
• Si vous utilisez des sacs fichés en terre, ils pourront être installés au même Strong stake
of leaf litter secured in
endroit. Enfoncer un piquet dans le sol et enrouler du fil de fer autour. Sac àL idtétebr ibs avgé glyétianugx  fplaotsé à within bag
Relier le fil de fer au grillage des sacs à débris. Enlever de la surface du sol opnla tb aoutt ofomnd o df uh otrloe Wire ground
u
toutes les feuilles mortes ou autres objets. Poser les sacs à plat sur le sol Different mesh-size
bags filled with litter
et remettre les feuilles mortes par dessus. Éviter de remuer la végétation and stapled together
sauf si nécessaire. 
• Sur votre carnet, bien prendre note des détails qui permettront de retrouver le site: sa distance des arbres et des buissons
alentour, et leur position par rapport aux sacs enterrés. Si besoin, peindre le numéro du site sur un arbre ou un rocher
voisins. Sinon, utiliser des fanions de repère marqués. Leaf litter, etc.,
covering bags
• Laisser les sacs à débris sans y toucher pendant au moins 3 mois et au plus 18 mois avant de revenir les ramasser.
• Lorsque vous les récupérerez, inscrire sur l’extérieur d’un sac en plastique épais le numéro du site et le numéro du sac, la
taille des mailles et la date et mettre également une étiquette écrite au crayon à papier à l’intérieur du sac portant les
mêmes indications.
C h a p i t r e  8    LES  INVERTÉBRÉS  TERRESTRES C . C . D. T i n g l e
• Il faut d’abord rBaUmRaIsEsDer L IleTsT EsRac Bs AaGttachés. Enlever TETHERSEacDs  àL IdTéTbrEisR v BégAéGtaSux attachés
simplement les sacs fixés au piquet et les mettre aussi
vite que possible dans des sacs en plastique
correctement étiquetés.
• Pour les sacs enterrés, repérer le site
d’échantillonnage et creuser une rSigooill es uarfuatcoeur de la
zone en laissant un espace suffisant autour des sacs
enterrés. Ne pas perdre de 1t5e mcmps et creuser
soigneusement jusqu’à ce que vous retrouviez les sacs.
Une fois trouvés, les retirer de la terre aussi vite que SPtorotenagu stake
possible et mettre le sac à débris végétaux dans un sac secured in
Litter bag lying flat robuste fixé
plastique portant toutes les inscriptions nécessaires.
on bottom of hole Débris végétaux FilW dier efer garouu snodl
Bien fermer le sac à l’aide d’une attache métallique. etc. couvrant les DiSffaecrse nà tm maeilslhe-ss idzee
Astuce: Vous pouvez laisser la terre qui colle au sac tant sacs difbfaégresn ftiellse tda iwllietsh  rleitmteprlis
qu’il n’y en a pas trop. Tenter d’en laisser autant sur chacun! adned d sétbarpisle vdé tgoégtaeuthxe ret
agrafés ensemble
• Si des sacs avec des tailles de mailles différentes ont
été utilisés, il faudra récupérer chacun dans un sac en
plastique différent, correctement étiqueté. Leaf litter, etc.,
covering bags
• Les sacs doivent être ramassés sur tous les sites aussi rapidement que possible et rapportés au laboratoire. Chaque sac
sera ensuite traité séparément. Ouvrir le sac en plastique et le secouer pour faire tomber toute la terre et les débris sur
la surface du sac à débris végétaux, en le tapant bien fort pour déloger toute matière collée aux mailles ou à l’intérieur.
Refermer à nouveau le sac en plastique et le mettre de côté pour l’extraction des invertébrés par flottage. Ouvrir le sac
à débris végétaux et vider les débris qui restent dans une cuvette d’eau et agiter pour bien faire tomber toute matière qui
resterait collée aux feuilles. Oter les débris de feuilles propres qui restent, peser chaque échantillon et noter le poids après
le numéro de chaque sac.
• Garder l’eau et les débris qui restent après le lavage des feuilles mortes et les mélanger à la terre et aux débris extraits
dans le sac plastique pendant l’extraction par flottage (voir fiche méthodologique  Extraction par flottage).
CONSEILS
Les études de pré et de post-traitement ne sont généralement pas possibles avec des sacs à débris végétaux, et il est
donc très important de choisir soigneusement des zones traitées et non traitées qui soient appariées.
Le calendrier de mise en place et de relève des pièges de sac à débris végétaux doit être établi avec soin en fonction
du calendrier du traitement et de la saison. A la saison sèche, il n’y a pas autant d’invertébrés actifs et il est nécessaire
de laisser les sacs plus longtemps en place.
On peut utiliser des mailles de tailles différentes pour évaluer l’impact sur différentes composantes de la faune du
sol. Dans ce cas, la faune sera extraite de ces sacs séparément les uns des autres.
C h a p i t r e  8    LES  INVERTÉBRÉS  TERRESTRES C . C . D. T i n g l e
Extraction des invertébrés de carottes de sol par
flottage 
À RETENIR 
ÉQUIPEMENT: 3 seaux; grandes quantités d’eau propre; tamis à terre de différentes tailles de maille
(selon la faune étudiée), par ex. 4 mm, 1 mm, 300 µm et 100 µm; sel; flacons d’échantillonnage; alcool
à 70%; pince; spatule ou cuiller; grands Bechers (1 litre et 2 litres); arrosoir; 2 pissettes.
Méthode
• Préparer 2 litres de solution saline saturée dans un grand Becher (en plastique) en dissolvant du sel dans l’eau jusqu’à ce
qu’on ne puisse plus en dissoudre.
• Vider la terre du sac d’échantillonnage en plastique dans un Becher d’un litre, ajouter 750 ml de solution saline saturée et
bien remuer. Laisser reposer pendant environ 15 minutes.
• Vider ce qui surnage à travers des tamis empilés, ceux dont les mailles sont les plus larges se trouvant en haut. Récupérer
la solution saline dans un autre Becher, verser de nouveau sur la terre restante (en ajouter pour atteindre 750 ml au besoin)
et bien remuer. Laisser reposer pendant 5 minutes.
• Répéter la procédure ci-dessus et laisser reposer encore 5 minutes.
• Passer la solution au tamis en récupérant la solution saline comme précédemment.
• Rincer à fond les débris laissés au fond des tamis à l’eau claire. L’opération peut se faire avec un arrosoir (d’au moins 10
litres), si on ne dispose pas d’un robinet.
• Rejeter les gros morceaux de matière organique du tamis le plus gros, en ayant vérifié au préalable qu’aucun invertébré n’y
était collé. Tamiser soigneusement les résidus et ramasser les éventuels invertébrés, que vous mettrez ensuite dans un
flacon d’alcool à 70%.
• Rincer les matières résiduelles dans les deux tamis à maille plus fine sur un côté du tamis, à l’aide d’un jet d’eau du robinet
ou d’une pissette. Astuce: Mettre le tamis à un angle de 45° et passer à la fois le dessus et le dessous du tamis sous le jet d’eau
l’un après l’autre pour déloger tous les petits invertébrés de la grille. 
• Enfin, rincer les résidus dans un flacon de récupération à l’aide d’alcool à 70% versé d’une bouteille de rinçage. S’assurer
que tout ce qu’il y a dans le tamis a bien été récupéré. Astuce: On peut au besoin mélanger les résidus des tamis fins, pour
réduire la quantité de flacons à utiliser.
PlBasetcihc ebr eeank pelrastique
TSeorirle  aent d édberbisr idsans
unine  soatlutriaotne dsa line
salt ssaotluurtéieon
Tamis Bemanpkil éosf FAacucnue metu dlaébterdis
sieves faunacac aunmdu dléesbris
fprroomve snaamnt pdlee
l'échantillon
CSoelaleuc dtieon
cboullcekcetet
StSraoilnuteido ns astaulirnaeted
sastaulrté seo tlaumtiioséne
Tamisage du sol après un flottage dans une solution saline saturée
Ch a p i t r e  8    LES  INVERTÉBRÉS  TERRESTRES C . C . D. T i n g l e
• Vider la récolte dans une boîte de Pétri (ou dans un grand
verre de montre) et examiner sous un microscope
binoculaire. S’assurer d’avoir bien étiqueté l’échantillon avec
les mêmes données que celles que portait le sac plastique
d’échRaunbtbilelor nhnoasgee  d’origine. 
Sieve
Tuyau en Tamis
caoutchouc
Tous les
Sieve mesh débris
lavés sont
d'un côté Maille du
All debris tamis
45o du tamis
washed to
one side Jet of water
of sieve directed above Jet d'eau dirigé
and below de façon alternée
alternately au-dessus et en
dessous
Lavage des débris provenant du tamisage
CONSEILS
Il s’agit là d’une technique d’extraction en laboratoire, qui peut néanmoins être facilement adaptée à une utilisation
sur le terrain, à condition qu’on dispose d’eau sans problème.
Il n’est pas nécessaire que la faune soit vivante pour l’extraire des carottes de sol à l’aide du flottage et du tamisage,
mais l’extraction doit se faire dans les 2 à 3 jours qui suivent la collecte d’échantillons.
C’est un procédé qui demande de grandes quantités d’eau, surtout quand il y a beaucoup d’échantillons.
Si on ne dispose pas d’espace en laboratoire et qu’il faille procéder à l’extraction sur le terrain, il faudra veiller à ce
que les extractions des carottes prélevées dans la zone traitée avec un pesticide ne soient pas effectués dans une
zone non traitée, sinon cela provoquera une contamination.
C h a p i t r e  8    LES  INVERTÉBRÉS  TERRESTRES C . C . D. T i n g l e
Entonnoirs de Tulgren pour l’extraction des
invertébrés de carottes de sol 
À RETENIR 
ÉQUIPEMENT: Entonnoirs de Tulgren: bidons de Tulgren; morceaux de grillage; échantillons de sol;
flacons d’échantillonnage; alcool à 70%; glycérol; ruban adhésif ou d’isolation; feutre marqueur
indélébile; crayon à papier; papier; carnet; hotte de Tulgren; ampoules électriques.
Méthode
• Installer le dispositif Tulgren comme indiqué, le bidon reposant dans l’entonnoir, le grillage fin (maximum 600 µm) au fond
et le grillage grossier (par ex. de 2 mm) sur le dessus.
• Insérer un flacon de plastique, étiqueté à l’extérieur et portant le numéro et la date du site, au bas du premier entonnoir
du casier. Déverser la terre du sac d’échantillons approprié dans le bidon placé au dessus de l’entonnoir. Astuce: Si une
croûte s’est formée à la surface du sol, il faut l’ôter et la mettre à l’envers sur le dessus de l’échantillon de terre. Cela permettra aux
invertébrés qui s’y trouvent de redescendre dans le flacon de récupération et empêchera les autres animaux de l’échantillon de
remonter à la surface. 
• Bien taper le côté du bidon, 10 à 15 fois. Toutes les matières ainsi délogées retombent au fond du flacon. Enlever ce flacon
et le remplacer par un autre étiqueté à l’intérieur comme à l’extérieur et à moitié rempli d’alcool à 70% et de quelques
gouttes de glycérol. Remettre les matières délogées en haut de l’entonnoir.
• Procéder de même avec les autres échantillons des bidons Tulgren restants. Si vous avez accès à des installations de
laboratoire, allumer les lumières au-dessus des entonnoirs et attendre 3 à 5 jours pour que tous les invertébrés sortent
de la carotte. Sinon, mettre les entonnoirs de Tulgren sur leur support en plein soleil et les laisser pendant 5 à 10 jours.
• A la fin de la période d’extraction, ôter les flacons un par un et mettre un couvercle dessus. Noter la date à laquelle vous
avez enlevé les flacons au marqueur indélébile.
• Examinez le contenu de chaque flacon un par un. Verser le contenu sur une boîte de Pétri et examiner sous un microscope
binoculaire. Trier, dénombrer et identifier la faune extraite.
Installation de l'entonnoir de Tulgren
Soleil ou
Sunl ourmière
eleéctlreiclightctrique
Grillage à maille
grossière TBuligdroenn c danei sTteur lgren
Coarse mesh
grid ÉcShoailn staimllpolne  de sol
Grillage à maille
fiFniene mesh
grid
TuElgnreton nfunnonierl de
Tulgren
Étiquette avec RStuicbkayn t aapdehésif
donnSéaemsp lseu drata
l'échantlialbloeln
Rangée d'entonnoirs de Tulgren
FCloalcleoctnio dn ev iaclollecte
Alcoo7l0 %à  7al0co%hol utilisés dehors
CONSEILS
Seuls seront extraits avec cette technique les invertébrés dont la taille passe par le grillage le plus étroit utilisé à la
base du bidon d’aluminium en haut du dispositif de Tulgren. Choisir la taille du grillage correctement. 
Veillez à ce que les indications de l’échantillon de sol correspondent à celles portées sur l’étiquette du flacon.
C h a p i t r e  8    LES  INVERTÉBRÉS  TERRESTRES C . C . D. T i n g l e
Estimation de la santé de la colonie de termites
À RETENIR 
ÉQUIPEMENT: feutre marqueur indélébile; fanions repères; perches ou piquets; loupe; pinces;
aspirateur; flacons d’échantillonnage; carnet; crayon; papier.
Choisir un minimum de 50 monticules pour chaque type différent par zone de traitement.
Sélectionner avec soin des sites d’échantillonnage pour les apparier le mieux possible entre les zones
de traitement.
Méthode Fanion avec numéro de l'échantillon
• Commencer par faire une étude de la zone pour déterminer la
densité des termitières et de types de monticules (y a-t-il des 14S
monticules de formes différentes, de taille plus ou moins
différente?) Si c’est le cas, il pourra y avoir plusieurs espèces de Termite mound
damaged and
termites présentes. marked by
flag pole
• Choisir (au hasard) 50 monticules par zone de traitement de
chaque type de monticule commun à toutes les zones.1
• "Endommager" chaque monticule (sélectionné) en y enfonçant au
sommet un piquet de bois ou une perche surmontés d’un fanion
numéroté. Si besoin, élargir le trou à l’aide du piquet ou de la
perche jusqu’à ce qu’il fasse 5 cm environ. Astuce: Si le monticule
est trop haut pour atteindre facilement le sommet, choisir un endroit
commode sur le flanc mais garder toujours le même sur chaque Termitière endommagée et
marquée par un piquet avec
monticule endommagé. fanion
• Examiner la zone endommagée et guetter les signes d’une activité
chez les termites pour la noter dans un carnet en utilisant les
signes + ou –. Ramasser des échantillons de termites pour les faire
SysStècmoreisn dge S nyostteatmio nfo  rd Rese préapira rtoat iDonams daefeidentifier par un taxonome. Les mettre dans un flacon s dégâts
d’échantillonnage en y aposant une étiquette rédigée au crayon
portant le nom ou le numéro du site, le numéro du monticule et PPoiqleuet
la date. Remplir d’alcool à 70% et mettre un couvercle sur le
récipient. Hole diameter
Dapiapmroètxr e5 d cum trou de• Attendre au moins 2 min entre le moment où vous infligerez des 5 cm environ
dégâts et celui où vous commencez à noter l’activité des termites. ScoNreo:t e0: 0
• Noter la végétation autour de chaque monticule.
• Passer à la termitière sélectionnée suivante et répéter l’opération PPoiqleuet
ci-dessus. Continuer de cette façon jusqu’à ce que tous les
Some new
monticules choisis soient endommagés. material
• Décider de la fréquence à laquelle vous viendrez observer les Uadnd peedu w diet hminatériel
ah éotlée  acjaouustée ddans leréparations. Astuce: Une première inspection au bout de 2 jours est by dtraomu acgauesé
recommandée, puis une par semaine. Les inspections se poursuivront
sur 6 semaines, suivies par des inspections mensuelles. ScoNreo:t e1: 1
Poiqlueet
1 Sauf là où une forme de traitement sélectif a été utilisée, par ex. un Le trou est rempli
traitement en barrières contre les acridiens ou un traitement au sol Hdeo nleo ufivleleadu matériel
with new
contre les mouches tsé-tsé. Dans ces cas, les données sur les mateNriaolte: 2
monticules dans les zones soumises à différents degrés de traitement
doivent être conservées à part. Score: 2
Ch a p i t r e  8    LES  INVERTÉBRÉS  TERRESTRES C . C . D. T i n g l e
• Lors des inspections suivantes, noter l’étendue des réparations accomplies par les termites au trou de chaque monticule,
en attribuant à la réparation une valeur de 0 à 2 (0 = nulle; 1 = partielle; 2 = terminée). Si la réparation du trou est achevée,
le noter, mais endommager à nouveau le monticule (en suivant la même procédure que décrit ci-dessus).
• Ramasser tous les termites que vous voyez (en particulier, les soldats ou les ailés) pour identifier les espèces
ultérieurement.
CONSEILS
Lorsque plusieurs types de monticules différents auront été repérés au cours de l’étude initiale, noter l’activité des
termites et la réparation des monticules séparément selon la catégorie à laquelle ils appartiennent.
Il faudra commencer l’observation 3 semaines au moins avant le traitement avec un pesticide (le mieux serait 6
semaines). Quel que soit l’état des réparations, il faudra réinfliger des dégâts aux monticules le jour du traitement, le
plus tôt possible après l’application du pesticide.
Procéder aux observations sur les dégâts et les réparations à la même heure du jour sur chaque zone de traitement
au cas où des régularités diurnes auraient un effet sur l’activité des termites concernés.
Éviter d’enlever la végétation autour des monticules quand vous les endommagez, sauf si c’est indispensable.
Il faudra apparier la végétation/l’habitat des sites d’échantillonnage.
Noter tous les autres facteurs susceptibles d’influencer la santé de la colonie: sécheresse, saturation d’eau, invasion
de la colonie par les fourmis, dégâts perpétrés par des oryctéropes ou autres prédateurs, etc.
Dans la mesure du possible, procéder à des observations supplémentaires sur l’activité de la colonie, comme la
périodicité des excursions de recherche de nourriture à partir du monticule, les heures auxquelles elles ont lieu, leur
nombre, etc.
Toutes les observations relatives à des conflits interspécifiques ou entre des membres de différentes colonies doivent
aussi être notées.
C h a p i t r e  8    LES  INVERTÉBRÉS  TERRESTRES C . C . D. T i n g l e
Échantillonnage par coups de pied
À RETENIR
ÉQUIPEMENT: Filet à manche, flacons à échantillons en plastique, bottes, feutre marqueur indélébile,
formol à 40 % (ou méthanol à 70 %).
Manipuler le formol avec précaution (voir chapitre 3).
Méthode
• Marquer le flacon avec un code (ex: numéro du site et de
l’échantillon) à l’aide d’un feutre indélébile épais.
• Choisir un cours d’eau où effectuer l’échantillonnage. Normaliser le
substrat échantillonné sur chaque site. Il est conseillé d’échantillonner
dans des zones de courant caillouteuses, mais tout type de substrat
est acceptable, dans la mesure où l’eau est courante.
• Faire face à l’aval et tenir le filet devant soi de manière à ce que l’eau
pénètre dans le filet.
• Agiter le substrat pendant 30 secondes pour déloger les organismes
en donnant des coups de talon tout en marchant lentement à
reculons sur une courte distance (1 à 2 m).
• Sortir le filet de l’eau et faire tomber au fond du flacon les organismes
et les débris pris sur les parois du filet (faire passer de l’eau sur le
filet).
• Décrocher le flacon du filet. Boucher le flacon et mettre en place le
flacon suivant. Il est également possible de vider le flacon dans un Substrats artificiels
autre récipient étiqueté pour le transport.
• Ajouter du méthanol ou du formol, sauf si les échantillons sont traités dans les heures qui suivent leur prélèvement.Vider environ
25 % d’eau (au travers d’une mousseline pour éviter toute perte d’échantillon) et remplacer par une quantité équivalente de
formol à 40 % ou de méthanol à 70 %.
• Répéter cette opération au moins deux fois de plus dans chaque station d’échantillonnage pour augmenter la quantité d’espèces
piégées, tout en prenant garde à ne pas effectuer les prélèvements à l’endroit où les autres membres de l’équipe sont déjà passés.
Si la station d’échantillonnage possède deux types de substrat,stratifier l’échantillonnage en fonction de leurs surfaces respectives:
si le lit est composé de 60 % de cailloux et 40 % de gravier avec un peu de sable, prélever trois échantillons de plus petite taille
sur les cailloux (ajuster la durée d’échantillonnage ou la surface agitée par coup de pied) et deux sur le gravier.
• Traitement: verser le contenu du flacon sur un plateau blanc et séparer à l’œil nu les organismes du sable, du limon et des débris,
puis utiliser des pinces ou des pipettes Pasteur pour les plus petits organismes.Mettre les organismes dans des flacons contenant
de l’alcool à 70 %, procéder au comptage et à l’identification.
CONSEILS
Ajuster la durée d’échantillonnage en fonction du substrat pour éviter de boucher le filet (échantillonnage inefficace)
et de compliquer l’opération de tri. Dans les zones de courant, compter 30 secondes et 15 secondes dans les
sédiments. S’il est nécessaire d’augmenter le nombre d’échantillons, réduire le temps mis à donner des coups de pied
ou la distance échantillonnée. Cette technique est utile pour observer, immédiatement après la pulvérisation, les
organismes vivants et ceux qui sont morts, dans la mesure où aucun liquide de conservation n’est ajouté après le
prélèvement: trier le contenu du flacon sur un plateau blanc avant de procéder à la conservation.
C h a p i t r e 9 LES INVERTÉBRÉS AQUAT IQUES I . G r a n t
Substrats artificiels
À RETENIR
ÉQUIPEMENT: Échantillonneurs, fil de fer, piquets, toile en mailles, flotteurs (liège), papier et crayons,
flacons à échantillons, pinceau de 2 pouces, sacs plastiques, seau, stylo marqueur indélébile, formol à 40 %.
Manipuler le formol avec précaution (voir chapitre 3).
Méthode
• Choisir une zone de lac ou de cours d’eau à échantillonner (le substrat se
compose normalement de limon, de boue ou de roche apparente). Flotteur (pour eaux
profondes)
Normaliser pour chaque site le positionnement de l’échantillonneur (ex:
à la même distance de la végétation et de la berge ou,pour les cours d’eau, Cage en fil de fer
(maille de 1 à 2 cm)
dans des courants de même force) et son exposition (ex: position sur la
roche apparente, le sable ou les sédiments). Cailloux et gravier
• Placer 4 à 6 échantillonneurs sur chaque site.Dans les eaux stagnantes ou
à faible courant, poser l’échantillonneur sur le substrat et noter
précisément sa position (tracer une carte et utiliser un flotteur pour les
eaux profondes).Dans les eaux vives, amarrer l’échantillonneur à la roche
apparente à l’aide de fil de fer fixé sur des piquets plantés dans des fissures.
• Laisser les échantillonneurs pendant au moins 2 semaines avant de les
récupérer.Normaliser la durée pour chaque site.
• Lors de la récupération, envelopper rapidement, mais avec soin,
l’échantillonneur dans un sac en mailles (mailles de 1 mm) avant de le
sortir de l’eau. Cette précaution permet de récupérer les organismes
délogés lors de l’opération.
• Mettre le sac contenant l’échantillonneur dans un seau d’eau, retirer le sac Environ 20 cm
après l’avoir passé à l’eau, secouer l’échantillonneur, puis retirer les
cailloux de la cage en fil de fer (si ce type est utilisé). Brosser le substrat Substrats artificiels
à l’aide d’un pinceau pour s’assurer de prélever tous les organismes.
• Vider l’eau du seau comme requis pour atteindre le volume du flacon à
échantillon.Verser l’échantillon dans un flacon étiqueté et assurer sa conservation en ajoutant du formol à 40 % (4 ml pour 100
ml d’échantillon).
• Trier et identifier les invertébrés. Combiner les résultats des substrats répétés pour chaque station d’échantillonnage et entrer
les données dans un logiciel de traitement statistique.Tracer la courbe des moyennes avec l’erreur type.
CONSEILS
L’échantillonnage des substrats artificiels est une méthode destructive (biologiquement), mais les échantillonneurs
peuvent être remis en place s’il est besoin d’effectuer un suivi en continu. On doit cependant les laisser immergés
pendant 2 semaines pour permettre leur recolonisation.
C h a p i t r e 9 LES INVERTÉBRÉS AQUAT IQUES I . G r a n t
Troubleau (aquatique)
À RETENIR
ÉQUIPEMENT:Troubleau, 20 flacons à échantillons, 3 seaux, feutre marqueur indélébile, 20 sacs plastiques,
formol à 40 %,mousseline.
Manipuler le formol avec précaution (voir chapitre 3).
Normaliser le temps mis pour échantillonner la végétation sur tous les sites.
VÉGÉTATION ENRACINÉE
Méthode
• Marquer le flacon avec un code (ex: numéro du site et de l’échantillon) à l’aide
d’un feutre indélébile.
• Choisir une zone de végétation où effectuer l’échantillonnage. Normaliser le
substrat échantillonné sur chaque site. Exemple: papyrus et Vossia, pour 80 % de
papyrus et 20 % de Vossia, prélever 4 échantillons sur papyrus et 1 sur Vossia.
• Tenir le troubleau à deux mains, racler les tiges submergées avec le cadre
métallique du filet, puis balayer la zone entre les tiges et autour des racines en
formant des huit, ce qui empêche les organismes de s’échapper du filet.
• Continuer cette opération pendant un temps défini, par exemple pendant 1
minute. Sortir le filet de l’eau et faire tomber au fond les organismes et les
débris pris sur les parois (en faisant passer de l’eau sur les parois du filet).
Troubleau sans flacon collecteur
• Décrocher le flacon à échantillon (si mis en place) et verser son contenu dans
un autre flacon à échantillon étiqueté ou retourner le filet dans un seau d’eau
pour y faire tomber les organismes.Vider l’eau (à travers une mousseline) comme requis pour atteindre le volume du flacon à
échantillon.Verser l’échantillon dans un flacon étiqueté et assurer sa conservation en ajoutant du formol à 40 % (4 ml pour 100
ml d’échantillon).
• Répéter l’échantillonnage 3 à 4 fois sur chaque site.
HERBES FLOTTANTES
Méthode
• Prélever les herbes flottantes en entier en les faisant entrer rapidement dans le filet (ne pas passer le filet lentement, car les
organismes détectent les mouvements et se laisseront tomber).
• Retourner le filet dans un seau d’eau contenant quelques gouttes de formol et laisser la végétation tremper pendant quelques
minutes pour détacher tous les organismes.
• Secouer la végétation soigneusement avant de la mettre dans un sac plastique étiqueté.Transférer l’échantillon principal (l’eau
restant dans le seau) dans un flacon étiqueté et assurer sa conservation comme décrit ci-dessus.
• Prélever 5 ou 6 échantillons de végétation flottante pour estimer la variation de l’échantillon. Il est intéressant d’exprimer la
densité de la faune sur la végétation flottante (par opposition à la végétation enracinée) en fonction du poids sec de la végétation
ou, encore mieux, en fonction du poids ou du volume des racines: cela diminue les biais dûs à la biomasse située au-dessus de la
surface, qui est variable tout au long de l’année.
• De retour au camp de base ou au laboratoire, trier la végétation pour prélever tous les organismes y adhérant. Consolider ces
résultats avec ceux de l’échantillon principal.
CONSEILS
Les troubleaux peuvent aussi servir à capturer les insectes vivant à la surface des eaux ou autour de la végétation.
C h a p i t r e 9 LES INVERTÉBRÉS AQUAT IQUES I . G r a n t
Échantillonnage par cylindre ou boîte
À RETENIR
ÉQUIPEMENT: Cylindre, boîte ou échantillonneur Surber, 2 filets (dont 1 de rechange), flacons à
échantillons, feutre marqueur indélébile, formol.
Manipuler le formol avec précaution (voir chapitre 3).
Méthode
• Choisir une zone du cours d’eau où effectuer l’échantillonnage. Les points clés à retenir sont: normalisation du substrat
échantillonné sur chaque site (les zones de courant sont de bons endroits) et stratification de l’échantillonnage s’il existe une
différence marquée entre les types de substrat.
• Faire face à l’amont du cours d’eau et enfoncer l’échantillonneur d’environ 5 cm dans le substrat (par mouvements rotatifs de
va-et-vient): l’eau doit entrer par l’ouverture du cylindre ou de la boîte et le filet doit flotter vers l’aval. Ne pas échantillonner
l’emplacement piétiné.
• Soulever les grandes pierres se trouvant dans le cylindre et détacher à la main les animaux accrochés (par exemple, les
mollusques). Remuer le substrat dans l’échantillonneur pendant 1 à 2 minutes pour déloger les organismes qui seront alors
entraînés par le courant dans le filet.
• Sortir l’échantillonneur de l’eau en faisant pendre le filet. Faire tomber au fond du flacon les organismes et les débris pris sur les
parois (faire passer de l’eau sur les parois du filet).
• Décrocher le flacon du filet. Boucher le flacon (ou vider son contenu dans un autre récipient étiqueté pour le transport).
• Marquer le bouchon du flacon à échantillon avec un code (ex: numéro du site et de l’échantillon) à l’aide d’un feutre marqueur
indélébile.
• Ajouter du méthanol ou du formol.
Astuce: Vider un peu d’eau et remplacer par une quantité équivalente de solution de conservation.
• Répéter l’échantillonnage 4 à 8 fois pour obtenir des statistiques fiables.Trier les échantillons sur un plateau blanc contenant un
peu d’eau. Combiner les résultats des échantillons répétés pour chaque station d’échantillonnage et entrer les données dans un
logiciel de traitement statistique.
Flacon à
échantillon Filet Poignée Ouverture grillagée
Sens du courant
4 cm
Environ 25 cm
Cylindre échantillonneur
CONSEILS
Les cylindres échantillonneurs peuvent être utilisés dans les sédiments dans la mesure où le courant qui traverse
l’échantillonneur est suffisamment fort pour entraîner les organismes dans le filet.
C h a p i t r e 9 LES INVERTÉBRÉS AQUAT IQUES I . G r a n t
Échantillonnage de la dérive
À RETENIR
ÉQUIPEMENT: Filets dérivants, marteau et piquets, chaîne d’arpenteur, fil de fer ou ficelle, flacons avec
bouchons à vis, orange ou bouchon de liège, feutre marqueur indélébile, mousseline, formol à 40 %,
débitmètre.
Cette opération nécessite deux personnes.
Manipuler le formol avec précaution (voir chapitre 3).
Méthode
• Installer le filet dérivant dans une partie du cours d’eau où il est possible de passer à gué:quand le courant est fort,cette opération
nécessite deux personnes. Planter les piquets dans le substrat et fixer le cadre du filet aux piquets à l’aide de fil de fer: l’ouverture
doit être submergée et tournée vers l’amont. Les fers à béton font d’excellents piquets. Idéalement, placer 2 à 3 filets en amont
et en aval de la pulvérisation.
• Mettre en place le flacon à échantillon et noter l’heure. Positionner les filets à la même distance du lit du cours d’eau et dans des
courants de force similaire dans tous les sites. Mesurer le courant à l’aide d’un débitmètre placé dans l’ouverture du filet.
• Vider le filet périodiquement, par exemple toutes les 24 h. En cas de forte pluie ou de pulvérisation d’insecticide, raccourcir
l’intervalle entre les prélèvements (par exemple, toutes les 2 à 4 heures).Tapoter l’extérieur du filet pour faire tomber au fond
du flacon les organismes et les débris pris sur les parois.
• Noter les signes d’encrassement du filet: remous ou reflux. Consigner ces faits dans un carnet avec le numéro de l’échantillon,
l’heure, etc. Dans ce cas, vider le filet plus souvent.
• Marquer le flacon avec un code (ex: numéro de l’échantillon et durée du prélèvement) à l’aide d’un feutre marqueur indélébile.
• Le flacon étant rempli d’eau, appliquer une mousseline sur l’ouverture pour éviter de perdre des spécimens et vider un peu d’eau
(environ 25 %). Remplir le flacon de formol à 40 %, sauf si le traitement s’effectue dans les heures qui suivent le prélèvement.
Calculer la densité de la dérive en prenant en compte la superficie de l’ouverture du filet (ou la superficie partielle si le filet n’était
pas complètement immergé), le débit et le nombre d’animaux capturés pendant une période donnée. Si, lors de la durée
d’échantillonnage, un volume de 20,1 m3 d’eau est passé au travers du filet et si le flacon à échantillon contient 102 Nematocera,
exprimer le résultat en nombre d’individus par m3, c’est-à-dire 102/20,1 = 5 Nematocera/m3.
Cadre métallique
(découpé dans un baril de Piquet Filet Flacon à échantillon
pétrole)
Sens du courant
Filet échantillonneur rectangulaire
C h a p i t r e 9 LES INVERTÉBRÉS AQUAT IQUES I . G r a n t
Piquet Filet Tuyau en
aluminium/plastique
Sens du courant
Flacon à échantillon
Filet du cylindre échantillonneur
MESURE DU COURANT
Il est possible d’estimer approximativement le débit qui traverse le filet à partir du débit du cours d’eau, dans la mesure où le filet
n’est pas encrassé et qu’il ne gêne pas le courant. Consulter la fiche méthodologique traitant de la mesure du courant avec un objet
flottant (chapitre 5). La mesure sera cependant plus précise avec un débitmètre étalonné, placé dans le tuyau de sortie d’un cylindre
échantillonneur. Consulter la fiche méthodologique pour le calcul du débit.
CONSEILS
Les dimensions du filet dérivant ne sont pas imposées. Une dimension courante pour les rivières est une ouverture
de 30 x 30 cm et de 30 cm x 15 cm (de haut) pour les ruisseaux.
Dans le limon ou la boue, les piquets doivent être suffisamment longs pour maintenir le filet en place. Dans les
substrats rocheux, il est possible d’enfoncer des piquets métalliques dans le lit du cours d’eau ou d’attacher le filet à
des arbres ou des piquets sur la rive.
Noter les phases de la lune, c’est-à-dire, pleine lune, nouvelle lune, etc. pendant l’échantillonnage. La dérive des
invertébrés est plus importante juste après le coucher du soleil, mais la clarté de la lune modifie cette tendance et
donc les prises.
C h a p i t r e 9 LES INVERTÉBRÉS AQUAT IQUES I . G r a n t
Pièges à émergence
À RETENIR
ÉQUIPEMENT:Pièges à émergence avec entonnoirs de collecte, ficelle, élastiques, couteau, pierres, flacons
à échantillons, feutre marqueur indélébile, formol.
Manipuler le formol avec précaution (voir chapitre 3).
Méthode
• Choisir, pour effectuer l’échantillonnage, une zone de cours d’eau ou de lagon accessible et pas trop profonde: la profondeur est
déterminée par la longueur des pieds du piège. Normaliser le substrat échantillonné sur chaque site (ex: dans les herbes, sur la
végétation ou les sédiments, etc.). Équiper les pièges à émergence de flotteurs pour effectuer l’échantillonnage dans les eaux
profondes.
• Éviter de piétiner la zone où installer le piège et placer l’échantillonneur dans l’eau, de manière à ce que la base des côtés du
piège ou du cône soit juste sous l’eau.Mettre le piège à niveau à l’aide de pierres ou accroître la hauteur des pieds.
Couvercle
Niveau du formol Piège (verre ou plastique transparent)
Moustiquaire ou
grillage métallique
Niveau de l’eau
Piège à émergence
• Placer l’entonnoir de collecte au sommet en le fixant à l’aide de ficelle ou d’élastiques. Remplir à moitié le récipient de formol et
mettre le couvercle. Positionner 3 à 4 autres pièges à proximité en normalisant le substrat échantillonné sur le site. Laisser les
pièges en position pendant au moins 2 semaines et visiter le piège tous les 2 jours pour vider le récipient de collecte.
• Pour vider le piège, aspirer les spécimens à l’aide d’une pipette Pasteur ou utiliser une pince.Transférer les insectes adultes
(imagos) dans un flacon à échantillon contenant du formol à 4 %. Mettre une étiquette (écrite au crayon sur du papier) dans le
flacon avant de le fermer.
• Identifier et compter les imagos. Calculer la surface échantillonnée pour chaque piège et consigner la densité d’imagos en
nombres par m-2. Conserver les spécimens identifiés dans du formol, étiqueter et ranger.
Astuce: Consigner, pour tous les sites, les conditions météorologiques dominantes lors de la période d’échantillonnage: la pluie, l’ensoleillement
et la température ont une influence sur l’émergence.
CONSEILS
Le modèle donné n’est pas le seul existant: voir Mundie (1971) pour d’autres types de pièges. Ces pièges suscitent la
curiosité des populations: pour réduire les pertes et les dégâts, il est conseiller d’apposer une notice explicative et
d’expliquer aux populations locales le but de l’opération.
C h a p i t r e 9 LES INVERTÉBRÉS AQUAT IQUES I . G r a n t
Échantillonnage du plancton
À RETENIR
ÉQUIPEMENT: Filet à plancton, ligne de mouillage de 10 m, flacon de verre lesté et bouchon, flacons avec
bouchons à vis, thermomètre, crayons et papier, formol à 40 %.
Manipuler le formol avec précaution (voir chapitre 3).
Méthode
• Pour le zooplancton, utiliser un filet de maille de 250-300 µm; pour le
phytoplancton, utiliser un filet de maille de 75 mm.Noter l’heure, qui doit être Bride
normalisée pour le site échantillonné.
• Nouer la ligne de mouillage à la bride du filet, fixer le flacon à échantillon et
mouiller le filet pour le rendre plus lourd lors du lancer. Trouver un
emplacement adéquat sur la berge du cours d’eau ou de la mare d’où lancer le
filet, c’est-à-dire un emplacement sans branches d’arbres basses et dépourvu de Filet à
rochers ou herbes dans l’eau. Enrouler la ligne de mouillage, puis tenir le filet plancton
par son cadre (voir schéma). Tenir l’extrémité de la ligne puis lancer la ligne
enroulée et le filet aussi loin que possible. Noter la distance atteinte.
Astuce:pour faciliter la mesure de cette distance,nouer des nœuds dans la ligne tous
les 50 cm.
• Haler le filet à une vitesse constante: suffisamment lentement pour éviter qu’il Flacon à
échantillon
ne fasse surface,mais suffisamment rapidement pour éviter qu’il ne coule.Sortir
le filet de l’eau en tirant sur la bride et faire tomber au fond du flacon les
organismes et les débris pris sur les parois (en faisant passer de l’eau sur les
parois du filet). Défaire le flacon à échantillon, vider environ 10 % d’eau et Filet à plancton
remplacer par une quantité équivalente de formol à 40 %.Mettre dans le flacon
une étiquette en papier écrite au crayon mentionnant le nom du site, la date et la longueur de halage. Fermer et retourner le
flacon pour mélanger le contenu.
• Répéter l’opération 6 fois en numérotant les échantillons répétés. (Le filet peut aussi être tiré par un bateau sur une distance
déterminée.)
• Il est également possible, si le plancton est dense (eaux de couleur verte), de remplir un flacon d’eau ou, dans les eaux plus
profondes, d’immerger d’un pont ou d’un bateau, un flacon fermé et lesté puis de le déboucher à l’aide d’une ficelle nouée au
bouchon une fois la profondeur requise atteinte. Prélever des échantillons répétés, ajouter la solution de conservation et
étiqueter comme indiqué ci-dessus.
• Estimer le volume d’eau ayant passé au travers du filet en prenant en compte la distance de halage (m) et la superficie de
l’ouverture du filet.
Si le diamètre de l’ouverture du filet = 30 cm, la superficie de l’ouverture est alors = 
r2 ou 3,142 x 225 = 707 cm2.
Pour une distance de halage de 7 m, le volume d’eau échantillonné = superficie de l’ouverture x longueur de halage = 4949 litres
ou 4,9 m3. (Le volume d’eau échantillonné est surestimé, en raison de la contre-pression due à la résistance du filet au fur et à
mesure qu’il s’obstrue.)
• Traiter les échantillons dès que possible, car ils se détériorent rapidement (voir le traitement du plancton, page 191).
C h a p i t r e 9 LES INVERTÉBRÉS AQUAT IQUES I . G r a n t
Lancer du filet à plancton
CONSEILS
Dans les eaux profondes et si l’échantillonnage se fait d’un bateau, effectuer le halage du filet à plancton verticalement.
S’efforcer de prélever le plancton à la même heure, car il change de profondeur en fonction de la lumière.
C h a p i t r e 9 LES INVERTÉBRÉS AQUAT IQUES I . G r a n t
Échantillonnage à la benne
À RETENIR
ÉQUIPEMENT: Benne Ekman ou Petersen, tige, câble porteur ou corde pour les bennes, sacs plastiques
solides, flacons à échantillons à large ouverture (1 litre), 3 seaux, feutre marqueur indélébile, formol à 40 %.
Cette opération nécessite deux personnes.
Manipuler le formol avec précaution (voir chapitre 3).
BENNE EKMAN
Méthode
• Sélectionner une zone où l’eau est peu profonde et dépourvue de végétation enracinée et de pierres. Normaliser le
positionnement des bennes sur chaque site pour prélever les échantillons à la même distance de la végétation enracinée ou de
la berge. De même, effectuer les prélèvements dans des mares de même taille ou, pour les cours d’eau, dans des courants de
même force.
• Marcher lentement dans l’eau (pour ne pas perturber la visibilité) en tenant la tige de l’échantillonneur à bout de bras.Positionner
l’échantillonneur sur du substrat plat et, selon son fonctionnement, tourner et pousser la tige ou actionner le câble porteur pour
fermer les mâchoires.
• Soulever la benne verticalement en s’assurant qu’aucune branche ou pierre n’empêche les mâchoires de se refermer. Tenir
l’échantillonneur au-dessus d’un seau et ouvrir les mâchoires pour récupérer l’échantillon. Laver la benne avec un peu d’eau pour
faire tomber dans le seau les sédiments collés sur les parois.
• Verser le contenu du seau dans un sac plastique solide.Verser 50 ml de formol à 40 % dans le sac,mettre dans le sac une étiquette
en papier écrite au crayon, fermer le sac et attacher une étiquette sur son col. Presser doucement le sac pendant 1 minute pour
que le formol imprègne la boue.
• S’éloigner de quelques pas de la zone où l’échantillon précédent a été prélevé, puis répéter la procédure, en prenant garde à ne
pas effectuer l’échantillonnage dans la zone piétinée.4 à 8 échantillons répétés sont nécessaires pour des estimations quantitatives.
La benne peut également être utilisée d’un bateau dans les eaux peu profondes.
Mâchoires ouvertes Mâchoires fermées
Benne Ekman
Ch a p i t r e 9 LES INVERTÉBRÉS AQUAT IQUES I . G r a n t
Dans les eaux plus profondes,mouiller la benne Petersen d’un bateau.
BENNE PONAR ET BENNE PETERSEN
Méthode
• Vérifier la profondeur à l’aide d’une pierre nouée à une ligne,puis vérifier
s’il y a une longueur suffisante de corde fixée à la benne. Si le fond est
visible, éviter la végétation pouvant s’emmêler dans les mâchoires.
Enrouler la corde, ouvrir les mâchoires, lever la benne à l’arrière du
bateau/canoë, puis laisser tomber la benne librement (prendre garde à
ne pas se brûler avec le frottement de la corde).
• Dès que la corde est lâche,haler la benne et vérifier si les mâchoires sont
bien fermées avant de vider la benne et de traiter l’échantillon comme
décrit ci-dessus pour la benne Ekman.
Astuce: Il est plus facile de passer les échantillons au tamis pour retirer la boue
et les débris dans le lac, car les grandes quantités d’eau qui sont requises pour
répéter fréquemment cette opération sont rarement disponibles au camp de base. Benne Ponar ou Petersen
CONSEILS
Quantité nécessaire: le nombre d’échantillons requis dépend de l’abondance d’espèces présentant un intérêt.
S’il est possible de laver et trier les échantillons le même jour, il n’est pas nécessaire de prévoir une solution de
conservation: les organismes vivants sont plus faciles à voir sur un plateau blanc.
Traiter les échantillons de boue dès que possible, dans les 1 à 2 jours suivant le retour au laboratoire.
Laver la boue dans un jeu de tamis de 4 mm, 1 mm, 500 µm et 250 µm pour retirer les pierres et les débris et séparer
les organismes. Renverser le contenu des tamis sur un plateau blanc et trier l’échantillon. Conserver les organismes
dans du formol à 4 %.
C h a p i t r e 9 LES INVERTÉBRÉS AQUAT IQUES I . G r a n t
Échantillonnage des prises chez les pêcheurs locaux
À RETENIR
ÉQUIPEMENT: Planche à mesurer les poissons, balances à cadran ou pesons à ressort, au moins 10
sacs plastiques épais (30 x 40 cm), 3 à 4 seaux, glacière et glace (si les poissons sont prélevés loin du
lieu où ils seront mesurés), carnet de notes, crayons, argent pour acheter les poissons, feutre marqueur
indélébile, au moins 10 m de ficelle pour mesurer les filets et le site d’échantillonnage (Astuce:Marquer
la ficelle tous les mètres à l’aide du feutre marqueur indélébile pour éviter de la mesurer ultérieurement),
disque de Secchi, pH-mètre, oxymètre et conductimètre, jauge ou ficelle lestée à une extrémité et
marquée tous les 50 cm à partir du lest, équipement pour analyses physico-chimiques (si les poissons
sont examinés sur le site d’échantillonnage).
Chaque équipe doit établir un programme pour chaque matériel de pêche, pêcheur ou bateau
échantillonné. Les équipes doivent coordonner leurs activités entre les sites d’échantillonnage.
Méthode
• Consigner le site où le poisson est prélevé – même si les prises sont débarquées au port ou au marché aux poissons.Noter la
date, le type et le nombre de matériel de pêche utilisé, la méthode de capture, les heures de début et de fin de la pêche, la
longueur et les mailles des filets, le type d’hameçons ou l’ouverture des nasses.
• Peser directement la totalité des prises ou estimer le poids total en remplissant de poissons des seaux ou des paniers (souvent
utilisés par les pêcheurs pour transporter et vendre le poisson) et en les pesant. Si tous les paniers ne peuvent être pesés car
les pêcheurs sont pressés de quitter le site et de vendre les poissons,peser trois paniers et compter le nombre de paniers utilisés.
Le poids total de la prise est estimé en multipliant le poids moyen des trois paniers par le nombre total de paniers.
• Si possible, séparer les captures prises au filet maillant, à la nasse ou à la senne. Séparer les plus gros poissons du reste de la prise
(les pêcheurs le font souvent pour vendre les poissons). Mesurer les longueurs et les poids de chaque gros poisson.
• Mélanger les petits poissons et mettre de côté, au hasard, plusieurs seaux ou sacs de poissons. Plus l’échantillon est important,
plus il sera représentatif de la prise complète. Les pêcheurs voudront probablement vendre l’échantillon sélectionné à l’équipe
de recensement plutôt que d’attendre que les poissons soient mesurés avant de les reprendre pour les vendre. Dans ce cas,
l’échantillon sera ramené au camp de base ou au laboratoire pour effectuer les mesures. L’achat du poisson permet également
d’effectuer des observations sur la reproduction et l’alimentation, d’extraire des organes pour estimer l’âge, de collecter des
œufs pour analyser la fécondité et de prélever des tissus pour rechercher les résidus.
• Si les pêcheurs vendent leur prise par espèces, échantillonner chaque espèce comme décrit ci-dessus. Peser la quantité totale
capturée par espèce.
• Si les mesures sont exécutées sur le terrain, il est essentiel d’agir vite.Astuce: Il est pratique de se munir d’une table pliante. Il est
en général impossible de découper le poisson, car cela diminue sa valeur marchande, il faudra se contenter de relever le nom des espèces,
la taille, le poids et de prélever des écailles.
• Pour les échantillons comprenant plusieurs espèces, multiplier la proportion de chaque espèce dans l’échantillon par le poids
total de la prise pour estimer le poids total de l’espèce dans la prise. Procéder de même pour toutes les espèces pour avoir la
composition en espèces de la prise.
• Si le suivi concerne l’étude de la croissance et de la mortalité, l’échantillonnage des prises locales permet de se procurer les
quantités nécessaires de poisson. Si la prise comprend des petits et des gros poissons de la même espèce, estimer le nombre
des poissons les plus petits dans la prise complète pour que la proportion des petits et des grands individus dans l’échantillon
soit représentative de la prise.
CONSEILS
Il est recommandé de rencontrer les pêcheurs dans leur village, sur les marchés ou sur les sites de pêche avant de
commencer l’échantillonnage. Expliquer l’objectif de l’étude et susciter leur intérêt pour les résultats, ils ne se
montreront que plus confiants et coopératifs lors de l’échantillonnage. Il est également intéressant d’offrir une
incitation en proposant d’acheter les captures les jours d’échantillonnage. Des visites régulières, effectuées tout au
long du projet, permettent de maintenir leur intérêt et une dernière visite de présentation des résultats de l’étude
facilitera toute demande d’aide future.
C h a p i t r e 1 0 LES PO I SSONS B . M c C a r t o n
Pêche à la senne
À RETENIR
ÉQUIPEMENT: Senne (d’au moins 75 m de long), 2 longueurs de 50 à 75 m (au moins) de filet de
barrage à mailles fines (mailles inférieures ou égales à 50 mm), piquets pour fixer les filets de barrage,
au moins 12 sacs plastiques solides, 3 à 4 seaux, glacière et glace (si les poissons sont prélevés loin du
lieu où ils seront mesurés), carnet de notes, crayons, feutre marqueur indélébile, au moins 10 m de
ficelle pour mesurer le site (Astuce: Marquer la ficelle tous les mètres à l’aide du feutre marqueur
indélébile pour éviter de la mesurer ultérieurement), disque de Secchi, thermomètre,pH-mètre,oxymètre
et conductimètre, jauge ou ficelle lestée à une extrémité et marquée tous les 50 cm à partir du lest,
cuissardes.
Méthode
• Positionner les filets de barrage aussi vite que possible. Lancer les filets de barrage d’un bateau ou à la main dans les eaux peu
profondes. Ces filets doivent être suffisamment larges pour s’étendre du fond du lit à la surface de l’eau et doivent être
suffisamment longs pour s’étendre d’une berge à l’autre. Fixer ces filets assez loin de la rive, à la végétation ou à des piquets.
• Mesurer à cette étape la température, le pH, la conductivité et la turbidité de l’eau, ainsi que la quantité d’oxygène dissous.Dès
que la pêche à la senne commence, l’agitation de l’eau et du substrat perturbe les mesures. La profondeur peut être mesurée
avant ou après l’utilisation de la senne,mais avant que les filets de barrage ne soient rassemblés.
• Lancer la senne près d’un filet de barrage, à la main ou d’un
bateau. Astuce: Procéder aussi calmement que possible pour
éviter d’effrayer les poissons.Attacher des cordes aux extrémités de
la senne, soit sur la ralingue supérieure, soit sur les deux ralingues.La
ralingue supérieure doit être maintenue à la surface de l’eau et
la ralingue inférieure sur le lit du cours d’eau pour assurer la
couverture sur toute la profondeur.Tirer la ralingue supérieure Filet de barrage 1
de la senne lentement jusqu’à environ 20 m de l’autre filet de Senne
barrage (Figure 1) en formant une grande boucle, au large de la
rive où le poisson sera débarqué (Figure 2). Astuce: Prendre
garde à ne pas tirer en même temps la ralingue supérieure et la Lagon
ralingue inférieure.
• Fermer petit à petit la boucle, en tenant la ralingue supérieure
hors de l’eau pour éviter que le poisson ne saute par-dessus,
tout en maintenant la ralingue inférieure sur le lit du cours
d’eau. À la fin de l’opération de halage, remonter la ralingue Filet de barrage 2
avec plombs avant la ligne avec flotteurs pour attraper les Figure 1
poissons dans la poche ainsi formée. Si le filet accroche des
obstacles dans l’eau, localiser le problème en entrant dans la boucle formée par la senne (approcher de l’extérieur, ce qui effraye
moins les poissons qu’une approche par l’intérieur). Il sera peut être nécessaire de plonger pour inspecter le lit du cours d’eau
et dégager le filet de l’obstacle. Les poissons qui s’échappent de la senne seront rattrapés lors des prochains lancer de la senne
ou lorsque les filets de barrage seront relevés.
• Quand la senne approche de la rive, relever rapidement le filet car c’est à ce moment que les poissons montrent des signes de
panique.
• Tirer les poissons de quelques mètres sur la rive pour les retirer du filet (les poissons qui sont toujours vivants peuvent sauter
à l’eau). Stocker ensemble les poissons issus de chaque senne dans un sac plastique ou dans un seau pour les garder vivants le
plus longtemps possible et éviter tout pourrissement s’ils ne sont pas mesurés dans les heures qui suivent. Il est également
possible de placer les poissons dans un sac plastique, puis dans une glacière. Chaque sac plastique doit porter une étiquette
mentionnant le site, la date et le numéro de lancer de la senne (la 1ère porte le n° 1 ouA).Des seaux permettent de garder les
sacs plastiques dans l’eau, ce qui conserve le poisson.
• Continuer les captures à la senne sur le même site jusqu’à ce qu’il n’y ait plus de poissons ramenés dans le filet.Si l’équipe travaille
efficacement, 5 à 6 opérations suffisent pour prélever tous les poissons du site. Stocker séparément les poissons ramenés par
chaque lancer de senne.
• Avant de lever les filets de barrage, mesurer la superficie qu’ils délimitent à l’aide de la ficelle. Si la forme du site est irrégulière,
estimer la superficie en établissant un croquis des lieux à reporter ultérieurement sur du papier millimétré.
C h a p i t r e 1 0 LES PO I SSONS B . M c C a r t o n
• Tirer l’un des filets de barrage vers l’autre. Prendre les mêmes Figure 2
précautions avec les filets de barrage qu’avec la senne.Dès que les
filets ont été réunis, sortir les filets de l’eau et dégager le poisson
pris sur la berge. Des petits poissons peuvent être pris dans les
mailles des filets de barrage, vérifier ces filets sur toute leur
longueur. Stocker les poissons pris dans les filets de barrage dans Senne
des sacs plastiques séparés.Ramener tous les sacs au camp de base
ou au laboratoire pour effectuer les mesures. Terre
Eau
CONSEILS
En arrivant sur le site d’échantillonnage, éviter de faire du bruit ou de créer des vibrations ce qui effraye le poisson.
Prendre garde aux crocodiles, aux hippopotames et à bilharziose.
Si le filet est remonté trop lentement, les poissons s’échapperont par-dessus. S’il est remonté trop rapidement, la
ralingue inférieure risque de se soulever du lit ou la ralingue supérieure risque de couler, permettant ainsi aux
poissons de s’enfuir. S’assurer que les filets ne sont pas endommagés à la fin de l’échantillonnage. Réparer
immédiatement les dommages constatés.
C h a p i t r e 1 0 LES PO I SSONS B . M c C a r t o n
Pêche au filet maillant
À RETENIR
ÉQUIPEMENT: Bateau (les pirogues sont utilisables sur les eaux calmes, mais un petit bateau à
moteur sera nécessaire en présence de courant ou si les remous peuvent poser problème; il est
possible cependant de poser les filets en marchant dans les eaux peu profondes,mais les perturbations
sont alors inévitables), filets maillants (de maille de 0,5 pouce à 1 pouce, 50 à 100 m de long par filet,
prévoir 8 filets, davantage en présence de poissons de grande taille), cordes pour fixer les filets, poids
pour ancrer les filets calés sur le fond ou positionnés entre deux eaux, flotteurs ou balises, sacs
plastiques solides ou sacs de riz étiquetés avec le numéro du filet ou la taille de maille et la position
(ex: Filet 1B = maille de 0,5 pouce, au fond; Filet 4T = maille de 2 pouces, en surface), glacière et glace,
carnet de notes, crayons, feutre marqueur indélébile, ficelle marquée, disque de Secchi, thermomètre,
pH-mètre, oxymètre et conductimètre, jauge ou ficelle lestée à une extrémité et marquée tous les 50
cm à partir du lest.
Méthode
• Attacher les filets ensemble, en les classant de la plus petite
taille de maille à la plus grande.Amener les filets à bord du
bateau,en séparant les flotteurs et les ralingues pour ne pas
emmêler les filets.
• Repérer l’emplacement où mouiller les filets. Identifier les
points d’ancrage, comme la végétation proche de la berge
ou un tronc submergé. Il est également possible d’utiliser
une bouée ou d’attacher une extrémité à une corde fixée
à un poteau planté pour la circonstance.
• Mouiller les filets maillants pour la pêche de nuit juste avant
le crépuscule (16 h à 18 h dans les tropiques). Relever les
filets à l’aube (5 h à 7 h). Pour la pêche de jour,mouiller les
filets à l’aube (5 h à 7 h) et relever les filets juste avant le
crépuscule (16 h à 18 h). Astuce: Pour la pêche de jour
comme de nuit, utiliser deux jeux de filets maillants et mouiller
le second après avoir relevé le premier. Cette précaution permet
d’économiser le temps mis pour retirer les poissons des filets
avant de pouvoir les réutiliser.
• Fixer l’extrémité du filet à plus petites mailles (à l’aide de
corde) au point d’ancrage, faire avancer le bateau lentement
vers l’autre point d’ancrage choisi, puis mouiller les filets en
position (en marche arrière pour un bateau à moteur, en
dévidant le filet de la proue, ce qui évite de l’accrocher).
Astuce: Procéder lentement pour pouvoir démêler le filet en
cas de besoin.
• Quand presque tous les filets ont été mouillés, attacher le
flotteur/la balise sur la ligne avec flotteurs à l’aide d’une longueur de corde supplémentaire si les filets sont destinés à toucher le
fond ou à rester entre deux eaux.Attacher des lests sur la ralingue inférieure pour tendre le filet jusqu’au fond. Fixer les lests à
l’aide de corde pour les filets restant entre deux eaux ou en surface.Astuce:Ne pas tendre les filets: un filet trop tendu réduit les
prises qui « rebondissent » sur le filet. Laisser les filets en place pendant le jour ou la nuit, selon le type de pêche.
• Mesurer la température, le pH, la conductivité et la turbidité de l’eau, ainsi que la quantité d’oxygène dissous. Effectuer des
mesures de profondeur le long de la batterie de filets pour déterminer la profondeur de l’eau et les profondeurs auxquelles sont
attrapés les poissons. Pour prendre en compte les variations au cours de la journée, répéter les mesures au moment de la levée
des filets.
C h a p i t r e 1 0 LES PO I SSONS B . M c C a r t o n
• Lors du levage des filets maillants, commencer par celui avec la plus grande taille de maille, c’est-à-dire celui à la fin de la batterie.
Rassembler les filets dans le bateau aussi rapidement que possible, afin de garder le poisson frais. Les poissons peuvent être sortis
des filets lors du trajet de retour au camp ou au laboratoire ou une fois au camp de base, tout en s’assurant de l’absence de
dommages sur les filets. Stocker les poissons dans des sacs étiquetés, en les gardant à l’humidité. Gardé dans des glacières, le
poisson reste frais pendant quelques heures. Effectuer les mesures dès que possible après le prélèvement.
CONSEILS
Utiliser plus de filets, si une main d’œuvre abondante est disponible et s’il est besoin de mouiller des filets, en surface,
au fond ou entre deux eaux pour couvrir toute la profondeur.
À l’arrivée sur le site, mouiller les filets aussi vite que possible pour éviter de générer trop de perturbations.
Lors du mouillage des filets, prendre garde à ne pas prendre de crocodiles, etc.
À la fin de l’échantillonnage, s’assurer de l’absence de dommages sur les filets. Réparer immédiatement les dommages
constatés.
Pour la pêche de jour comme pour celle de nuit, les opérateurs doivent, soit former deux équipes dont l’une
mesurera les prises de nuit, soit congeler les poissons de la pêche de jour pour les mesurer avec ceux de la pêche
de nuit.
Séparer les prises de la pêche de jour et celles de la pêche de nuit.
C h a p i t r e 1 0 LES PO I SSONS B . M c C a r t o n
Pêche à la nasse
À RETENIR
ÉQUIPEMENT: Nasses, appâts: pain, pâte de farine de maïs, viande ou fruits en conserve (Astuce:
Vérifier le type d’appât utilisé par les pêcheurs locaux, ils connaissent ceux qui sont les plus efficaces),
bateau, sacs plastiques solides (30 x 40 cm, 2 pour chaque nasse) ou sacs de riz étiquetés avec le
numéro de la nasse, glacière et glace (si les poissons sont prélevés loin du lieu où ils seront mesurés),
carnet de notes, crayons, feutre marqueur indélébile, ficelle (Astuce:Marquer la ficelle tous les mètres à
l’aide du feutre marqueur indélébile pour éviter de la mesurer ultérieurement), disque de Secchi,
thermomètre, pH-mètre, oxymètre et conductimètre, jauge ou ficelle (10 m environ) lestée à une
extrémité et marquée tous les 50 cm à partir du lest.
Méthode
• Choisir l’endroit le plus étroit du cours d’eau pour
mouiller les nasses.
• Placer l’appât dans les nasses, si la procédure le
recommande.
• Positionner les nasses en travers du cours d’eau, les
ouvertures contre le courant, chaque jeu de nasses
proche du jeu suivant ou obstruant l’espace entre
deux jeux. Plus les nasses sont proches, moins les
poissons seront susceptibles de les contourner.
• Vérifier si les nasses sont solidement fixées.Attacher Nasse à poissons
les nasses ensemble à l’aide de corde ou ancrer les
nasses à l’aide de pierres ou de piquets.
• Vérifier les nasses régulièrement jour et nuit,car les poissons sont souvent pris juste après l’aube ou au crépuscule.Si les poissons
restent trop longtemps dans les nasses, ils risquent de se blesser en tentant de s’échapper ou de devenir les prédateurs d’autres
poissons également capturés.
• Prélever les poissons dans chaque nasse, puis remettre de nouveaux appâts. Placer les poissons dans des sacs étiquetés et
consigner la durée écoulée depuis la vérification précédente pour obtenir l’effort de pêche exprimé en nasse-heures.
• Après avoir posé, vérifié et relevé les nasses, mesurer la température, le pH, la conductivité et la turbidité de l’eau, ainsi que la
quantité d’oxygène dissous. Effectuer des mesures de profondeur le long de la batterie de nasses pour déterminer la profondeur
de l’eau et les profondeurs auxquelles sont attrapés les poissons.
• Le choix du type de piège dépend des traditions, demander l’avis des pêcheurs locaux.
CONSEILS
Les sites de pêche à la nasse peuvent être privés, il est donc essentiel dans ce cas d’obtenir l’accord des pêcheurs.
Les pêcheurs à la nasse peuvent aider à mettre en place et à relever les pièges. À l’arrivée sur le site, poser les nasses
aussi vite que possible pour éviter de générer trop de perturbations.
C h a p i t r e 1 0 LES PO I SSONS B . M c C a r t o n
Pêche au harpon
À RETENIR
ÉQUIPEMENT: Harpons, bateau, au moins 10 sacs plastiques solides (50 x 60 cm) ou sacs de riz,
glacière et glace (si les poissons sont prélevés loin du lieu où ils seront mesurés), carnet de notes,
crayons, feutre marqueur indélébile, disque de Secchi, thermomètre, pH-mètre, oxymètre et
conductimètre, jauge ou ficelle (environ 20 m de long) lestée à une extrémité et marquée tous les 50
cm à partir du poids.
Prendre garde aux crocodiles, aux hippopotames et à la bilharziose (le port de cuissardes est
conseillé).
Méthode
• Il est conseillé de laisser les pêcheurs locaux pratiquer la pêche au harpon, car ils ont l’habitude du site de pêche.
• Si la pêche se déroule en présence des opérateurs, placer les poissons harponnés dans des sacs dont l’étiquette mentionne
l’heure ou le moment de la prise.
• Si les opérateurs n’assistent pas à la pêche au harpon, demander l’heure de début et de fin de la pêche et stocker ensemble tous
les poissons pris le même jour. Le lieu précis de la pêche doit être connu, ne pas prendre en compte les prises si elles ont eu
lieu hors du site choisi.
• Mesurer, à des intervalles réguliers de la journée sur le site de pêche, la température, le pH, la conductivité et la turbidité de l’eau,
ainsi que la quantité d’oxygène dissous. Effectuer des mesures de profondeur autour du site pour déterminer la profondeur de
l’eau et les profondeurs auxquelles sont attrapés les poissons.
CONSEILS
À l’arrivée sur le site, éviter de générer trop de perturbations. Stimuler les efforts des pêcheurs en leur rendant les
poissons après traitement.
C h a p i t r e 1 0 LES PO I SSONS B . M c C a r t o n
Pêche à la ligne
À RETENIR
ÉQUIPEMENT:Hameçons, ligne, appâts (viande ou petits poissons, vérifier auprès des pêcheurs locaux
les meilleurs appâts), bateau, sacs plastiques solides ou sacs de riz étiquetés avec le numéro de la ligne,
glacière et glace (si les poissons sont prélevés loin du lieu où ils seront mesurés), carnet de notes,
crayons, feutre marqueur indélébile, disque de Secchi, thermomètre, pH-mètre, oxymètre et
conductimètre, jauge ou ficelle (20 m environ) lestée à une extrémité et marquée tous les 50 cm à
partir du poids.
Méthode
• En cas d’utilisation de palangres, fixer les hameçons avant d’aller
sur le site.Astuce: Accrocher les hameçons sur un bout de bois,
en laissant pendre les lignes. C’est un bon moyen de stocker les
hameçons sans emmêler les lignes.
• Placer la palangre en travers du cours d’eau en la fixant
solidement à chaque extrémité.Attacher la ligne à des arbres
situés à quelque distance des berges pour s’assurer que, si le
niveau de l’eau monte pendant la nuit ou le jour, les hameçons
pourront être récupérés.
• Mettre un appât sur chaque hameçon (dans les eaux à fort Hameçons rangés sur leurs lignes
courant,placer l’appât sur les hameçons avant de les immerger)
et s’assurer qu’ils se trouvent bien sous la surface de l’eau. Fixer des plombs sur la ligne verticale pour positionner les hameçons
et les appâts à la profondeur requise. Dans les eaux à fort courant, prévoir plus de plombs.
• Au moment de mouiller les hameçons,mesurer sur le site de pêche la température, le pH, la conductivité et la turbidité de l’eau,
ainsi que la quantité d’oxygène dissous.Relever la profondeur de l’eau au niveau du mouillage des hameçons et noter la longueur
des lignes verticales pour situer les profondeurs auxquelles les poissons sont pris.
• En cas de pêche à la ligne manuelle, noter l’heure de début et de fin de la pêche.
• Placer les poissons capturés dans des sacs étiquetés, soit avec la période (jour/nuit) pour les palangres, soit avec l’heure ou le
moment de la prise pour la pêche à la ligne manuelle.
• En cas de pêche à la ligne manuelle,mesurer, à des intervalles réguliers de la journée sur le site de pêche, la température, le pH,
la conductivité et la turbidité de l’eau, ainsi que la quantité d’oxygène dissous. Effectuer des relevés de profondeur tout autour
du site.
CONSEILS
À l’arrivée sur le site, éviter de générer trop de perturbations. En cas de pêche à la ligne manuelle, il est également
important d’observer le silence.
C h a p i t r e 1 0 LES PO I SSONS B . M c C a r t o n
Longueurs et poids des poissons
À RETENIR
ÉQUIPEMENT:Planche à mesurer les poissons, balances à cadran ou pesons à ressort, carnet de notes,
crayons.
Méthode
• Trier les sacs de poissons par méthode d’échantillonnage.
• Sortir les poissons d’un seul sac à la fois pour les trier par espèce.
• Noter tous les détails mentionnés sur le sac (date, site, heure, numéro de halage (pour les sennes), numéro de filet ou taille de
maille (pour les filets maillants).
• Commencer par les poissons les plus petits. Laver les prises pour retirer toute trace de salissure. Placer chaque poisson sur la
planche à mesurer, en positionnant le museau contre l’extrémité de la planche.Noter l’espèce et consigner la longueur totale, la
longueur standard et la longueur de fourche de chaque poisson.Assigner à chaque poisson un numéro de code (ex:A1...An) de
manière à les identifier si les œufs, les écailles, les otolithes, les tissus ou les poissons entiers sont conservés.
• Peser chaque poisson au gramme près sur la balance ou le peson à ressort. En cas d’utilisation de pesons à ressort, utiliser un
appareil donnant une mesure précise.
CONSEILS
Les poissons congelés doivent être soigneusement décongelés avant de procéder aux mesures.
C h a p i t r e 1 0 LES PO I SSONS B . M c C a r t o n
Étude des gonades
À RETENIR
ÉQUIPEMENT:Matériel de dissection (ciseaux, pinces, aiguilles avec manche), loupes, carnet de notes,
crayons.
Méthode
• Après avoir relevé le poids et les longueurs, estimer le stade de maturité sexuelle.
• Sur chaque poisson, faire une entaille de l’anus au menton, en s’assurant que la pointe des ciseaux reste juste sous la peau.
Dérouler avec soin les intestins pour observer les gonades situées en dessous, près de la paroi de l’abdomen. Observer la
présence éventuelle d’œufs ou de laitance en ouvrant les gonades.Consigner le stade de maturité sexuelle par comparaison avec
la table. Si les gonades sont trop petites, effectuer les observations à la loupe.Consigner le sexe et le stade de maturité sexuelle
avec les autres informations.
Filaments branchiaux Œsophage Gonades Reins Vessie urinaire
Arc branchial Vessie natatoire Myotomes Uretère
Branchiospines
(artères branchiales)
Artère coronaire
Cœur
Intestin Rate Anus
Foie Pylore, Canal Estomac Tissu
caecum et biliaire graisseux
pancréas
Vésicule
biliaire
(Planche extraite de Salmon and Trout Farming publié par Ellis Horwood.)
C h a p i t r e 1 0 LES PO I SSONS B . M c C a r t o n
Stades de maturité sexuelle
I. IMMATURE
Jeunes individus qui n’ont pas encore eu d’activité reproductrice. Les gonades sont de très petite taille.
II. STADE LATENT
Les œufs et le sperme n’ont pas encore commencé leur développement, gonades de très petite taille, œufs non visibles
à l’oeil nu.
III. MATURATION
Les œufs sont visibles à l’oeil nu, augmentation très rapide du poids des gonades, la couleur des testicules passe du
transparent au rose pâle.
IV. MATURITÉ
Les œufs ou le sperme sont mûrs, les gonades ont atteint leur poids maximum, mais les œufs et le sperme ne s’écoulent
pas encore quand une légère pression est appliquée sur le ventre.
V. REPRODUCTION
Les œufs ou le sperme sont expulsés quand une très légère pression est appliquée sur le ventre, le poids des gonades
décroît rapidement entre le début et la fin du frai.
VI. POST-FRAI
Les œufs ou le sperme ont été expulsés, l’appareil génital est enflammé, les gonades présentent une apparence de sacs
dégonflés. Les ovaires contiennent habituellement quelques oeufs et les testicules un peu de sperme résiduel.
VII. STADE LATENT
Les œufs ou le sperme ont été expulsés. L’inflammation autour des organes génitaux s’est atténuée. Les gonades sont de
très petite taille et les oeufs ne sont pas discernables à l’oeil nu.
(D’après Nikolsky, 1963)
CONSEILS
Les gonades des poissons qui ont été congelés ne sont visibles qu’à partir du stade IV ouV.
C h a p i t r e 1 0 LES PO I SSONS B . M c C a r t o n
Analyse de la fécondité
À RETENIR
ÉQUIPEMENT: Matériel de dissection (ciseaux, pinces, aiguilles avec manche), loupe, carnet de notes,
crayons, récipients en verre, solutions de conservation, feutre marqueur indélébile, carton pour les
étiquettes, balance analytique, papier filtre, entonnoir.
Préparer les solutions de conservation avant de disséquer le poisson.
Méthode
• Lors de l’observation du sexe et des gonades,conserver les œufs des femelles matures (stades III et IV,voir fiche méthodologique
sur l’étude des gonades) pour l’analyse de la fécondité.
• Retirer avec soin les ovaires entiers pour les peser. Le rapport du poids corporel du poisson avec le poids des ovaires permet
d’évaluer assez précisément la maturité.
• Placer les ovaires dans un récipient en verre suffisamment grand pour contenir les œufs et la même quantité de solution de
conservation.
• Verser la solution de conservation, ajouter une étiquette (écrite au crayon) et mélanger soigneusement. Couper
longitudinalement les ovaires avant de les retourner pour que la solution pénètre autour de tous les œufs.Agiter vigoureusement
le récipient pour faciliter la conservation et séparer les œufs du tissu ovarien.
• Une fois la conservation des œufs assurée (après 24 h au moins), vider la solution de conservation en la laissant se décanter puis
en la remplaçant par de l’eau.Agiter. Répéter cette opération plusieurs fois.
• Il est préférable d’effectuer un sous-échantillonnage pour le comptage des œufs, plutôt que de les compter tous, surtout si leur
nombre dépasse le millier. Il est recommandé de mettre en application des méthodes de sous-échantillonnage pondéral ou
volumétrique. Le sous-échantillonnage pondéral est décrit ci-dessous.
• Verser les œufs lavés sur un papier filtre placé dans un entonnoir. Enlever l’humidité en excès à l’aide de papier buvard. Sécher
les œufs à l’air sur le papier filtre avec les bords relevés.
• Quand il est possible de déplacer les œufs sans entraîner le papier, peser tous les œufs sur la balance analytique. Peser alors au
moins deux sous-échantillons d’au moins 200 œufs pris au hasard. L’estimation de la fécondité s’obtient en multipliant le nombre
d’œufs dans le sous-échantillon par le rapport du poids total/poids du sous-échantillon.Calculer les moyennes à partir des sous-
échantillons.
CONSEILS
Les ovaires durcissent s’ils sont laissés trop longtemps dans le formol. Il devient alors difficile de séparer les œufs du
tissu ovarien pour effectuer le comptage.
C h a p i t r e 1 0 LES PO I SSONS B . M c C a r t o n
Analyse du contenu stomacal
À RETENIR
ÉQUIPEMENT:Matériel de dissection (ciseaux, pinces, aiguilles avec manche), loupes, carnet de notes,
crayons, récipients en verre, solutions de conservation, feutre marqueur indélébile, carton pour les
étiquettes, boîte de Pétri, microscope, papier, entonnoir.
Méthode
• Lors de la dissection du poisson, faire une entaille de la mâchoire à l’anus pour localiser le début de l’œsophage. Pratiquer une
incision au-dessus de l’ouverture supérieure de l’estomac et une incision sous l’ouverture postérieure de l’estomac. Mettre
l’estomac dans le formol. Si l’estomac est de grande taille, il est conseillé de l’ouvrir pour permettre à la solution de conservation
de bien pénétrer à l’intérieur.Agiter et mettre une étiquette en carton dans chaque récipient détaillant le site, la date, la méthode
de capture et le numéro de code du poisson.
• Une fois la conservation du contenu stomacal assuré (après 5 jours au moins), procéder à l’identification des éléments.
• Laver le contenu et enlever le tissu stomacal. Placer le contenu stomacal dans une boîte de Pétri et identifier les débris
alimentaires de grande taille à l’aide d’un microscope.Un microscope de plus fort grossissement sera nécessaire pour les petits
éléments.
• La séparation grossière des débris alimentaires en groupes est possible,mais il est nécessaire de demander l’aide d’un spécialiste
pour une identification détaillée.
• Noter le nombre d’organismes de chaque groupe. La fréquence d’occurrence est le nombre d’échantillons d’estomacs dans
lesquels se trouve au moins un débri alimentaire donné, exprimé en pourcentage de tous les estomacs non vides examinés
• L’autre méthode d’expression du contenu stomacal est le nombre de débris alimentaires d’un type/groupe donné, trouvé chez
tous les spécimens examinés, exprimé en pourcentage de la totalité des débris alimentaires trouvés. Ce qui permet d’estimer
l’abondance relative de l’aliment en question dans le régime du poisson, soit la composition en pourcentage du nombre.
Cette méthode est basée sur une analyse numérique. Il est également possible d’effectuer des analyses volumétriques ou pondérales.
CONSEILS
Le contenu d’estomacs ayant séjourné dans le formol pendant plus d’un an devient difficile à séparer et à identifier.
Les petits éléments risquent également de se décomposer.
C h a p i t r e 1 0 LES PO I SSONS B . M c C a r t o n
Estimation de l’âge par prélèvement des écailles, des
otolithes et des épines
À RETENIR
ÉQUIPEMENT: Pinces, aiguilles à manche, loupes à main, carnet de notes, crayons, enveloppes, feutre
marqueur indélébile.
S’il n’est pas nécessaire d’effectuer l’analyse de croissance sur tous les poissons de l’échantillon,
constituer un sous-échantillon représentatif de la prise. Pour effectuer les estimations de l’âge, il est
conseillé de prélever chaque mois 200 poissons de chaque espèce sur chaque site.
Méthode
• Enlever les écailles à l’aide des pinces, en prenant garde de ne pas les égratigner. Prélever 5 écailles, ainsi que l’écaille clé
(normalement utilisée pour déterminer l’espèce).Apposer une marque sur la partie postérieure de cette dernière à l’aide du
feutre marqueur indélébile.
• Retirer toute trace de peau, puis sécher et ranger les écailles dans des enveloppes étiquetées. Les informations portées sur
l’enveloppe doivent mentionner le site, la date, la méthode d’échantillonnage, l’espèce, le numéro de code du poisson, sa longueur
standard et son poids (s’il arrivait que le carnet de notes soit séparé des écailles).
• Les otolithes existent même chez les poissons sans écailles, ils ont comme avantage, comparativement aux autres parties
osseuses, de présenter des cercles de croissance journaliers. Ils permettent ainsi de déterminer l’âge de poissons de moins d’un
an. La position des otolithes diffère en fonction de l’espèce, la dissection de la tête du poisson sera alors différente (voir schéma
au verso).
Position de l’écaille de détermination
• Sécher et ranger les otolithes dans des enveloppes. Étiqueter comme pour les écailles.
• Prélever également les vertèbres et les épines des poissons pour en déterminer l’âge.Cette méthode est également adaptée aux
poissons sans écailles, comme les poissons-chats. Prélever sur chaque poisson les mêmes vertèbres et les mêmes épines, par
exemple, les quatre premières vertèbres à partir de la tête ou les deux épines pectorales.
C h a p i t r e 1 0 LES PO I SSONS B . M c C a r t o n
Position des incisions permettant de localiser les otolithes en fonction de la forme de Inciser
la tête du poisson
Inciser Inciser
• Retirer les tissus et la peau des parties osseuses pour les ranger dans des enveloppes étiquetées comme précédemment.
• Le prélèvement des otolithes, des épines et des vertèbres pour effectuer la détermination de l’âge du poisson doit être effectuée
par des personnes spécialement formées.
CONSEILS
Si l’évaluation de la croissance et de la mortalité est effectuée peu après l’échantillonnage, il est possible de vérifier
si un échantillon représentatif de la population a bien été obtenu. Si un nombre insuffisant de représentants d’une
espèce a été prélevé ou si la distribution de taille et d’âge est biaisée, il est possible de corriger en conséquence le
programme d’échantillonnage.
C h a p i t r e 1 0 LES PO I SSONS B . M c C a r t o n
Conservation des poissons pour identification et
constitution d’une collection de référence
À RETENIR
ÉQUIPEMENT: Matériel de dissection (ciseaux, pinces, aiguilles avec manche), loupe, récipients en
verre, formol, carnet de notes, crayons, feutre marqueur indélébile, carton pour les étiquettes, ficelle
fine.
Sélectionner les poissons en bon état (des écailles manquantes et des nageoires endommagées
empêchent une identification correcte).
Méthode
• Pratiquer dans tous les spécimens une fente allant du menton à l’anus pour permettre au formol de pénétrer dans le corps.
• Sur les plus gros spécimens,pratiquer de petites entailles dans le tissu musculaire pour faire pénétrer la solution de conservation.
Il est conseillé de pratiquer ces entailles de l’intérieur, soit de la cavité abdominale vers l’extérieur du poisson. La conservation
des tissus de plus de 2 cm d’épaisseur n’est pas assez rapide pour assurer le maintien en bon état des spécimens.
• Placer le spécimen dans un récipient de verre, recouvrir de formol. Si plusieurs spécimens sont stockés dans le même récipient,
faire passer par chaque ouverture branchiale une ficelle fine portant une étiquette en carton. Les étiquettes doivent mentionner
les informations relatives au site, la date, la méthode d’échantillonnage, l’espèce (si elle est connue), le numéro de code du poisson,
sa longueur standard et son poids.
• Les spécimens utilisés pour l’identification seront transférés au bout de 5 jours dans un récipient contenant de l’éthanol à 70 %.
Cette précaution permet au taxonomiste de travailler sans danger. L’éthanol est plus facile à obtenir que le formaldéhyde dans
les pays en développement.De plus, la conservation à long terme d’une collection de référence est plus appropriée dans l’éthanol.
• Pour la conservation à long terme, il est nécessaire de compléter régulièrement le niveau de solution.
CONSEILS
Il est important de demander l’aide d’un taxonomiste pour l’identification des espèces dès les premières étapes du
programme d’échantillonnage.Ainsi, les analyses de croissance, de mortalité et de fécondité pourront être prévues
sur les espèces les plus importantes, et le prélèvement des organes nécessaires pourra être rationalisé sur ces
espèces clés. Envoyer à un spécialiste les espèces inconnues dans des sacs plastiques permet d’accélérer
l’identification.
C h a p i t r e 1 0 LES PO I SSONS B . M c C a r t o n
Détections visuelles (amphibiens et reptiles)
À RETENIR
ÉQUIPEMENT: Montre ou chronomètre, 2 compteurs manuels, projecteur à large faisceau (de nuit),
sacs en tissu (pour les reptiles vivants), sacs en plastique (pour les anoures vivants), récipient en
aluminium avec bouchon à vis contenant une solution de conservation (formol à 8-10 %:
échantillonnage pour l’analyse de résidus d’insecticide), thermomètre ou psychromètre fronde, carnet
de notes, crayon, guide de terrain.
Sélectionner des ensembles appariés de sites répétés sites dans les zones traitées et non traitées.
Les points de départ des parcours le long d’un transect ou dans une zone déterminée sont choisis au
hasard.
Le comptage des arbres à lézards s’effectue lors de la période de repos des animaux (généralement
pendant les matins ensoleillés, entre 8 h et 12 h).
Méthode
1 Marche aléatoire
• Traçage des transects: Marches aléatoires (transect point à entre les arbres ou
les rochers sur une
point). Par exemple, d’arbre en arbre (le premier ayant été vaste superficie.
choisi au hasard) dans une zone boisée s’étendant sur une Noter la position
vaste superficie (1) ou sur un ensemble de trajets et de du soleil.
directions choisies au hasard à la boussole (2) (sur une
superficie bien délimitée). Circuit de
l’observateur
Transects linéaires: un seul ou plusieurs circuits, formant des
transects parallèles, espacés de 250 m au moins (3). Arbre, rocher,
• etc. dans la
Que le recensement soit mené à une heure précise de la ligne de vision
journée ou lors des 2 à 4 premières heures de la nuit, noter
la date, l’heure exacte de début du recensement, la
température de l’air et la nébulosité en octas (couverture
nuageuse visible sur la voûte céleste divisée en 8 parts
égales, un octa correspondant à 1/8e du ciel).
• Mettre à zéro le compteur manuel. Cet instrument permet
d’enregistrer le nombre d’individus d’une espèce, le nombre
d’arbres, de rochers, etc. en fonction de la niche écologique
sélectionnée et du type de recensement mené.
• Marcher dos au soleil (ou avec le soleil à moins de 90° de
la ligne de vision) afin que, lors de la période de
réchauffement au soleil (en général 2 à 5 h après le lever du
soleil),qu’il soit en plein soleil ou partiellement à l’ombre,un 2 M a r c h e
reptile soit parfaitement visible (ex: dans une forêt claire) à aléatoire
une distance comprise entre 5 et 12 m. sur une
superficie
• Marcher à une vitesse régulière. b i e n
• L’utilisation d’un podomètre permet de consigner la délimitée
distance parcourue si le quadrat ou le transect n’a pas été
mesuré précédemment.
100 m–1 km
Ch a p i t r e 1 1 LES AMPH IB I ENS ET LES REPT I LES M . L a m b e r t
• Pour les enquêtes préliminaires (exploratoires), consigner
l’heure exacte à laquelle les spécimens de chaque espèce Transects linéaires pour les détections visuelles
ont été vus. Noter également la température de l’air et la
couverture nuageuse à des intervalles déterminés (ex:
toutes les 15 minutes).
• Noter le nombre d’animaux observés sur ou à proximité
des rochers, arbres et buissons ou sur le sol nu, en fonction
du type d’espèce et d’habitat. Si l’enquête se déroule avec
plus d’un seul observateur, les participants doivent se tenir
Arbres, buissons ou rochers
éloignés de 10 à 20 mètres les uns des autres, en fonction
de la densité, du type et de la hauteur de la végétation. 250 m
• Noter toutes les informations pouvant avoir une influence Soleil
sur le nombre d’animaux observés: pluie soudaine,
modification de la végétation ou de l’habitat. Un
recensement conjoint sera mené par un autre observateur.
CONSEILS
Effectuer les observations de reptiles quand leur comportement est uniforme, soit pendant la période de
réchauffement au soleil matinale ou lors des 2 à 3 premières heures d’obscurité, après le coucher du soleil.
Avec le soleil dans le dos, l’ombre de l’observateur peut déranger les lézards lors de leur période de réchauffement
au soleil. Le mouvement révèle alors la présence du lézard. De même, la nuit, la lumière dérange les serpents, les
lézards ou les amphibiens.
La durée nécessaire pour recenser un site dépend de la densité de la faune par unité de surface ou de la densité des
abris (ex: nombre d’arbres par unité de surface).
Compter suffisamment d’abris pour obtenir des résultats statistiquement significatifs (ex: un minimum de 25 arbres
occupés).
Les groupes et les espèces d’amphibiens et de reptiles diurnes et nocturnes ne sont pas les mêmes.
L’observation des crocodiles, tortues ou grenouilles (dont les yeux reflètent la lumière la nuit), sur les bords des lacs
ou des cours d’eau, peut s’effectuer d’un bateau. Les distances seront relevées ultérieurement sur la carte.
Pour évaluer le nombre d’animaux écrasés sur les routes (les amphibiens, en particulier les crapauds lors des
migrations et les reptiles traversant les routes de nuit), compter le nombre d’amphibiens et de reptiles morts ou
estropiés sur une portion de route après une durée donnée (ex: 24 h). Noter la température de l’air au coucher du
soleil la veille et les conditions climatiques sur une période donnée depuis le comptage précédent. Ces informations
sont utiles pour les suivis à long terme s’étendant sur plusieurs années. Elles sont également intéressantes si une seule
route traverse un habitat uniforme dont seule une partie a été traitée avec le pesticide: comparer le nombre
d’animaux écrasés par kilomètre sur 5 ou 10 km de route en zone traitée, au nombre trouvé sur 5 ou 10 km de
route en zone non traitée.
Pour les recensements qui ne prennent pas en compte la densité par unité de surface, consigner le nombre de
spécimens observés en fonction du nombre d’abris ou de sites de réchauffement au soleil (ex: arbres). Par exemple,
en forêt claire, compter les arbres et consigner le nombre d’arbres sur lesquels se tiennent des lézards arboricoles
(noter l’espèce). Ce décompte donne la proportion de troncs occupés par les lézards. Le nombre d’abris ou de sites
de réchauffement au soleil (dans ce cas, les arbres) devant être comptés dépend du nombre d’animaux enregistré lors
des recensements; il est fonction de la densité de la forêt et de la taille des arbres. Il peut s’avérer nécessaire de
compter 300 arbres si la proportion d’occupation est faible. En revanche, le nombre total d’arbres disponibles peut
être limité si la densité en arbres et la taille des arbres sont faibles.Avec une forte proportion d’occupation, 50 arbres
peuvent suffire.Noter l’heure exacte de fin du recensement pour obtenir la durée de l’opération et ainsi la fréquence
d’observation (nombre de spécimens vus par unité de temps), surtout lors du comptage d’individus qui sont plusieurs
à occuper un seul arbre.
C h a p i t r e 1 1 LES AMPH IB I ENS ET LES REPT I LES M . L a m b e r t
Échantillonnage par mosaïque d’habitats (amphibiens
et reptiles fouisseurs)
À RETENIR
ÉQUIPEMENT:Table de nombres aléatoires,montre, boussole, compteurs manuels, sacs en tissu (pour
les reptiles vivants), sacs en plastique (pour les anoures vivants), récipient en aluminium avec bouchon
à vis contenant une solution de conservation (formol à 8-10 %: échantillonnage pour l’analyse des
résidus d’insecticide), thermomètre ou psychromètre fronde, carnet de notes, crayon, guide de terrain.
Certaines espèces d’amphibiens (et de reptiles fouisseurs) sont associées à des microhabitats
particuliers formés par de petits ensembles de billes de bois, rochers ou buissons (ou par une seule
souche, un seul rocher, etc.). Chaque microhabitat représente un quadrat distinct. L’échantillonnage
aléatoire des mosaïques d’habitats est particulièrement utile lors de l’inventaire et du suivi d’espèces
vivant dans un microhabitat précis, ainsi que pour effectuer les comparaisons du nombre d’individus et
d’espèces en zone traitée et non traitée par des pesticides.
Méthode
• Définir les parcelles à échantillonner dans la zone 100 m ou 1 km de côté, selon la taille et la densité
contaminée et celle non contaminée. Enregistrer le nombre de la mosaïque
de microhabitats dans chaque zone, ce qui donne la densité
en microhabitats.
• 41
Fixer, dès le commencement, le nombre de microhabitats à 49
1
échantillonner dans chaque zone. Comme pour les 2 3
5 47
quadrats, les données collectées sur 25 à 30 microhabitats 11 4 48
permettent d’effectuer des comparaisons statistiques entre 33 6 36
des zones dont les mosaïques de microhabitats sont 12
37 46
appariées. 14 7 8
13 34
• Numéroter les microhabitats et, à l’aide de la table de 9 10 38
nombres aléatoires, sélectionner les microhabitats à 15 35 45
échantillonner. 16 24 39
• Sélectionner un minimum de 30 microhabitats par zone (ou 17 23
18 21 40
par période d’échantillonnage en case de suivi d’un site). 25
• Examiner le microhabitat (retourner les rochers,séparer les 20 22 26 42
billes de bois, fouiller les buissons), consigner les effectifs de 44
19 28 32
chaque espèce en s’assurant de bien inclure tous les 27
animaux associés au microhabitat donné. Noter le temps 50 29 30 31 43
mis pour effectuer cette tâche.
• Noter dans un carnet la lNocalisation du microhabitat dans la
zone d’enquête, la date, l’heure de début et l’heure de fin de Microhabitats numérotés: sélection
l’opération, les conditions météorologiques, la température aléatoire de 25 à 30 microhabitats
de l’air et l’humidité relative.
C h a p i t r e 1 1 LES AMPH IB I ENS ET LES REPT I LES M . L a m b e r t
CONSEILS
Cette méthode implique la destruction totale du microhabitat. Pour des raisons de conservation des habitats, elle ne
doit donc être appliquée que dans des microhabitats largement représentés sur une vaste superficie. Les animaux
s’échappant avant leur comptage biaisent la détermination de l’abondance relative des espèces: ils doivent être notés
avant d’effectuer le décompte détaillé et rajoutés au total.
Bien que cela simplifie le traitement statistique, il n’est pas nécessaire d’échantillonner le même nombre de
microhabitats dans chaque zone; de même, les zones ne doivent pas être nécessairement de la même taille.
Cependant, idéalement il est recommandé d’avoir la même densité en microhabitats.
Dans la mesure du possible, un même observateur doit effectuer l’échantillonnage des microhabitats dans les zones
appariées afin de minimiser les erreurs d’échantillonnage entre observateurs.
C h a p i t r e 1 1 LES AMPH IB I ENS ET LES REPT I LES M . L a m b e r t
Recensement des sites de reproduction (amphibiens
et reptiles fouisseurs)
À RETENIR
ÉQUIPEMENT: Montre, thermomètre ou psychromètre fronde, bottes hautes ou cuissardes,
vêtements imperméables, épuisettes à long manche, lampes frontales et piles de rechange (de nuit),
sacs en plastique (pour les anoures vivants), sacs en tissu (pour les reptiles vivants), récipient en
aluminium avec bouchon à vis contenant une solution de conservation (formol à 8-10 %:
échantillonnage pour l’analyse de résidus d’insecticide), fanions de différentes couleurs pour baliser le
site, fiches signalétiques plastifiées, carnet de notes, crayon, guide de terrain.
Méthode
Cette technique est basée sur le nombre d’individus observés dans un transect, mais elle s’applique spécifiquement aux sites de
reproduction des amphibiens, qui est un phénomène caractéristique de la saison des pluies.
• Sélectionner au hasard la zone de recensement dans des sites appariés de la zone traitée avec un pesticide et de celle non traitée
en fonction des lieux de reproduction des amphibiens. Consigner les caractéristiques des habitats (mare, cours d’eau, lac, etc.).
• Sélectionner les lieux dans un ordre aléatoire et effectuer de 6 à 9 recensements pendant la saison des amours, chaque
observation se déroulant dans 2 à 5 transects d’1 km (pour des densités d’1 à 5 espèces ha-1).
• Pour les observations de jour, noter la position du soleil par rapport à celle des animaux dans l’eau ou en train de se réchauffer
au soleil sur la berge.
• Détections visuelles:
- Marcher le long de la berge à vitesse régulière (utiliser un podomètre pour enregistrer les distances parcourues si le transect
n’a pas été mesuré) et noter les espèces, le nombre d’individus, leur position et l’heure de la rencontre pour chaque anoure vu
ou entendu (la nuit).
- Si l’observation s’effectue d’un bateau, mesurer ultérieurement, sur une carte à l’échelle, la distance parcourue le long de la
berge du lac ou du cours d’eau (voir la méthode des transects le long des berges dans la fiche méthodologique « Détections
visuelles »).
• Pour les amphibiens chanteurs, sélectionner un ensemble de transects successifs d’1 km le long de la berge.Les transects doivent
être suffisamment éloignés pour éviter de confondre les chants. La distance d’écartement sera également plus grande pour les
espèces au chant puissant. Il est nécessaire de déterminer la distance minimale à laquelle le chant de chaque espèce ne peut plus
être clairement perçu (de 100 à 500 m environ): établir la moyenne et l’écart type sur six distances mesurées pour chaque
espèce.De nuit, noter le nombre d’appels pendant les 2 à 3 premières heures d’obscurité.Comme pour les détections visuelles
(voir fiche méthodologique), noter les espèces et le nombre d’individus, l’habitat ou le microhabitat, la position et l’heure de la
rencontre pour chaque anoure vu ou pour chaque chant entendu dans un chœur.
• Pour les espèces ne pouvant être identifiées,prélever des spécimens témoins:détecter visuellement la position de l’animal le jour
ou en fonction de leur chant la nuit, puis attraper un individu à la main ou à l’aide d’un filet, sur la berge ou dans l’eau, près de la
rive. Le recensement cesse quand il n’y a plus d’espèces nouvelles à consigner.Noter la durée de l’observation.
• À la fin des recensements, noter l’heure exacte, la température de l’air et la nébulosité en octas (couverture nuageuse visible sur
la voûte céleste divisée en 8 parts égales,un octa correspondant à 1/8e du ciel), ainsi que les conditions météorologiques pouvant
avoir une influence sur la détection des animaux le jour ou leur chant la nuit (ex: pluies torrentielles de l’après-midi).
CONSEILS
Pour les amphibiens dont les habitats sont linéaires (ex: berges de mares et de lacs, le long des cours d’eau) et qui
sont comptés à partir des individus émettant un chant, il n’est pas besoin de calculer la distance à laquelle ils ont été
détectés: la densité en mâles chanteurs (la proportion de mâles/femelles ayant été précédemment déterminée) est
calculée en individus par kilomètre linéaire d’habitat.
La durée de l’observation d’un site dépend des niveaux de population et de la densité des refuges.
L’activité des amphibiens (et des reptiles) varie en fonction du jour ou de la nuit et selon la saison, en raison des
différences de pluviométrie et de températures.
Pour estimer la taille d’une population d’anoures femelles, consigner les pontes (nombre de pontes annuelles lors de
la saison de reproduction dans un cours d’eau ou une mare donnés): compter les pontes en amas (grenouilles) ou
en cordons (crapauds) le long des berges en donnant la catégorie de taille ou de longueur (le nombre d’œufs dans
les pontes rend leur comptage difficile et, de plus, un bon nombre d’entre eux n’est pas fertile). La moyenne et l’écart
type du nombre d’œufs dans un nombre statistiquement adéquat d’amas ou de cordons (ex: six) auront été
préalablement déterminés.
C h a p i t r e 1 1 LES AMPH IB I ENS ET LES REPT I LES M . L a m b e r t
Inventaire complet des espèces (amphibiens et
reptiles)
À RETENIR
ÉQUIPEMENT:Sacs en tissu (pour les reptiles vivants), sacs en plastique (pour les amphibiens vivants),
récipient en aluminium avec bouchon à vis contenant une solution de conservation (formol à 8-10 %:
échantillonnage pour l’analyse de résidus d’insecticide), projecteur à large faisceau (de nuit),machette,
râteau, canne avec nœud et corde coulante pour capturer les serpents, podomètre, boussole, altimètre,
carnet de notes, crayon, guide de terrain.
Il est plus aisé de procéder à l’inventaire de jour, mais les amphibiens et certaines espèces de lézards
et de serpents sont plus faciles à observer lors de leurs activités nocturnes. Il est donc nécessaire de
conduire des recensements de jour et de nuit.
DÉTECTIONVISUELLE – pour la plupart des reptiles et certaines espèces d’amphibiens
Méthode
• Consigner les caractéristiques de l’habitat (forêt claire, prairie, marais, habitat fluvial, forêt pluviale primaire, etc.).
• Pour les recensements de jour comme de nuit, noter la date, l’heure exacte de démarrage de l’enquête, la température de l’air
et la nébulosité en octas (couverture nuageuse visible sur la voûte céleste divisée en 8 parts égales, un octa correspondant à
1/8e du ciel).
• Pour les recensements de jour, marcher dos au soleil (ou avec le soleil à moins de 90° de la ligne de vision) afin que, lors de la
période de réchauffement au soleil (en général 2 à 5 h après le lever du soleil), les animaux soient parfaitement visibles à une
distance comprise entre 5 et 12 m.
• Traverser l’habitat en question à une vitesse régulière, en consignant le nombre d’animaux observés sur ou à proximité des
rochers, arbres et buissons ou sur le sol nu. Cette enquête nécessite plusieurs observateurs espacés de 10 à 20 mètres, en
fonction de la densité, du type et de la hauteur de la végétation. La superficie parcourue ou la durée nécessaire pour parcourir
le site dépend du nombre d’animaux observés par rapport à la hauteur de la végétation, ainsi que de la qualité et de l’abondance
du couvert végétal.
• Noter l’heure exacte à laquelle chaque individu est observé. Noter son comportement (ex: réchauffement au soleil, chasse,
accouplement, etc.).
• Un podomètre permet de mesurer la distance parcourue. Il est également possible de compter le nombre de pas effectués, soit
en considérant que chaque pas fait approximativement 1 m, soit en effectuant un étalonnage en comptant le nombre moyen de
pas nécessaires pour parcourir une distance de 100 ou 1000 m.
OBSERVATION DES MICROHABITATS – pour de nombreuses espèces d’amphibiens et certaines espèces de reptiles,
particulièrement les reptiles fouisseurs (voir fiche méthodologique Échantillonnage des microhabitats par blocs de quadrats et de
transects)
Méthode
• Les investigations en forêt claire comprenant des habitats variés imposent de retourner les rochers (zones rocheuses),de ratisser
les litières de feuilles (forêts avec différentes couches de litières de feuilles),de sonder les trous et les crevasses à l’aide de bâtons
(tas de pierres et arbres creux), de fendre de vieilles souches pourrissantes (troncs d’arbres morts en forêt), de retirer les
épiphytes (vivant fixés sur d’autres arbres), etc. La superficie parcourue et la durée nécessaire pour examiner le site dépendent
du nombre d’animaux observés,de la qualité et de l’abondance du couvert végétal et du nombre d’observateurs. L’examen cesse
quand il n’y a plus d’espèces nouvelles à consigner.
• Prélever des spécimens témoins des espèces n’ayant pas pu être identifiées.
• Noter toutes les informations pouvant avoir une influence sur la présence des animaux (ex: pluies soudaines, modification de
l’habitat ou changement de la végétation, temps exceptionnellement sec/humide ou froid/chaud pour la saison).
C h a p i t r e 1 1 LES AMPH IB I ENS ET LES REPT I LES M . L a m b e r t
CONSEILS
Avec le soleil dans le dos, l’ombre de l’observateur dérange les lézards lors de leur période de réchauffement au
soleil. Le mouvement révèle alors la présence du lézard.
La durée nécessaire pour parcourir un site dépend de la densité des refuges (ex: arbres) ou des animaux. Une durée
plus longue ou une superficie plus réduite pourront être nécessaires dans les forêts denses ou pour des microhabitats
dans une végétation de couvert épais.
L’activité des amphibiens et des reptiles diffère en fonction du jour ou de la nuit, selon qu’il s’agit d’espèces diurnes
ou nocturnes. La plupart des amphibiens ne sont actifs que lors de la saison des pluies, certains reptiles estivent lors
de la saison sèche et chaude, d’autres hibernent pendant les mois d’hiver. Les recensements et recherches menés sur
des microhabitats en vue de dresser des inventaires exhaustifs d’espèces doivent donc se dérouler tout au long de
l’année et consécutivement pendant plusieurs mois.
C h a p t e r 1 1 LES AMPH IB I ENS ET LES REPT I LES M . L a m b e r t
Échantillonnage des microhabitats par blocs de
quadrats et de transects (amphibiens et certains
reptiles)
À RETENIR
ÉQUIPEMENT:Table de nombres aléatoires, quadrats: carte du site d’échantillonnage, mètre pliant,
ficelle pour délimiter des carrés de 8 m de côté et 4 piquets, segments de transects, chaîne d’arpenteur
de 100 m, ficelle, piquets, fanions pour baliser les transects,montre, boussole, compteurs manuels, sacs
en tissu (pour les reptiles vivants), sacs en plastique (pour les anoures vivants), récipient en aluminium
avec bouchon à vis contenant une solution de conservation (formol à 8-10 %: échantillonnage pour
l’analyse de résidus d’insecticide), thermomètre ou psychromètre fronde, carnet de notes, crayon,
guide de terrain.
BLOCS DE QUADRATS
Méthode
• Représenter la zone d’intérêt sous forme d’une grille rectangulaire divisée en quadrats numérotés, ex: 100 x 100 m (1 ha)
divisée en blocs de 1 m2 ou 1000 x 1000 m (1 km2) divisée en blocs de 10 m2.
• Localiser des quadrats à échantillonner dans la grille à l’aide d’une table de nombres aléatoires. Limiter au maximum les
déviations dues à la topographie locale.
• Pour une population dense comprenant une seule espèce de petite taille comptant environ 3 individus/m-2, sélectionner
des quadrats de 1 x 1 m (échantillon ponctuel). Pour des populations d’amphibiens (et de reptiles fouisseurs) de plus
grande taille, comprenant plusieurs espèces dont la dispersion est plus large, sélectionner des quadrats de 8 x 8 m
(échantillon large).
• Fixer, dès le commencement, le nombre de quadrats à échantillonner: les données obtenues sur 25 à 30 quadrats
permettent d’effectuer des comparaisons statistiques entre les zones.
• Choisir l’emplacement d’un quadrat à partir des carrés numérotés sur l’axe horizontal et l’axe vertical en utilisant
respectivement le premier et le second chiffre d’un nombre aléatoire à 3 chiffres, puis poser un cadre de 1 x 1 m ou
délimiter un quadrat de 8 x 8 m à l’aide de piquets et de ficelle.
BLOCS DE TRANSECTS
Méthode
Cercles de
• Délimiter à l’aide de ficelle une ligne de départ de concentrations
décroissantes
longueur appropriée (ex: 500 m). Échantillonnage par 
blocs de transects:
• Baliser la ligne à des intervalles constants (ex: tous les disposition en rayons
10 m) à l’aide de fanions de plastique de couleurs 10 ppm
vives.
• À l’aide d’une table de nombres aléatoires, délimiter,
sur une zone d’étude présentant un gradient, 25 à 30 100 ppm
transects parallèles (ou 8 transects rayonnants) de
100 m de long sur 2 m de large, espacés de 1 à 10 m
et s’étendant perpendiculairement à la ligne de
départ. 1000 ppm
10 20 30 40 50 60 70 80 90 100m
• Diviser chaque transect en 100 subdivisions de 1 x 2 Point de Transect subdivisé
m. déversement en blocs de 1 m.
du pesticide Sélection aléatoire
• Fixer, dès le commencement, le nombre de blocs de de 25 à 30 blocs.
transects à échantillonner: 10 subdivisions par
transect permettent d’obtenir 250 à 300 blocs.
• Pour obtenir 250 à 300 blocs, utiliser des nombres
aléatoires de 1 à 100 pour sélectionner
l’emplacement de 10 blocs parmi ceux numérotés le
long de chaque transect de 100 m. Limiter au
maximum les déviations dues à la topographie locale.
2 m
• Délimiter transversalement les blocs à l’aide de
ficelle.
C h a p i t r e 1 1 LES AMPH IB I ENS ET LES REPT I LES M . L a m b e r t
INSPECTION DES BLOCS DE LITIÈRE
Ligne de
• Retirer la litière sur 30 cm à l’extérieur du bloc de départ Échantillonnage par blocs de transects: transects
quadrat ou de transect (pour voir les animaux qui parallèles sur une zone (ex: gradient d’application
s’échappent) et, en progressant du bord vers le d'un pesticide)
0
centre du bloc, retirer la litière et le couvert en
bandes parallèles jusqu’à couvrir la superficie totale. 1
Noter le temps mis pour effectuer cette tâche. Transect de 2 m de large
2
• Consigner le nombre d’espèces rencontrées.
• Noter dans un carnet l’emplacement du quadrat 3 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 m
dans la grille ou du segment le long du transect et 4 Subdivisions de 1 m: sélection aléatoire de 25 à
consigner la date, l’heure de début et de fin de 30 blocs de 1 m le long du transect de 100 m
l’échantillonnage, les conditions météorologiques, la 5
température de l’air et l’humidité relative, le type de Transect No. 2
végétation, l’aspect (la pente), la canopée, ainsi que 6
le couvert végétal, de litière, de cailloux et de 7 Écart entre deux transects (multiple de 10
souches. m) choisi au hasard le long de la ligne de
8 départ.
Repères Transect No. 3
tous les 9
10 m
10
Transect No. 4
11
12
Six transects de plus pour
13 constituer un total de 10
transects
14
15
Etc. ex:
50 m
CONSEILS
Sélectionner des quadrats de 8 x 8 m pour l’échantillonnage large, plutôt que de 10 x 10 m, car des quadrats de 25
x 25 pieds ont déjà été utilisés dans des études comparables.
La ligne de départ des transects n’est pas nécessairement droite, elle peut encercler une zone de déversement
accidentel de pesticide ou suivre une courbe de niveau surplombant une vallée.
Au lieu de tracer un long transect puis de le diviser en 100 unités, tracer des transects plus courts, chaque section
étant alors échantillonnée sur toute sa longueur. Des transects plus courts, de 25 à 30 m, procurent des données
statistiquement utilisables lors de comparaisons statistiques entre zones.
Il est également possible de choisir des distances fixes (ex: 10 m), soit le long de la ligne de départ, soit le long des
transects, mais pas les deux.
Lorsque certains obstacles, tels que les arbres tombés ou les rochers, obstruent un bloc, noter “zéro animal” dans le
quadrat; dans le cas d’un bloc de transect, prévoir de déplacer le bloc de 10 ou 15 m le long du transect.
C h a p i t r e 1 1 LES AMPH IB I ENS ET LES REPT I LES M . L a m b e r t
Échantillonnage quantitatif de larves d’amphibien
(et de reptiles aquatiques) – Pêche à la senne
À RETENIR
ÉQUIPEMENT: Épervier, en général de 3 à 4 m long et de 1 à 1,5 m de large avec une taille de maille
de 1,5 à 7 mm (il est possible d’utiliser une senne de plus grande taille – 13 à 14 m de long sur 2 m de
large, mailles de 7 à 13 mm), plombs pour lester la ralingue inférieure, flotteurs pour la ralingue
supérieure, perche de bois de 2,5 cm d’épaisseur attachée à la ralingue supérieure, bottes, montre,
thermomètre pour prendre la température de l’eau, lampe frontale (de nuit), sacs en tissu (pour les
reptiles vivants), sacs en plastique (pour les amphibiens vivants), récipient en aluminium avec bouchon
à vis contenant une solution de conservation (formol à 8-10 %: échantillonnage pour l’analyse de
résidus d’insecticide), carnet de notes, crayon, guide de terrain, fiche méthodologique Pêche à la senne,
chapitre 10 (Poissons).
Méthode
• Noter l’heure exacte du début des observations, la
température de l’air et de l’eau, les phases de la lune (par Terre
temps clair) et la nébulosité en octas (couverture nuageuse
visible sur la voûte céleste divisée en 8 parts égales, un octa
correspondant à 1/8e du ciel).
• Haler lentement la senne dans l’eau, d’une rive à l’autre, en
attendant quelques minutes entre chaque passage de senne Senne
(pour de plus amples informations, consulter le chapitre 10:
fiche méthodologique “Pêche à la senne”)
• Noter le nombre d’individus par espèce et par mètre carré
de fond échantillonné, c’est-à-dire la distance parcourue
multipliée par la largeur de la senne. Eau
• Continuer la capture de spécimens tant que la senne ramène
de nouvelles espèces (un lancer peut suffire dans de petites
mares, contre plusieurs sur les berges d’un lac).
• À la fin de l’opération, consigner l’heure exacte, la température de l’air, la luminosité (ensoleillé ou couvert) ou les conditions de
nuit (sec, pluvieux ou nuageux).
• Noter toutes les informations pouvant avoir une influence sur les effectifs enregistrés (ex: pluies soudaines ou brusque baisse
des températures).
CONSEILS
Les animaux aquatiques capturés sont principalement des anoures et, parfois, des tortues d’eau douce. Remettre les
espèces dans leur habitat après identification. La senne ramène aussi des poissons qu’il faut remettre à l’eau. Le
nombre d’individus dépend fortement des conditions météorologiques, et particulièrement de la pluviométrie. Il n’est
parfois pas besoin d’utiliser une senne pour un simple suivi du nombre d’espèces, particulièrement de nuit où il est
possible de voir de nombreuses espèces dont les yeux reflètent la lumière d’un projecteur à large faisceau.
C h a p i t r e 1 1 LES AMPH IB I ENS ET LES REPT I LES M . L a m b e r t
Échantillonnage quantitatif de larves d’amphibiens
(et de reptiles aquatiques) – Pêche à l’épuisette
À RETENIR
ÉQUIPEMENT: Petite épuisette de 10 cm de large à cadre flexible (ou tamis à mailles métalliques ou
passoire de cuisine avec un manche), bottes, montre, thermomètre pour prendre la température de
l’eau, lampe frontale (de nuit), sacs en tissu (pour les reptiles vivants), sacs en plastique (pour les
amphibiens vivants), récipient en aluminium avec bouchon à vis contenant une solution de
conservation (formol à 8-10 %: échantillonnage pour l’analyse de résidus d’insecticide), carnet de notes,
crayon, guide de terrain.
Méthode
• Plonger dans l’eau une petite épuisette en la tenant par le manche, puis effectuer de larges mouvements de balayage. Un tel
mouvement représente un « balayage standard ». Consigner le nombre d’individus de chaque espèce obtenu lors de chaque
balayage.
• Consigner le nombre d’individus de chaque espèce capturé par rapport au nombre de balayages standard effectués. Il est
également possible de déterminer le nombre de balayages par heure, sur une période de temps donné.Ce chiffre pouvant varier
de 20 à 50, le nombre moyen par heure doit donc être normalisé.
• Noter l’heure exacte du début du prélèvement, la température de l’air et de l’eau, les phases de la lune (par temps clair) et la
nébulosité en octas (couverture nuageuse visible sur la voûte céleste divisée en 8 parts égales, un octa correspondant à 1/8e du
ciel).
• Pour les larves d’amphibiens (têtards), estimer le volume d’eau échantillonné par balayage (ouverture de l’épuisette multipliée
par l’amplitude du balayage) pour déterminer la densité volumique.
• Continuer la capture de spécimens tant que l’épuisette ramène de nouvelles espèces.Modifier à chaque fois le trajet du balayage
ou avancer sur la berge tous les 5 à 10 balayages.
• Échantillonner tous les microhabitats d’une mare à l’aide de l’épuisette.
• À la fin de l’opération, consigner l’heure exacte, la température de l’air, la luminosité (ensoleillé ou couvert) ou les conditions de
nuit (sec, pluvieux ou nuageux).
• Noter toutes les informations pouvant avoir une influence sur les effectifs enregistrés (ex: pluies soudaines ou brusque baisse
des températures).
CONSEILS
Les espèces aquatiques rencontrées sont principalement des larves d’amphibiens.
Remettre à l’eau les poissons pris par inadvertance.
Les effectifs capturés dépendent de leur densité volumique.
Les effectifs dépendent fortement des conditions météorologiques, particulièrement de la pluviométrie, ainsi que de
la période (jour ou nuit).
C h a p i t r e 1 1 LES AMPH IB I ENS ET LES REPT I LES M . L a m b e r t
Échantillonnage quantitatif de larves d’amphibiens
(et de reptiles aquatiques) – Utilisation de pièges
À RETENIR
ÉQUIPEMENT:Pièges cylindriques (ex: 0,5 m de long sur 0,3 m de diamètre ou 25 x 10 cm), entonnoir
tourné vers l’intérieur du piège à une extrémité ou aux deux extrémités,bottes,montre, thermomètre
pour prendre la température de l’eau, lampe frontale (de nuit), sacs en tissu (pour les reptiles vivants),
sacs en plastique (pour les amphibiens vivants), récipient en aluminium avec bouchon à vis contenant
une solution de conservation (formol à 8-10 %: échantillonnage pour l’analyse de résidus d’insecticide),
carnet de notes, crayon, guide de terrain.
Méthode
30 cm
• Les pièges sont construits à partir d’un flacon souple de plastique d’1
litre. Si le piège ne comporte qu’un entonnoir, couper le flacon en
pratiquant une incision circulaire à l’endroit où le flacon se rétrécit
pour former le goulot.Couper le bouchon à vis et retourner la moitié
en entonnoir dans le corps du flacon pour former un piège.Maintenir Piège à ouverture
l’entonnoir en place à l’aide de trombones. Pratiquer des trous dans simple Bouteille ou
le piège pour permettre à l’air de s’évacuer quand le piège est tuyau en
immergé.Enfiler une ficelle portant un nœud à son extrémité dans un plastique
trou pratiqué à environ la moitié de la partie inférieure du piège.
Lorsqu’il est placé dans une mare, le piège est accroché à un piquet
pour éviter qu’il dérive et pour marquer sa position.
• Placer le piège dans une mare et noter l’heure exacte du début des
Piège à ouverture double
observations, la température de l’air et de l’eau, les phases de la lune
(par temps clair) et la nébulosité en octas (couverture nuageuse
visible sur la voûte céleste divisée en 8 parts égales, un octa correspondant à 1/8e du ciel).
• Consigner le nombre d’individus et d’espèces capturés, par exemple, sur des périodes de 6, 12 ou 24 h, en fonction de la densité
des amphibiens et de l’efficacité du piège, qui aura été déterminée auparavant.
• Continuer la capture de spécimens tant que le piège ramène de nouvelles espèces.
• À la fin de l’opération, consigner l’heure exacte, la température de l’air, la luminosité (ensoleillé ou couvert) ou les conditions de
nuit (sec, pluvieux ou nuageux).
• Noter toutes les informations pouvant avoir une influence sur les effectifs enregistrés (ex: pluies soudaines ou brusque baisse
des températures).
CONSEILS
Les amphibiens capturés sont principalement des têtards de grenouilles et de crapauds.
Remettre à l’eau les poissons pris par inadvertance.
Les effectifs capturés dépendent de leur densité.
Les effectifs dépendent fortement des conditions météorologiques, particulièrement de la pluviométrie.
Étalonner le piège en consignant le nombre d’individus capturés dans une enceinte dans laquelle aura été lâché un
nombre connu de têtards.
C h a p i t r e 1 1 LES AMPH IB I ENS ET LES REPT I LES M . L a m b e r t
Généralités
À RETENIR
ÉQUIPEMENT: Planchette à pince avec réserve suffisante de papier blanc et à carreaux, fiches de
relevé, feuilles de plastique (contre la pluie), modèles de silhouettes d’oiseaux (voir fiches 1 à 4 à
photocopier), crayons taillés (HB), canif, gomme, jumelles 8 x 32 ou 10 x 40 de préférence avec
revêtement caoutchouc (et boîtier de protection en cas de pluie), liste des abréviations à utiliser pour
les espèces rencontrées (voir Annexe au chapitre 12, page 242), montre ou chronomètre avec
comptabilisation du temps écoulé, carte de la zone à échantillonner avec détail des emplacements
utiles, guide d’identification des oiseaux, sacs de plastique ou de tissu et étiquettes pour les spécimens
prélevés, alcool (à défaut, alcool à brûler) ou formol à 5 %, seringues, serviettes en papier, insectifuge,
vêtements adaptés, provisions (eau et nourriture), sac à dos pour porter l’équipement.
Méthode
Planifier le protocole d’échantillonnage avant d’aller sur le terrain. Choisir une méthode et s’y tenir pendant
toute l’opération.
• Commencer l’échantillonnage tôt et jusqu’à 9h30 ou commencer en fin d’après-midi après 15h30.
• Étiqueter les sacs d’échantillons dès qu’ils sont utilisés. Si cette tâche est remise à plus tard, l’observateur risque d’oublier
des détails importants.
• Résister à la tentation de dépasser le temps prescrit par le protocole choisi en raison de la présence de nombreux oiseaux.
• N’enregistrer que les genres et espèces identifiés avec certitude ou dont la méthode d’identification permet une utilisation
lors des dénombrements futurs (ex: utilisation des modèles de silhouettes d’oiseaux, fiches 1 à 4).
• En ce qui concerne les groupes d’oiseaux en train de se nourrir, consigner leur présence ou absence par catégorie
d’effectifs (1 à 5, etc.).
• Lors de l’observation de rapaces, chercher les nids en période de nidification: noter la présence ou l’absence de végétation
fraîche dans le nid ou de débris alimentaires sur le sol, sous le nid, pour confirmer son occupation.
• Etre conscient des oiseaux migrateurs rares ou dont le plumage des jeunes peut être confondu avec celui des femelles.
• Lors de l’échantillonnage, prendre des notes de terrain détaillées (soit sur papier, soit enregistrées sur cassettes pour
transcription ultérieure).
• Les spécimens prélevés en vue d’une analyse de résidus de pesticide doivent être étiquetés, conservés (si nécessaire) et
soigneusement emballés.
• Ne pas oublier de noter toute information importante sur la végétation; signaler toute condition météorologique
inhabituelle ou dépassement d’horaire lors des observations.
Astuce: Ne jamais se fier à sa mémoire pour consigner les données de terrain, il en résulte toujours confusion et oublis. Écrire les
informations ou utiliser un magnétophone (ne pas oublier de vérifier les piles et apporter des piles de rechange).
CONSEILS
Baliser les sites/quadrats/transects échantillonnés pour les visites futures, utiliser de la peinture indélébile ou en
bombe si disponible.
Utiliser une technique d’inventaire et une approche sûres et éprouvées.
C h a p i t r e 1 2 LES O I SEAUX R . D o u t hw a i t e e t C . D ew h u r s t
Méthode du point d’écoute
À RETENIR
ÉQUIPEMENT: Jumelles, planchette à pince (avoir sur soi un sac plastique pour protéger la planchette
en cas de pluie), fiches de relevé, copies du document en Annexe A, crayons taillés, gomme, canif,
feuilles de papier vierges pour notes complémentaires, guide de terrain pour l’identification des
oiseaux,montre ou chronomètre.
Vérifier soigneusement tout l’équipement avant de se rendre sur le site.
Lors des recensements préliminaires, identifier et marquer les points d’écoute dans chaque zone.
Numéroter clairement chaque point d’écoute à l’aide de peinture indélébile (sur un rocher, le tronc
d’un arbre ou tout autre élément permanent).
Marquer les routes et les points d’écoute sur une carte (voir figure 1).
Décrire l’habitat (topographie, sol, arbres, buissons et herbacées, terres agricoles, etc.) autour de
chaque point d’écoute.
Préparer et annoter les fiches de relevé.
Méthode
10 6
• Dès l’arrivée sur le site, remplir la première partie de la fiche de 7
relevé: zone d’échantillonnage, date, heure de début, vitesse du
vent et couverture nuageuse en octas (nébulosité visible sur la 9 8
voûte céleste divisée en 8 parts égales, un octa correspondant à 5
1/8e du ciel). Cela permet aux oiseaux de venir se poser.
• Identifier un cercle de 50 m de rayon à partir du point d’écoute
et dénombrer les oiseaux observés ou entendus sur cette surface. 4
Noter les repères utilisés pour délimiter ce cercle.
• Consigner l’heure de début de l’observation. 3
• Déclencher le chronomètre à l’arrivée sur le premier point.
Parcourir lentement le cercle de 50 m de rayon. Ignorer les
oiseaux aperçus au-delà de cette limite de 50 m, mais compter
tout oiseau entendu dans cette zone (voir figure 2). 2
e R
u
Riv
ièr• Consigner le nombre de TOUTES les espèces présentant un
intérêt observées ou entendues pendant une période donnée (3 à
10 min). 1
• Si la zone de comptage comporte un groupe d’oiseaux d’espèces
présentant un intérêt particulier, prolonger la période de 1 Carte des routes et des points d’écoute
comptage jusqu’à 10 minutes maximum, si nécessaire, pour
permettre leur dénombrement. Consigner la durée
supplémentaire.
• Si un vol d’oiseaux est entendu, mais sans être vu, noter la
présence du vol en question sur la fiche de relevé par la lettre V.
• Arrêter l’observation à la fin de la période déterminée par le
protocole.
• Noter l’heure de fin de chaque comptage.
• Une fois le premier comptage terminé, se rendre (à pied ou en
voiture) au point suivant et répéter la procédure.
• S’assurer de la lisibilité des données dès le retour au bureau, tant
que les observations sont encore en mémoire. 50 m
2 Point d’écoute dans un cercle de 50 m
de rayon
Ch a p i t r e 1 2 LES O I SEAUX R . D o u t hw a i t e e t C . D ew h u r s t
bahet
CONSEILS
Visiter tous les points d’écoute de la zone d’échantillonnage.
En cas de collecte d’oiseaux morts, prévoir:
• Une seringue de 20 ml pour injecter du formol dans l’abdomen et le crâne des spécimens prélevés.
• Une solution de formol à 5 % dans un récipient étanche (des gants jetables de caoutchouc, si disponibles).
• Plusieurs sacs de polythène solides avec moyens de fermeture (ex: attaches métalliques recouvertes de plastique). Il
est possible de fermer les sacs avec un nœud à leur extrémité s’ils ne doivent pas être réutilisés et s’il y en a
suffisamment.
• Des étiquettes solides en carton blanc et un crayon pour écrire les étiquettes.
Porter des vêtements adaptés aux conditions (de camouflage de préférence). Prendre des provisions, de l’eau et un
insectifuge. Faire connaître votre itinéraire à une tierce personne (indispensable en cas d’accident).
Dans les habitats abritant une forte densité d’oiseaux, il est parfois difficile de savoir si un individu a déjà été compté
ou non. En cas de doute, ne pas compter l’oiseaux.
La durée réelle du comptage dépend de l’habitat et de l’espèce présentant un intérêt. Si le comptage dure trop peu
de temps, les individus sont susceptibles d’être sous-estimés, s’il dure trop longtemps, certains oiseaux peuvent être
comptés deux fois (voire plus).
C h a p i t r e 1 2 LES O I SEAUX R . D o u t hw a i t e e t C . D ew h u r s t
MÉTHODE DU POINT D’ÉCOUTE: FICHE
DE RELEVÉ
Zone de comptage Date Heure de début
Brève description du site Repérage au GPS
Heure de fin
Vitesse du vent Couverture nuageuse Observateur
Point témoin 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10
Espèces
FAIRE DES COPIES DE CETTE FICHE POUR L’UTILISATION DETERRAIN
Ch a p i t r e 1 2 LES O I SEAUX R . D o u t hw a i t e e t C . D ew h u r s t
Dénombrements par transects
À RETENIR
ÉQUIPEMENT: Jumelles, planchette à pince (avoir sur soi un sac plastique pour protéger la planchette
en cas de pluie), fiches de relevé, plan de la zone avec tracé des transects, crayons taillés, gomme, canif,
carnet de notes pour observations complémentaires, guide de terrain pour l’identification des oiseaux,
montre.
Vérifier soigneusement tout l’équipement avant de se rendre sur le site.
Parcourir tous les transects possibles de la zone d’étude (zone traitée et zone non traitée), puis
sélectionner environ 8 km de transects dans la zone devant être traitée et environ 8 km en dehors.
Parcourir ces transects pour les subdiviser en sous-sections approximativement égales et marquer les
limites de ces sous-sections à l’aide de peinture indélébile ou de banderoles en plastique.
Pour assurer une visibilité optimale, choisir des parcours où l’observateur aura le soleil dans le dos lors
des comptages.
Préparer des cartes des zones d’étude indiquant les transects et les subdivisions (noter les repères
permettant d’identifier les délimitations des subdivisions, conserver ces notes).
Méthode
Tt 3
• Le but est de parcourir 4 km de transect pendant la matinée Tt 2
(c’est-à-dire 4 transects de 1000 m en 4 h).
• Dès l’arrivée sur le site, remplir la première partie de la fiche de Tt 1 Zone traitée
relevé: zone d’échantillonnage, date, heure, vitesse du vent et
couverture nuageuse en octas (nébulosité visible sur la voûte Zone tampon
céleste divisée en 8 parts égales, un octa correspondant à 1/8e du Piste
ciel).
• Noter l’heure du début de l’observation.
• Marcher à un rythme régulier le long du transect et ne s’arrêter
que pour identifier et consigner le nombre de toutes les espèces Zone non traitée
présentant un intérêt, vues ou entendues sur la largeur du Tnt 2
transect (ex: 20 m). S’arrêter au bout de chaque sous-section de Tnt 3 Tnt 1
transect et consigner la végétation, la température, etc.
• Noter l’heure à laquelle le comptage se termine. Répartition des transects dans la zone d’étude
• S’assurer de la lisibilité des données dès le retour au laboratoire. Buisson dont l’une des branches porte
un tissu jaune noué, sur lequel le
chiffre V a été marqué au feutre noir.
Piquet planté dans le sol, portant le Piquet
chiffre III écrit à la peinture jaune
Arbre dont le tronc
porte le chiffre II écrit à
la peinture jaune
Termitière
portant le
chiffre I écrit Gros caillou
à la peinture marquant le
jaune point où le
cours d’eau
touche le
bord du
Lit d’un ruisseau transect
asséché ou cours
d’eau selon la saison
Objets ou obstacles naturels délimitant les
sous-sections du transect
C h a p i t r e 1 2 LES O I SEAUX R . D o u t hw a i t e e t C . D ew h u r s t
Ne pas
comptabiliser
Comptabiliser
Comptabiliser
Ne pas comptabiliser
Transect à
parcourir
20 m 100 m
Élargissement du transect dans les
Ne pas herbages ou les écosystèmes
comptabiliser Élargissement du transect dans les agricoles
savanes boisées ou de buissons
CONSEILS
Lors de visites répétées, couvrir, à chaque visite, la même longueur de transect.
En cas de collecte d’oiseaux morts, prévoir:
• Une seringue de 20 ml pour injecter du formol dans l’abdomen et le crâne des spécimens prélevés.
• Une solution de formol à 5 % dans un récipient étanche (des gants jetables de caoutchouc, si disponibles).
• Plusieurs sacs de polythène solides avec moyens de fermeture (ex: attaches métalliques recouvertes de plastique). Il
est possible de fermer les sacs avec un nœud à leur extrémité s’ils ne doivent pas être réutilisés et s’il y en a
suffisamment.
• Des étiquettes solides en carton blanc et un crayon pour écrire les étiquettes.
Porter des vêtements adaptés aux conditions (de camouflage de préférence). Prendre des provisions et de l’eau.
La longueur du transect dépend du type d’habitat. Par exemple:
150 à 400 m dans les habitats fermés (forêt pluviale, broussailles, roseaux, etc.)
250 à 1500 m dans les habitats ouverts (herbages, terres agricoles, savane claire, bois, etc.).
C h a p i t r e 1 2 LES O I SEAUX R . D o u t hw a i t e e t C . D ew h u r s t
DÉNOMBREMENTS PAR TRANSECTS:
FICHE DE RELEVÉ
Zone de comptage Date Heure de début
Brève description du site Repérage au GPS
Heure de fin
Vitesse du vent Couverture nuageuse Observateur
Sous-section 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10
Espèces
FAIRE DES COPIES DE CETTE FICHE POUR L’UTILISATION DETERRAIN
Ch a p i t r e 1 2 LES O I SEAUX R . D o u t hw a i t e e t C . D ew h u r s t
Cartographie des territoires
À RETENIR
ÉQUIPEMENT: Jumelles, planchette à pince avec carte détaillée du site de l’étude (avoir sur soi un sac
plastique pour protéger la planchette en cas de pluie), crayons taillés, gomme, canif,magnétophone et
cassette avec préenregistrement des chants des espèces présentant un intérêt.
Vérifier soigneusement tout l’équipement avant de se rendre sur le site.
En fonction du personnel disponible,procéder à l’observation minutieuse d’1 à 2 parcelles d’étude dans
la zone devant être pulvérisée et d’1 à 2 parcelles similaires à l’extérieur. Les parcelles font de 10 à 20
ha en zones boisées et de 50 à 100 ha dans les herbages ou terres agricoles.
Préparer des cartes précises et détaillées de chaque parcelle d’étude. Les cartes doivent mentionner
les chemins et tous les repères particuliers. Si ces repères sont trop peu nombreux, former, dans la
parcelle d’étude, une grille de piquets numérotés, plantés tous les 50 m. Reporter cette grille sur la
carte.
Établir un code des espèces permettant de symboliser: les noms, l’âge, le sexe, les nids, les
déplacements et toute autre activité à reporter sur la carte (voir Bibby et al., 1992).
• Dès l’arrivée sur le site, porter sur la carte les détails de base caractérisant le site (localité, date, heure et conditions
météorologiques).
• Établir un descriptif des conditions météorologiques, en particulier la vitesse du vent et la nébulosité en octas (couverture
nuageuse visible sur la voûte céleste divisée en 8 parts égales, un octa correspondant à 1/8e du ciel).
• Parcourir lentement la parcelle en notant l’itinéraire parcouru jusqu’à ce que l’une des espèces étudiées soit observée ou
entendue. Marquer la position de l’oiseau et consigner son activité et ses déplacements pendant 3 minutes.
• En présence d’un oiseau chanteur, essayer d’entendre un autre représentant de la même espèce, puis approcher ce second
oiseaux pour établir sa position précise sur la carte. La limite entre les territoires des deux individus passe quelque part
entre les deux points de chant.
• En présence de deux oiseaux qui s’affrontent vocalement ou physiquement, le site marque sans doute une limite
territoriale. Noter ces événements sur la carte.
• En présence d’un oiseau se nourrissant: faire lever l’oiseau, le suivre et noter ses déplacements sur la carte. Il est peu
probable qu’il aille sur un territoire adjacent, mais noter la position des autres représentants de la même espèce lors des
déplacements de l’observateur sur la parcelle.
• Si le temps est compté, focaliser les observations dans les zones où les limites territoriales n’ont pas été confirmées lors
des visites précédentes.
• Répéter la procédure en effectuant une série d’observations après la pulvérisation du pesticide.
C h a p i t r e 1 2 LES O I SEAUX R . D o u t hw a i t e e t C . D ew h u r s t
Exemple de carte établie pour la méthode de cartographie des territoires (Bibby et al., 1992) (d’après Bird Census
Techniques par Bibby CJ, Burgess ND et Hill DA (1992) BritishTrust for Ornithology and Royal Society for the Protection
of Birds, reproduit avec la permission d’Academic Press, Londres)
CONSEILS
La présence d’un assistant permet de surveiller l’oiseau quand l’observateur note les détails sur la carte.
La recherche des nids n’est pas très utile dans la méthode de cartographie des territoires, mais tout nid aperçu doit être
mentionné.
Le nombre de visites requises sur une parcelle d’étude dépend de la durée de l’observation et de l’activité constatée.
En cas de collecte d’oiseaux morts, prévoir:
• Une seringue de 20 ml pour injecter du formol dans l’abdomen et le crâne des spécimens prélevés.
• Une solution de formol à 5 % dans un récipient étanche (des gants jetables de caoutchouc, si disponibles).
• Plusieurs sacs de polythène solides avec moyens de fermeture (ex: attaches métalliques recouvertes de plastique). Il
est possible de fermer les sacs avec un nœud à leur extrémité s’ils ne doivent pas être réutilisés et s’il y en a
suffisamment.
• Des étiquettes solides en carton blanc et un crayon pour écrire les étiquettes.
Porter des vêtements adaptés aux conditions (de camouflage de préférence). Prendre des provisions et de l’eau.
C h a p i t r e 1 2 LES O I SEAUX R . D o u t hw a i t e e t C . D ew h u r s t
Densité des nids
À RETENIR
ÉQUIPEMENT: Carte détaillée (au 1:50 000 ou au 1:5 000, en fonction de l’écartement des nids ou de
la densité de la colonie), jumelles, planchette à pince (avoir sur soi un sac plastique pour protéger la
planchette en cas de pluie), crayons taillés, gomme, canif, carnet de notes pour observations
complémentaires, lampe torche et petit miroir au bout d’un manche coudé pour observer les espèces
nichant dans les troncs d’arbres.
Vérifier soigneusement tout l’équipement avant de se rendre sur le site.
Rechercher soigneusement les sites appropriés dans la zone traitée et celle non traitée: existence
d’espèces présentant un intérêt et conditions écologiques similaires.
Grâce à une observation minutieuse des oiseaux nicheurs, apprendre à reconnaître l’emplacement et
la forme des nids.
Former des assistants de terrain.Vérifier leur fiabilité.
Méthode
• Délimiter chaque jour les zones à échantillonner et préparer une carte mentionnant les détails permettant de repérer les
nids.
• Procéder systématiquement aux recherches dans tous les habitats et sites de nidification possibles. Consigner sur la carte
l’emplacement et le nombre de nids trouvés (si possible, utiliser un GPS).
• Si les nids sont cachés, observer les adultes pour les suivre jusqu’au nid.Ne jamais déranger le nid.
• Examiner très délicatement chaque nid (si l’oiseau est présent, veiller à ne pas le déranger), noter son état et son contenu
dans le carnet:
- ancien: pas de matériaux frais dans la structure;
- récent: présence de matériaux frais;
- utilisé: des fientes fraîches ou des fragments de coquilles d’œufs révèlent une occupation récente du nid.
• Noter le nombre et l’état des œufs ou des poussins:
- œufs frais: œufs tièdes ou si l’oiseau en couvaison s’est levé à l’approche de l’observateur;
- œufs abandonnés: œufs froids ou partiellement recouverts de feuilles, présence de toiles d’araignée à l’entrée du nid;
- poussins vivants: couverts de duvet, présence des gaines de plumes ou plumage parfait;
- poussins morts: couverts de duvet, présence des gaines de plumes ou plumage parfait.
CONSEILS
Les chasseurs locaux savent où trouver les nids et excellent à grimper dans les arbres; ils font ainsi de parfaits
assistants de terrain.
C h a p i t r e 1 2 LES O I SEAUX R . D o u t hw a i t e e t C . D ew h u r s t
Comportement alimentaire et alimentation
À RETENIR
ÉQUIPEMENT: Jumelles, planchette à pince avec fiches de relevé et carte détaillée du site de l’étude
(avoir sur soi un sac plastique pour protéger la planchette en cas de pluie), chronomètre, crayons
taillés, gomme, canif, fioles étiquetées pour stocker les boulettes ou les pelotes pour l’étude de
l’alimentation.
Vérifier soigneusement tout l’équipement avant de se rendre sur le site.
En fonction du personnel disponible, choisir une ou deux zones d’étude où l’espèce recherchée est
commune. Si un seul observateur est disponible, choisir une zone qui sera soumise à la pulvérisation.
Si deux observateurs sont disponibles, choisir une zone similaire hors de la zone traitée.
Lors des visites préliminaires sur le terrain, préparer des schémas détaillés des zones d’étude avec des
grilles de repère. Il est également possible de désigner des sites d’observation dans les zones d’étude,
afin de pouvoir analyser par sous-ensembles toutes les observations faites sur un site.
Méthode
• Au début du recensement, remplir la première partie de la fiche de relevé: localité, date et conditions météorologiques,
particulièrement la vitesse du vent et la couverture nuageuse en octas (nébulosité visible sur la voûte céleste divisée en 8
parts égales, un octa correspondant à 1/8e du ciel).
• Repérer un individu de l’espèce recherchée en train de se nourrir. Noter l’heure et la référence du site sur la fiche de
relevé.
• Démarrer le chronomètre et noter le comportement alimentaire, si possible pendant 10 minutes maximum (nombre de
tentatives, nombre de succès, type de proies attrapées).
• Si le succès d’une tentative n’est pas certain ou si la proie ne peut être identifiée, noter “inconnu” sur la fiche.
• Si l’oiseau rejoint une nouvelle aire d’alimentation, essayer de le suivre pour poursuivre les observations. Si cela s’avère
impossible, noter l’heure à laquelle l’observation s’est terminée. Si l’oiseau interrompt son alimentation, noter l’heure de
fin et chercher un autre oiseau.
• Après 10 minutes d’observation, localiser un autre oiseau en train de se nourrir et répéter la procédure.
• Essayer d’observer le comportement alimentaire d’au moins cinq individus différents et pendant 10 minutes pour chaque
individu.
• Faire une pause, si le travail doit se répéter toute la journée.
• Répéter ces observations quotidiennement, aux mêmes heures environ chaque jour, pendant 4 à 5 jours avant la
pulvérisation et 4 à 5 jours après. S’assurer que les observations dans la zone traitée et dans la zone non traitée sont
conduites plus ou moins simultanément.
CONSEILS
En cas de collecte d’oiseaux morts, prévoir:
• Une seringue de 20 ml pour injecter du formol dans l’abdomen et le crâne des spécimens prélevés.
• Une solution de formol à 5 % dans un récipient étanche (des gants jetables de caoutchouc, si disponibles).
• Plusieurs sacs de polythène solides avec moyens de fermeture (ex: attaches métalliques recouvertes de plastique). Il
est possible de fermer les sacs avec un nœud à leur extrémité s’ils ne doivent pas être réutilisés et s’il y en a
suffisamment.
• Des étiquettes solides en carton blanc et un crayon pour écrire les étiquettes.
Porter des vêtements adaptés aux conditions (de camouflage de préférence). Prendre des provisions et de l’eau.
C h a p t e r 1 2 LES O I SEAU R . D o u t hw a i t e a n d C . D ew h u r s t
COMPORTEMENT ALIMENTAIRE:
FICHE DE RELEVÉ
Espèce Date
Localité
Vitesse du vent Couverture nuageuse Observateur
Référence Heure Tentatives Tentatives Identité de la proie
cartographique d'alimentation réussies
Total
FAIRE DES COPIES DE CETTE FICHE POUR L’UTILISATION DETERRAIN
Ch a p i t r e 1 2 LES O I SEAUX R . D o u t hw a i t e e t C . D ew h u r s t
SILHOUETTES D’OISEAUX
PAGE 1
Ch a p i t r e 1 2 LES O I SEAUX R . D o u t hw a i t e e t C . D ew h u r s t
Date Heure Date Heure Date Heure
Emplacement Emplacement Emplacement
Habitat Habitat Habitat
Nombre d’individus observés Nombre d’individus observés Nombre d’individus observés
Taille, en fonction de: Taille, en fonction de: Taille, en fonction de:
Chant Chant Chant
Notes sur le comportement Notes sur le comportement Notes sur le comportement
SILHOUETTES D’OISEAUX
PAGE 2
Ch a p i t r e 1 2 LES O I SEAUX R . D o u t hw a i t e e t C . D ew h u r s t
Date Heure
Emplacement
Face ventrale
Habitat
Nombre d’individus observés
Taille, en fonction de:
Chant
Notes sur le comportement
Face dorsale
SILHOUETTES D’OISEAUX
PAGE 3
Ch a p i t r e 1 2 LES O I SEAUX R . D o u t hw a i t e e t C . D ew h u r s t
Date Heure
Emplacement
Habitat
Nombre d’individus observés
Taille, en fonction de:
Chant
Notes sur le comportement
SILHOUETTES D’OISEAUX
PAGE 4
Ch a p t e r 1 2 LES O I SEAU R . D o u t hw a i t e a n d C . D ew h u r s t
Date Heure
Emplacement
Habitat
Nombre d’individus observés
Taille, en fonction de:
Chant
Notes sur le comportement
Ligne de piégeage
À RETENIR
ÉQUIPEMENT: Compas à prismes, chaîne d’arpenteur de 30 m, piquets de balisage, feutre marqueur
indélébile, batteries de pièges Sherman, appâts, litière, sacs en tissu pour les animaux vivants, pesons à
ressort Pesola et sacs de polythène pour peser les spécimens, règle en métal/pied à coulisse pour
mesurer les spécimens, ciseaux pour marquer le pelage et liste des marquages disponibles pour
identifier les individus, crayon, carnet de notes, fiches de relevé, congélateur portatif, feuilles
d’aluminium ou solution de formol à 10 % dans des récipients en aluminium pour la conservation des
spécimens en vue d’une analyse de résidus, anesthésique, trousse de dissection, étiquettes.
Apparier les habitats des sites de piégeage, dans une zone traitée et une zone témoin séparées, pour
obtenir une végétation similaire en structure et en composition. Poser au moins 5 lignes de 10 points,
avec 2 pièges à chaque point (n = 100), à égale distance les unes des autres le long de transects et à
raison d’1 ligne pour 2 ha. Le positionnement de la première ligne est aléatoire.
Méthode
• Mesurer les distances entre les transects et les points à l’aide de
la chaîne d’arpenteur de 30 m. Espacer les pièges de 20 m dans les
habitats homogènes et de 15 m en présence de végétation plus 2 pièges tous les 20
complexe. Décrire la végétation autour des points de piégeage: mètres (2 pièges par point)
pourcentage de couvert, hauteur et espèces dominantes pour 100 m
chaque strate verticale (arbres, buissons, graminées, sol nu).
Effectuer le suivi sur au moins 2 parcelles traitées de 10 ha, pour
obtenir soit des échantillons répétés, soit des schémas
d’application différents.
• Positionner les pièges avec les portes au ras du sol, à 1 m des
piquets de balisage, le long des passages des animaux ou à
proximité de repères naturels (si possible). Camoufler les pièges
sous la végétation.Assigner à chaque piquet un numéro et inscrire 100 m
ce numéro sur les pièges correspondants à l’aide du feutre
marqueur indélébile. 200 m
• Mettre des appâts dans les pièges et poser les pièges au
crépuscule. Vérifier et poser de nouveau les pièges dès que Piégeage en ligne: transects dans un bloc
possible après l’aube, puis visiter les pièges toutes les 12 h pour de 10 ha dans un habitat homogène
obtenir des données sur 2 jours et 2 nuits. Remplacer les appâts
tous les jours si nécessaire. Astuce: Pour les campagnes de
piégeage de 2 jours, l’influence des facteurs environnementaux peut être réduite en utilisant deux groupes de lignes de pièges (ou
plus) et en choisissant les nuits de manière aléatoire sur une période de 4 jours. Effectuer un suivi des populations sur au moins
deux campagnes de piégeage avant traitement et deux campagnes après. Noter la position des pièges qui se sont
déclenchés sans avoir capturé d’animal.Vérifier le mécanisme.
• Mettre les captures dans des sacs en tissu (ou de grands sacs de polythène) pour effectuer les observations suivantes:
identification de l’espèce, détermination du sexe et évaluation de la capacité reproductive, poids et taille (longueur totale,
longueur de la tête et du corps, longueur de la queue, longueur du pied postérieur et longueur des oreilles).Vérifier si
l’animal porte une marque d’identification et pratiquer une nouvelle découpe aux ciseaux dans le pelage si nécessaire.
Transcrire toutes les informations sur les fiches de relevé dans les colonnes appropriées.
• Dresser une carte détaillée des zones étudiées indiquant les positions des points de piégeage sur les transects. Comparer
les taux de capture sur le site témoin et sur le site traité, avant et après traitement, (nombre d’individus capturés par 100
pièges-nuits) et la proportion d’individus recapturés pour chaque espèce (trier par sexe ou maturité sexuelle si le nombre
le permet). Calculer les masses corporelles moyennes pour chaque période.
C h a p i t r e 1 3 PET ITS MAMMIFÈRES ET CHAUVES - SOUR I S A . M cW i l l i a m
CONSEILS
Éviter de déranger la végétation le long des lignes de pièges.
Une équipe de deux personnes permet d’accélérer l’opération de relevage des pièges.
Les conditions météorologiques modifient les prises, consigner la pluviométrie, les températures, l’humidité, la
couverture nuageuse (et la vitesse du vent).
Attention: se protéger contre le tétanos, porter des gants pour éviter les morsures et se laver soigneusement les
mains après avoir manipulé les pièges ou les animaux, les petits mammifères peuvent transmettre des
maladies.
Ch a p i t r e 1 3 PET ITS MAMMIFÈRES ET CHAUVES - SOUR I S A . M cW i l l i a m
Carré de piégeage
À RETENIR
ÉQUIPEMENT: Compas à prismes, chaîne d’arpenteur de 30 m, piquets de balisage, feutre marqueur
indélébile, batteries de pièges Sherman, appâts, litière, sacs en tissu pour les animaux vivants, pesons à
ressort Pesola et sacs de polythène pour peser les spécimens, règle en métal/pied à coulisse pour
mesurer les spécimens, ciseaux pour marquer le pelage et liste des marquages disponibles pour
identifier les individus, crayon, carnet de notes, fiches de relevé, congélateur portatif, feuilles
d’aluminium ou solution de formol à 10 % dans des récipients en aluminium pour la conservation des
spécimens en vue d’une analyse de résidus, anesthésique, trousse de dissection, étiquettes.
Apparier les habitats des sites de piégeage, dans une zone traitée et une zone témoin séparées, pour
obtenir une végétation similaire en structure et en composition.
Dans la mesure du possible, installer deux grilles de traitement, pour obtenir soit des échantillons
répliqués, soit des schémas d’application différents.
Méthode
Tracer la grille de piégeage après avoir mesuré
la ligne de référence
• Vérifier que chaque grille de piégeage comprend au minimum
1 2 etc    7
7 x 7 points, avec deux pièges par point. Si le nombre de A
pièges disponibles le permet, étendre la grille à 10 x 10
B Ligne de 
points. Décrire la végétation par carré: pourcentage de référence
couvert, hauteur et espèces dominantes pour chaque strate etc
verticale (arbres, buissons, graminées, sol nu).
• À l’aide d’un compas à prismes, vérifier que les angles de la
grille sont bien à 90°. Construire la grille de piégeage à l’aide
de la chaîne d’arpenteur de 30 m: tracer tout d’abord la ligne
de référence, puis ajouter des rangées de piquets de balisage
G
permettant de positionner les points en ligne. Positionner les Positionner deux pièges 
points tous les 20 m si la végétation est homogène ou sur des à chaque intersection de 
terres agricoles; réduire l’espacement à 10-15 m dans les la grille, de A1 à G7. 
Agrandir la grille à 
habitats plus complexes. 10 x 10 points si le 
nombre de pièges 
disponibles le permet
20 m
Piège Sherman
Ch a p i t r e 1 3 PET ITS MAMMIFÈRES ET CHAUVES - SOUR I S A . M cW i l l i a m
Courtesy of H B Sherman Traps Inc.Tallahassee. Florida, USA
• Placer les pièges avec les portes au ras du sol, à 1 m des piquets de balisage, le long des passages des animaux ou à proximité
de repères naturels (si possible). Camoufler les pièges sous la végétation.Assigner à chaque piquet un numéro et inscrire
ce numéro sur les pièges correspondants à l’aide du feutre marqueur indélébile.
• Mettre des appâts dans les pièges et poser les pièges au crépuscule.Vérifier et poser de nouveau les pièges dès que possible
après l’aube, puis visiter les pièges toutes les 12 h. Remplacer les appâts si nécessaire; ils devront être renouvelés tous les
2 jours. Noter la position des pièges qui se sont déclenchés sans avoir capturé d’animal.Vérifier le mécanisme. Effectuer au
moins deux campagnes de piégeage avant traitement et deux campagnes après. Chaque campagne s’étend sur 4 nuits.
• Mettre les captures dans des sacs en tissu (ou de grands sacs de polythène) pour effectuer les observations suivantes:
identification de l’espèce, détermination du sexe et évaluation de la capacité reproductive, poids et taille (longueur totale,
longueur de la tête et du corps, longueur de la queue, longueur du pied postérieur et longueur des oreilles).Vérifier si
l’animal ne porte pas de marque d’identification et pratiquer une nouvelle découpe aux ciseaux dans le pelage si nécessaire.
Transcrire toutes les informations sur les fiches de relevé dans les colonnes appropriées.
• Dresser une carte détaillée de la zone de piégeage en centrant chaque carré de la grille sur un piège pour faciliter l’analyse
des données. Établir, grâce à la fréquence de recapture, la distinction entre les animaux de passage et ceux qui résident dans
la zone. Délimiter les territoires de chaque animal avant et après la pulvérisation, en fonction de leurs positions sur la grille
lors de la capture. Comparer leurs masses corporelles moyennes pour chaque période.
Piège Longworth
Corps du piège
Tunnel
(trappe ouverte)
Pierre ou bout de bois
pour isoler du sol le
corps du piège
CONSEILS
Éviter de déranger la végétation sur la grille.Ne marcher que le long des rangées de pièges. Pour accélérer le relevage
des pièges, procéder avec deux opérateurs partant chacun à une extrémité de la grille et se rejoignant au milieu.
Les conditions météorologiques modifient les prises, consigner la pluviométrie, les températures, l’humidité, la
couverture nuageuse (et la vitesse du vent).
Attention: se protéger contre le tétanos, porter des gants pour éviter les morsures et se laver soigneusement les
mains après avoir manipulé les pièges ou les animaux, les petits mammifères peuvent transmettre des
maladies (leptospirose par contact avec les urines et maladie de Lyme véhiculée par les tiques).
C h a p i t r e 1 3 PET ITS MAMMIFÈRES ET CHAUVES - SOUR I S A . M cW i l l i a m
Suivi des populations de chauves-souris
À RETENIR
ÉQUIPEMENT: GPS, compas à prismes, chaîne d’arpenteur de 100 m, piquets de balisage ou pinceau
et peinture blanche pour marquage des points sur les transects, lampe frontale, détecteur de chauves-
souris et piles de rechange, chronomètre, thermomètre et anémomètre numériques pour mesurer la
température de l’air et la vitesse du vent, planchette à pince, crayon, fiches de relevé, dictaphone pour
enregistrer les notes (option).
Apparier les habitats dans une zone traitée et une zone témoin séparées, pour obtenir une végétation
similaire en structure et en composition sur au moins deux transects répétés dans chaque zone.
S’assurer que les zones témoins sont suffisamment éloignées des zones de traitement pour éviter une
dérive de pulvérisation sous le vent.
Tracer des transects d’au moins 1 km de long. Si les cartes correspondantes sont disponibles et si les
emplacements sont accessibles, sélectionner de manière aléatoire les points de démarrage de ces
transects sur des carrés d’1 km de côté. Sinon, sélectionner de manière aléatoire des segments
d’habitat linéaires: lisières de bois, chemins ou berges de cours d’eau.
Méthode
• Mesurer, délimiter et reporter sur la carte des transects avec 15 à
20 points de comptage si le suivi n’est pas conduit sur toute la
longueur. Utiliser, selon le cas, la chaîne d’arpenteur, le compteur
kilométrique d’un véhicule ou le GPS.Décrire la végétation sur 50
m de transect ou autour des points de comptage: pourcentage de
couvert, aspect découvert, hauteur et espèces dominantes pour
chaque strate verticale (arbres, buissons, graminées, sol nu).
Vérifier que les points de comptage sont espacés d’au moins 100
m et que les transects sont espacés de 250 m.
• Si l’activité des chauves-souris est estimée à l’aide d’un détecteur
à bande étroite, régler l’appareil sur une fréquence commune au
spectre d’écholocation du plus grand nombre d’espèces possible Transects pour le comptage des chauves-
(en général 40 ou 45 kHz). En présence d’un ensemble d’espèces souris. Méthode du point d’écoute
très diverses, tester différentes fréquences pendant des périodes
de temps égales ou utiliser un détecteur à large bande pour
couvrir toutes les fréquences du spectre (ce type d’instrument est cependant moins sensible). Si le suivi est continu et se
déroule lors du parcours des transects, sélectionner une durée ou une distance adaptée pour effectuer le sous-
échantillonnage. Il est également possible, si les conditions autorisent la méthode des points d’écoute, de rester sur chaque
point pendant 5 minutes. Cette durée peut être réduite à 2 minutes (pas moins) s’il est besoin de couvrir de nombreux
sites et si les passages de chauves-souris sont suffisamment fréquents.
• Démarrer le suivi à une heure fixe chaque nuit, de 15 à 30 minutes après le coucher du soleil. Estimer la couverture
nuageuse et les phases de la lune, mesurer la température de l’air et la vitesse du vent, au moins au départ et à la fin de
chaque transect.De préférence, prendre la température à chaque point d’écoute ou segment de transect.Noter le nombre
de passages de chauves-souris par segment de transect ou sur chaque point d’écoute. Faire la différence entre les échos
émis par les chauves-souris en quête de nourriture de ceux émis par les chauves-souris de passage. Échantillonner des
transects répétés dans la zone traitée et dans la zone témoin, si possible lors de nuits consécutives tirées au hasard.Vérifier
que chaque transect a bien été suivi pendant au moins deux campagnes de 4 nuits avant traitement et deux campagnes
après.
• Comparer l’activité des chauves-souris par traitement statistique non paramétrique (nombre moyen et nombre total de
passages de chauves-souris par unité de temps ou de distance) lors des recensements menés avant et après le traitement
et sur le site traité et le site témoin, dans la mesure où les données provenant des transects répétés sont homogènes.
L’analyse de la covariance permet de ne pas tenir compte des variables concernant la météorologie ou l’habitat.
C h a p i t r e 1 3 PET ITS MAMMIFÈRES ET CHAUVES - SOUR I S A . M cW i l l i a m
CONSEILS
Position du détecteur: pointer le microphone vers le ciel à un angle de 45° et, soit marcher à vitesse régulière, soit
utiliser l’appareil toujours de la même manière sur les points d’écoute: balayer l’espace avec l’instrument en formant
un cercle autour de l’axe du corps.
Conditions météorologiques: éviter les observations lors des nuits pluvieuses qui perturbent l’activité des chauves-
souris.
Sécurité: porter des vêtements adaptés, utiliser un insectifuge contre les moustiques dans les tropiques, vérifier la
sécurité des zones échantillonnées et, dans les parcs naturels, suivre les transects dans des véhicules le long des pistes
existantes. Pour des raisons de sécurité, travailler à deux.
C h a p i t r e 1 3 PET ITS MAMMIFÈRES ET CHAUVES - SOUR I S A . M cW i l l i a m